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Artículo de método

Métodos electrofisiológicos para evaluar el bloqueo del dolor periférico en una rata anestesiada

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DOI:

10.3791/68740

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21 de noviembre de 2025

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1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

En este artículo

Resumen

Aquí presentamos un método para evaluar la activación y bloqueo de axones sensoriales en nervios periféricos en experimentos agudos, anestesiados y in vivo con ratas, utilizando dos tipos de mediciones electrofisiológicas espinales que pueden discriminar la actividad de subtipos de fibras nerviosas: Potenciales de Campo Local y registros neuronales individuales de rango dinámico amplio.

Resumen

Los registros electrofisiológicos in vivo de la región lumbar de la columna de la rata pueden utilizarse para estudiar la activación de señales neuronales sensoriales en las extremidades posteriores, así como la eficacia de intervenciones terapéuticas que interrumpen las señales de dolor ascendentes.

Aquí describimos los procedimientos quirúrgicos (laminectomía y exposición al nervio ciático), la recopilación de datos y el análisis de dos señales electrofisiológicas complementarias: registros de potencial de campo local y registros de neuronas individuales de amplio rango dinámico. Ambos diferencian la activación de subclases de fibras nerviosas en función de la velocidad de conducción relativa a un pulso de estimulación eléctrica.

Los potenciales de campo local (LFP) pueden diferenciar entre fibras nerviosas A α/β y C, pero no pueden detectar la actividad de Aδ. Proporcionan información sobre la activación global de toda la ciática. Tras la estimulación eléctrica directa del nervio ciático utilizando un electrodo bipolar tipo J-cuff, se calculan las mediciones del área bajo la curva de los dos valles correspondientes a cada componente.

Las grabaciones de neuronas individuales de rango dinámico amplio (WDR) evalúan la actividad de un subconjunto de activación ciática y pueden diferenciar los tipos de fibras Aα/β, Aδ y C. La estimulación eléctrica puede aplicarse directamente a la ciática como en la LFP, o mediante electrodos de aguja colocados en la superficie plantar de la pata trasera. Esta señal de mayor frecuencia produce picos elevados de potencial de acción señal-ruido. Los conteos de picos dentro de ventanas de latencia predefinidas reflejan el nivel de actividad de los distintos tipos de fibra.

Hasta la fecha, estas técnicas se han utilizado para evaluar las propiedades temporales de tres modalidades diferentes de bloqueo del dolor: bloqueo nervioso eléctrico de corriente continua usando un electrodo de interfaz nerviosa separada por carbono (CSINE) hecho a medida, corriente alterna de frecuencia kilohercio y fotobiomodulación con un láser de 830 nm. Esta preparación quirúrgica se ha utilizado para intervenciones de bloqueo nervioso durante hasta 5 horas.

Introducción

Bloquear directamente las señales de dolor en los nervios periféricos antes de alcanzar la médula espinal tiene potencial para varias aplicaciones en el tratamiento del dolor, como la osteoartritis de rodilla y el síndrome del miembro fantasma 1,2,3,4 tras la amputación. En general, estas intervenciones de terapia del dolor reducirían o eliminarían los efectos secundarios sistémicos observados en los anestésicos y analgésicos farmacéuticosactuales 1,2.

Se pueden registrar dos tipos de mediciones electrofisiológicas complementarias desde la médula espinal lumbar para evaluar la activación sensorial periférica: potenciales de campo local (LFP)3,4 y registros de neuronas individuales de rango dinámico amplio (WDR)5,6,7. La LFP puede registrarse a partir de las columnas dorsales espinales. Se utilizan para medir la activación de todo el nervio ciático; la LFP representa las respuestas de muchas células, incluyendo potenciales postsinápticos excitatorios en las dendritas y potenciales de acción registrados en las terminales del soma y el axon. Se han utilizado para estudiar la neuroplasticidad de la médulaespinal 3 y los efectos mitigadores del dolor de la estimulación eléctrica de la médulaespinal 8. A partir de las señales LFP, se puede medir la amplitud de grandes Aα/β mielinizadas, así como la amplitud de las fibras Cno mielinizadas 3. Las neuronas WDR están presentes en el cuerno dorsal de la médula espinal L4 y L5. Estas neuronas son multirreceptoras; reciben y transmiten fielmente la entrada de todas las subclases de neuronas sensoriales: fibras Aδ y C nociceptivas, y fibras Aα/β nonociceptivas 7,9,10,11. Por lo tanto, basándose en la latencia respecto al estímulo sensorial, la actividad de las neuronas WDR proporciona información detallada sobre la actividad sensorialperiférica 5. Estos registros se han utilizado anteriormente para evaluar bloques sensoriales utilizando corriente continua (DC)9 y corriente alterna de frecuencia kilohercios (KHFAC)10. Ambas técnicas utilizan la latencia de las señales grabadas para discriminar entre las distintas subclases de fibras sensoriales periféricas del nervio; esto se debe a las diferentes velocidades de conducción de las subclases de fibrasnerviosas 12. Las señales son complementarias porque los registros de LFP reflejan la actividad de todo el nervio ciático, pero solo pueden distinguir Aα/β de las fibras C y no detectan Aδ,13,14. Al mismo tiempo, los registros de WDR reflejan la actividad de una subpoblación de fibras del nervio ciático, pero pueden discriminar las fibras Aα/β, Aδ yC-fibras 7,9,10,11. Esta desventaja puede superarse mediante matrices de electrodos multicontacto para registrar simultáneamente múltiples neuronasWDR 15.

Diferentes subtipos de fibras nerviosas periféricas transmiten distintos tipos de señales sensoriales o motoras. Por ejemplo, las fibras sensoriales grandes y mielinizadas transmiten señales táctiles, mientras que las fibras más pequeñas y no mielinizadas transmiten señalesde dolor 16, 17 y 18. Al evaluar tecnologías de bloqueo nervioso, es importante entender qué subtipos de fibras se ven afectados principalmente, ya que sería clínicamente ventajoso bloquear las señales de dolor mientras se preserva la sensación táctil. Además, se han observado propiedades temporales complejas del bloqueo nervioso periférico. Por ejemplo, la lidocaína anestésica local bloquea inicialmente solo las fibras C no mielinizadas, y luego procede a bloquear las fibras mielinizadasmás tarde 19. Tras un bloqueo completo de todas las fibras nerviosas con lidocaína, también se han observado diferencias en el tipo de fibra en la recuperación del bloqueo20. La técnica electrofisiológica descrita aquí permite a los investigadores dilucidar las propiedades temporales de las metodologías de bloqueo nervioso periférico en las distintas subpoblaciones de fibras nerviosas sensoriales. Hasta la fecha, hemos utilizado este método para evaluar bloques usando bloques eléctricosde corriente continua 21,22, corriente alterna de frecuencia kilohertz bloque23 y fotobiomodulación usando longitudes de onda infrarrojascercanas 24,25. Estas técnicas también serían adecuadas para investigar otras intervenciones que actúan localmente sobre un nervio periférico, como el frío, el calor e inyeccionesquímicas 26,27,28.

La evaluación de terapias para nervios periféricos suele emplear modelos de enfermedadinflamatoria 29 o dolor neuropático30 combinados con pruebas conductuales de hipersensibilidad mecánica ytérmica 31. Los métodos electrofisiológicos descritos aquí pueden cuantificar los cambios en la actividad neural que contribuirían a una reducción de la sensación de dolor. Además, pueden proporcionar datos útiles sobre cualquier efecto indeseable del bloqueo nervioso periférico, como el bloqueo de fibras sensoriales grandes implicadas en la sensación táctil.

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Protocolo

Este protocolo que involucra experimentos con animales fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Case Western Reserve (CWRU). Case Western Reserve University es una institución acreditada por AAALAC y cumple con las leyes y regulaciones federales, estatales y locales apropiadas, así como con las políticas institucionales. Nuestro grupo de investigación fue formado y certificado por el personal de CWRU. Al trabajar en protocolos aprobados por IACUC, seguimos la política del Servicio de Salud Pública y la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (8ª edición)32.

NOTA: Los parámetros de ventilación, anestesia y otros medicamentos descritos aquí se han utilizado con éxito en ratas adultas de ambos sexos en un rango de peso de 350-500 g.

1. Anestesia y ventilación

  1. Induce anestesia en una caja acrílica sellada con isoflurano al 5%. Una vez que la rata esté completamente inconsciente, pasa a un cono nasale para afeitarse. Con una máquina de cortar eléctrica, retira el pelo de la espalda y la pata trasera izquierda desde la cresta ilíaca hasta la articulación de la rodilla.
    NOTA: La rata está lista para la intubación cuando la respiración espontánea ocurre a un ritmo de 15-30 respiraciones por minuto.
  2. Intuba a la rata en posición supina con la vaina de un catéter angiocath IV de 14 G (un catéter de 16 G puede ser más adecuado para animales pequeños) y un laringoscopio con una hoja tamaño Miller 0 o 00.
  3. Para mejorar la visibilidad de las cuerdas vocales, apoya suavemente la lengua hacia arriba usando pinzas que no aplasten. Valida la intubación por la excursión torácica y la frecuencia ventilatoria, que coincide con la tasa de elevación del pecho.
  4. Utilice ventilación a presión positiva a una velocidad de 60/min y un volumen de 3-5 cc/stroke, manteniendo la concentración de isoflurano entre el 1% y el 3%.
  5. Cateterizar una vena caudal caudal lateral con un catéter intravenoso de 22 G. Para mejorar la visibilidad, limpia la vena caudal en el lado lateral de la cola con agua tibia y alcohol isopropílico al 70%.
  6. Inyecta aproximadamente 1 mL de solución salina estéril mientras monitorizas cuidadosamente el flujo a través del catéter. Cualquier edema indica una colocación incorrecta del catéter.
  7. Utilizando un tubo de polietileno, conecta el catéter insertado a una jeringuilla de solución de rocuronio (2 mg/mL) montada en un driver de jeringuilla. No empieces la infusión hasta estar listo para realizar las grabaciones espinales.

2. Cirugía

NOTA: Todos los procedimientos quirúrgicos deben realizarse en la placa base de un aparato estereotáxico de animales pequeños. El resto del equipo estereotáxico puede ensamblarse en etapas a medida que avanza la cirugía.

  1. Cirugía de columna
    1. Para un cirujano diestro, coloca la rata con la cola a la derecha y la cabeza a la izquierda. Un cirujano zurdo puede preferir colocar la rata con la cabeza hacia la derecha.
    2. Palpa la costilla más caudal en el flanco izquierdo de la rata y sigue hasta la columna vertebral. Con un bisturí, realiza una incisión en la línea media de aproximadamente 60 mm centrada en este punto.
    3. Utiliza el bisturí para raspar el tejido de los procesos espinosos. Usa tijeras para exponer las costillas y localizar la costilla más caudal.
    4. Utilizando la técnica de disección roma (insertar tijeras cerradas y luego tijeras abiertas para separar el tejido), confirma la costilla caudal visual y táctilmente. Utilice un microscopio quirúrgico en este paso (aumento de 3,5x-45x). La costilla caudal se une al aspecto rostral de la vértebra T13. Marca el proceso espinoso T13 con un rotulador permanente.
    5. Estabiliza la columna con pinzas espinales en las vértebras T11 y L4. Para ello, utiliza la disección roma para crear un bolsillo a ambos lados de cada vértebra.
    6. Deslicen los dos postes verticales con montajes base en la pista en T de la plataforma estereotax, alineen con las vértebras T11 y L4, pero no aprieten las cosas. Inserta los ejes cilíndricos de las pinzas de las vértebras en las pinzas del poste, pero no aprietas.
    7. Comenzando por T11, sujeta la columna con pinzas dentadas, inserta las mandíbulas de las pinzas a ambos lados de las vértebras, aproximadamente a 45° de la vértebra T13, y aprieta las mandíbulas de la columna vertebral. Luego aprieta el eje de la pinza de columna en la abrazadera de poste. Repite este proceso para la vértebra L4.
    8. Eleva ambos pinzas de poste para levantar la columna de modo que el torso de la rata quede sostenido mediante las pinzas de la columna (Figura 1A). Esto reduce los artefactos de movimiento relacionados con la respiración en los registros electrofisiológicos.
    9. Marque la posición rostro-caudal de los procesos espinosos T13 y L1 utilizando suturas individuales en la superficie muscular laterales a la columna.
      NOTA: Los puntos de referencia del proceso espinoso serán eliminados durante la laminectomía.
  2. Laminectomy
    1. Posiciona temporalmente el marco estereotáxico en forma de U para que el raíl horizontal pueda apoyarse los talones de las manos mientras se realiza este delicado procedimiento (Figura 1B). Debe ser retirado antes de la cirugía del nervio ciático.
    2. Despejar el músculo y el tejido conectivo de la superficie de las láminas vertebrales entre T12 y L3 usando pinzas dentadas, tijeras y raspado con bisturí. Bajo un microscopio quirúrgico, utiliza el método de Rongeurs de Friedman-Pearson para extraer las láminas vertebrales de L2 a T13.
    3. Para empezar, coloca los rongeurs cerca de la horizontal y toma pequeñas mordidas de la parte caudal de L2, donde se solapa con L3. Extiende la laminectomía rostralmente para exponer la línea media de la médula espinal, teniendo cuidado de minimizar la presión sobre la médula y eliminando regularmente fragmentos óseos de los guardabosques.
    4. Finalmente, extiende la laminectomía lateralmente 2 mm a cada lado de la línea media. Retira la duramadre de la médula espinal expuesta usando pinzas finas y tijeras de resorte.
    5. Encierra la duramadre antes de hacer cualquier corte. Una pequeña cantidad de líquido cefalorraquídeo fluirá desde la duramadre tras el primer corte. Absorbe suavemente esto con un trozo retorcido de tejido sin pelusa antes de retirar la sección restante de duramadre.
    6. Cubre la laminectomía con un trozo de tejido humedecido con suero hasta que termine el periodo de registro electrofisiológico.
  3. Cirugía del nervio ciático
    1. Quita el marco estereotáxico en forma de U para acceder a la pata del animal. Exponer el nervio ciático a la mitad del muslo haciendo una incisión con un bisturí (Figura 1C). Despejar el tejido conectivo del nervio mediante una disección roma. La cantidad de nervio expuesto dependerá de si el nervio está siendo estimulado eléctricamente.
    2. Coloca el dispositivo para un bloqueo nervioso junto al nervio expuesto. Asegúrese de que el electrodo de estimulación y el dispositivo de bloqueo nervioso estén ambos próximos al punto de ramificación en el que la ciática se divide en los nervios tibial, sural yperoneo 33. Sustituye el marco estereotaxico y añade el brazo estereotaxico para preparar grabaciones electrofisiológicas (Figura 1D).
    3. Realiza la estimulación para los registros neuronales de WDR, ya sea en la superficie plantar de la pata trasera o mediante estimulación directa de la ciática usando un electrodo del manguito nervioso. Para las grabaciones de la fibra de luz (LFP), realiza la estimulación directa del nervio porque la activación mediante la estimulación del pie hace que la muesca de la fibra C se vuelva demasiado difusa para detectarla.
    4. Si la estimulación sensorial se aplica directamente al nervio ciático, coloca un electrodo bipolar de platino tipo J-cuff hecho a medida alrededor del nervio34, con contacto expuesto de 1 mm x 3 mm (electrodos comparables para manguito nervioso pueden fabricarse a medida por MicroProbes for Life Science, Gaithersburg, MD, o World Precision Instruments, Sarasota, FL).
    5. Para una estimulación nerviosa directa más eficaz, asegúrese de que el electrodo se coloque proximamente al punto de rama en el que la ciática se divide en los nervios tibial, sural yperoneo 33.
    6. Para la estimulación plantar, inserta dos electrodos de aguja de acero inoxidable de 13 mm, dentro delquinto y fueradel cuarto dígito, cerca de la superficie plantar.

3. Estimulación eléctrica

  1. Si se utiliza estimulación del manguito nervioso, inicie una infusión sistémica de solución de rocuronio (2 mg/mL a una dosis de 1-1,4 mL/h). La infusión sistémica de rocuronium debería hacer efecto en un plazo de 30-60 segundos. Busca movimiento relacionado con la estimulación en la pata trasera y ajusta la velocidad de infusión según sea necesario para asegurarte de que se elimine todo movimiento.
  2. Aplicar estimulación eléctrica controlada por corriente tanto en la superficie plantar del pie como en el nervio ciático utilizando un estimulador de pulso rectangular aislado bifásico, utilizando parámetros de estimulación: ancho de pulso 1-5 ms, frecuencia de pulso 0,1-0,2 Hz, amplitud 1-10 mA de pico a pico.
  3. Ajustar los parámetros de estimulación durante los registros electrofisiológicos, descritos en la siguiente sección, para asegurar la máxima estimulación de todos los subtipos de fibras.
  4. El estimulador tiene una señal de salida de disparo, separada del pulso de estimulación controlado por corriente. Conecta esto al dispositivo de adquisición de datos para sincronizar los datos electrofisiológicos con el pulso de estimulación. Consulta la siguiente sección para más detalles.

4. Registros electrofisiológicos

  1. Inserta agujas hipodérmicas (21 G, 1 1/2 pulgada) en el músculo de cada lado de la columna, paralelas a la columna. Conecta la aguja de tierra a la carcasa metálica de cada una de las etapas de la cabeza.
  2. Conecta la aguja de referencia a cada una de las entradas de referencia en las etapas de la cabeza. Cada uno de los 8 canales del amplificador tiene su propio puerto de salida BNC, conectado a un canal analógico-digital separado en el dispositivo de adquisición de datos.
  3. Digitaliza las señales de forma continua (frecuencia de muestreo de 20 kHz) y la visualización (software Spike2). Usando un cable BNC, conecta la salida de pulso de disparo (etiquetada como 'TRIG OUT') desde el estimulador de pulsos aislado a uno de los canales de entrada digitales del dispositivo de adquisición de datos.
  4. En el software, configura el canal de disparo para grabar eventos. Esto permitirá analizar las señales LFP o WDR en relación con el tiempo de cada estimulación eléctrica.
    NOTA: Las grabaciones LFP y WDR pueden realizarse con la misma matriz de microelectrodos personalizada (matriz multielectrodos 1 x 8, espaciado de 500 μm entre ejes, impedancia de 1 MΩ, hecho a medida). La profundidad de penetración y los ajustes del filtro pasa banda del amplificador son las diferencias clave entre tipos de señal. La matriz se mantenía y conectaba al estereoscógrafo mediante un conector impreso en 3D personalizado (Figura 2A). Sin embargo, existe una alternativa comercialmente disponible (Figura 2B, Soporte estándar de electrodos [Tabla de materiales]).
  5. Para las LFP, insertar la matriz orientada en dirección rostrocaudal, con el electrodo más rostral al nivel de la sutura que marca el proceso espinoso T13, como cerca de la línea media sin dañar el vaso sanguíneo mediano. Las señales más fuertes se encuentran entre la superficie del cordón y una profundidad de 300 μm.
  6. Ajusta los filtros pasa banda en el amplificador a 10-100 Hz, con 1.000x de ganancia. Añade un filtro muesca de 60 Hz (o 50 Hz, según la ubicación geográfica) para eliminar el ruido de la red eléctrica. La calidad de la intensidad de la señal variará en la matriz. Selecciona la mejor señal para un análisis posterior.
  7. Las neuronas WDR están distribuidas a lo largo del agrandamiento lumbar de la médula espinal, en el cuerno dorsal desde 600-1200 μm de profundidad y de 200-800 μm de lateral a media, ipsilateral a la estimulación. Ajusta los filtros pasa banda en el amplificador a 300-10.000 Hz, con una ganancia de 10.000x. Utiliza también un filtro de muesca para estas grabaciones, aunque el ruido de la red eléctrica suele eliminarse mediante el filtro pasabanda.
  8. Ajusta los parámetros de estimulación mientras observas la señal electrofisiológica. Ajusta la amplitud de estimulación y el ancho del pulso para asegurar la máxima activación de todos los subtipos de fibras nerviosas.
    NOTA: Las fibras mielinizadas grandes (Aα/β) tienen los umbrales de activación más bajos, seguidas por las fibras mielinizadas pequeñas (Aδ). Las fibras C no mielinizadas requieren anchos y amplitudes de pulso de estimulación mayores para generar potenciales de acción mediante estimulación eléctrica.
  9. A partir de 1 ms de ancho de pulso, aumenta la amplitud hasta que se detecten todos los componentes de la señal. Si no se pueden ver las fibras C de umbral superior, aumenta el ancho del pulso de estimulación.
  10. Para la grabación LFP, observa la latencia corta y la respuesta de la fibra A de bajo umbral entre 40 y 100 ms, y la latencia más larga y la respuesta de fibra C de alto umbral entre 150 y 350 ms (Figura 3B)3,8.
  11. Para las grabaciones de WDR, se utilizan las siguientes latencias post-estímulo para identificar subtipos de fibras nerviosas: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms, y C: 100-500 ms (Figura 3C)5,6,7.

5. Bloqueo del nervio periférico

  1. Utilizando un electrodo de interfaz nerviosa separada por carbono (CSINE)21, aplicar corriente catódica continua de 0,1-5 mA al nervio ciático, proximal al manguito estimulante (si procede). Ejemplos de ensayos por bloques de grabaciones LFP y WDR se muestran en la Figura 4 y la Figura 5.

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Resultados

Los datos generados mediante este protocolo permiten evaluar la cantidad relativa de bloqueo para subclases de fibras nerviosas sensoriales. También permite evaluar las propiedades temporales del bloque; tanto la tasa a la que se induce el bloqueo como la tasa de recuperación tras la suspensión del estímulobloqueante 35. Para las mediciones de LFP, la activación de las fibras se determina calculando el área bajo la curva para el periodo de tiempo específico corres...

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Discusión

Este método describe la recopilación de dos señales electrofisiológicas complementarias que pueden utilizarse para medir la eficacia de intervenciones potencialmente terapéuticas para bloquear señales sensoriales en los nervios periféricos.

Los potenciales de campo local (LFP) pueden registrarse desde las columnas dorsales de la columna usando microelectrodos de alta impedancia (1 MΩ). Se utilizan para medir la activación de todo el nervio ciático; la LFP repr...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo contó con el apoyo de NIH NINDS R01NS116009.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1 matriz multielectrodo de 8, 500 y micro; M espaciado entre ejes y nbsp;MicrosondasProducto personalizadoMatriz personalizada de microelectrodos  
14 g de catéter angiográficoBencton DickinsonSKU: 381164, GTIN: 382903811649
Bioamplificador de 8 canalesInstrumentos de Precisión MundialISO-DAM8AEscenario principal
AmScope SM-6T serie triocular zoom microscopio estereoscópico 3,5-45x Aumento con brazo articulado y luz anularAmscopeSM-8TW2-144SMicroscopio quirúrgico
Dispositivo de adquisición de datos  Cambridge Electronic DesignPotencia1401-3A
Pinzas Dumont #5Herramientas Científicas Fines11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (talla de copa de 1mm)Herramientas Científicas Fines16021-14
Ventilador de aparatos HarvardAparatos de Harvard Modelo 683
Isoflurane, USPPiramel Cuidados Críticos66794-017-25
LaringoscopioSarnova HC301-B802
Hoja de laringascopio Miller 00Sarnova HC301-B5100-20
Agujas subdérmicas emparejadasRhythmLinkRLSND121-1.0Electrodos de aguja de acero inoxidable de 13 mm  
Rocuronium bromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Electronic Design
Estimulador de pulso aislado de onda cuadrada  Sistemas AMModelo 2100Estimulador de pulsos rectangular aislado bifásico
Plataforma estereotáxica   with  soportes base ajustables  con poste y pinzaDavid Kopf InstrumentsModelo 982
SureSite IV 22G x 1" catéter de seguridad  MedlineDYNA2210022 G de catéter intravenoso y nbsp;
Porta-sucultoresCole ParmerModelo 74900
Micro manipulador ultra preciso
resolución de 10 micras		David Kopf InstrumentsModelo 961
Soporte universalDavid Kopf InstrumentsModelo 1772 Conector alternativo impreso en 3D  
Marco estereotáxico en forma de U  David Kopf InstrumentsModelo 1430
Tijeras de muelle Vannas - filo de corte de 2 mmHerramientas Científicas Fines15000-03 
Pinzas de vértebras y nbsp;David Kopf InstrumentsModelo 986C 

Referencias

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