Artículo de método

Un procedimiento de punto de acupuntura sensibilizado visualizado para la osteoartritis de rodilla: evaluaciones conductuales, térmicas y moleculares

DOI:

10.3791/68967

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29 de agosto de 2025

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1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Traditional Chinese Medicine, Air Force Medical Center

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudio detalla un método de fijación en ratas adecuado para fotografiar acupuntura y termografía infrarroja. Además, demuestra que la electroacupuntura en puntos de acupuntura sensibilizados inhibe el dolor inflamatorio local.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La osteoartritis de rodilla (KOA), una de las principales causas de dolor musculoesquelético y discapacidad funcional en todo el mundo, sigue siendo difícil de manejar debido a la eficacia limitada de las intervenciones farmacológicas y quirúrgicas actuales para lograr un alivio sostenido del dolor. Aunque la acupuntura ha demostrado ser prometedora clínicamente para aliviar el dolor relacionado con KOA, sus mecanismos subyacentes requieren una mayor elucidación. La aplicación de acupuntura a los puntos de acupuntura sensibilizados puede mejorar notablemente la eficacia de la terapia. Este protocolo establece un modelo de rata de KOA a través de la inyección intraarticular de monoyodoacetato de sodio (MIA) y describe sistemáticamente un protocolo de acupuntura dirigido a puntos de acupuntura sensibilizados, incluidos métodos de restricción, localización de puntos de acupuntura y parámetros de acupuntura. La eficacia terapéutica se evaluó exhaustivamente a través de evaluaciones conductuales del dolor, análisis termográfico infrarrojo de la articulación de la rodilla, detección de citoquinas inflamatorias en suero y examen histopatológico del tejido cartilaginoso. Los resultados indican que la acupuntura en puntos de acupuntura sensibilizados alivia significativamente los fenotipos de dolor en ratas modelo inducidas por MIA al inhibir la liberación de mediadores proinflamatorios, bloquear la transmisión de señales nociceptivas, mejorar la microcirculación sanguínea, regular la temperatura articular local y retrasar la degeneración articular.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La osteoartritis de rodilla (KOA), un trastorno articular degenerativo prevalente, se caracteriza por inflamación crónica y patología de toda la articulación, que incluye erosión del cartílago, remodelación ósea subcondral, desarrollo de osteofitos e inflamación sinovial 1,2. Clínicamente, los pacientes suelen presentar dolor, debilidad muscular, inestabilidad articular, rigidez matutina transitoria y limitaciones funcionales progresivas. La KOA impone una carga mundial sustancial de enfermedad, que afecta a aproximadamente 365 millones de personas con discapacidad funcional, y los modelos epidemiológicos predicen un aumento del 74,9% en el número de casos desde las líneas de base de 2020 para mediados de siglo 20503. En particular, si bien el dolor sirve como el principal motivador del tratamiento4, simultáneamente exacerba la discapacidad funcional, comprometiendo profundamente múltiples dominios de calidad de vida a través de la movilidad deteriorada y la capacidad de actividad diaria reducida. En consecuencia, las estrategias terapéuticas tienen como objetivo aliviar el dolor, restaurar la función y retrasar la progresión de la enfermedad5. La farmacoterapia de primera línea actual incluye analgésicos, antiinflamatorios no esteroideos, condroitina y sulfato de glucosamina, y corticosteroides intraarticulares para reducir el dolor y la inflamación6. Sin embargo, el uso prolongado de estos agentes se ve limitado por riesgos iatrogénicos significativos, en particular complicaciones gastrointestinales y eventos adversos cardiovasculares7, lo que subraya la necesidad crítica de alternativas terapéuticas más seguras y sostenibles.

La acupuntura y la electroacupuntura se han utilizado ampliamente en el tratamiento de la osteoartritis, demostrando su eficacia para aliviar el dolor de rodilla y mejorar la funcionalidad de las articulaciones 8,9, y la Organización Mundial de la Salud (OMS) reconoce la artritis como una condición prioritaria para la terapia de acupuntura. Como objetivos y efectores de estimulación, los puntos de acupuntura siguen siendo fundamentales para la investigación de la acupuntura, donde su apariencia morfológica, dimensiones espaciales y capacidad de respuesta funcional experimentan cambios dinámicos durante los estados de enfermedad, un fenómeno denominado "sensibilización de los puntos de acupuntura"10,11. Críticamente, este proceso de sensibilización modula el área del campo receptivo y la capacidad de respuesta terapéutica de los puntos de acupuntura, determinando así la eficacia del tratamiento. Estudios preclínicos previos12,13 demostraron sensibilización en Yanglingquan (GB34, ubicado en la depresión anterior e inferior a la cabeza del peroné, cerca del lado lateral de la extremidad posterior) y Zusanli (ST36, ubicado en el lado anterior de la pierna, el borde lateral del ligamento rotuliano está deprimido hasta el punto medio anterior, 3/16 de la articulación del tobillo) en modelos animales KOA. Las imágenes de manchas láser revelaron una perfusión sanguínea local elevada en estos puntos de acupuntura, mientras que las imágenes fotoacústicas paradójicamente no mostraron alteraciones estructurales significativas en la microcirculación, lo que sugiere que los cambios microcirculatorios durante la sensibilización del punto de acupuntura en KOA son principalmente funcionales en lugar de estructurales. Las investigaciones sobre los mecanismos subyacentes requieren el uso de modelos de ratas; sin embargo, el cumplimiento deficiente del procedimiento en animales da como resultado una inversión de tiempo considerable. Para abordar estas limitaciones, se desarrolló un aparato de inmovilización de ratas, diseñado específicamente para facilitar el acceso a los puntos de acupuntura de las extremidades inferiores y mejorar la eficiencia de los procedimientos de electroacupuntura.

La termografía infrarroja, como modalidad de imagen funcional, utiliza sensores infrarrojos sin contacto para detectar radiación térmica de regiones de interés predefinidas, con datos procesados por computadora que generan termogramas de pseudocolor para análisis cuantitativo14,15. Esta técnica permite el monitoreo no invasivo de los cambios hemodinámicos cutáneos mediante la medición de las variaciones de temperatura asociadas a las fluctuaciones del flujo sanguíneo en los tejidos cutáneos, vasculares y musculares16, facilitando así la evaluación visual de las alteraciones microcirculatorias funcionales en los puntos de acupuntura. En este estudio, la sensibilización al dolor en los puntos de acupuntura GB34 y ST36 se validó primero utilizando un algómetro electrónico, seguido de la aplicación combinada de tinción verde rápida de safranina O, análisis de IL-1β y TNF-α, imágenes termográficas infrarrojas y evaluaciones conductuales relacionadas con el dolor para investigar los efectos analgésicos de la estimulación con electroacupuntura en los puntos de acupuntura GB34 y ST36 en ratas artrósicas de rodilla inducidas por yodoacetato monosódico (MIA).

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Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los protocolos experimentales fueron aprobados y supervisados rigurosamente por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Medicina China de Beijing (ID: bucm-2024091102-3197), y todos los procedimientos se adhirieron estrictamente a la Guía de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) para el cuidado y uso de animales de laboratorio. En este estudio se utilizaron treinta ratas Sprague-Dawley macho (rango de peso: 210-250 g). Los reactivos y equipos utilizados se enumeran en la Tabla de materiales.

1. Animales y grupos de experimentación

  1. Aloja a los animales en la instalación dedicada a los animales.
  2. Mantenga la temperatura ambiente a 22 °C ± 2 °C, la humedad relativa al 50%-60% y un ciclo de luz/oscuridad de 12 h. Proporcionar acceso ad libitum a alimentos y agua durante todo el estudio.
  3. Después de un período de aclimatación de 7 días, divida aleatoriamente las ratas en cinco grupos experimentales (n = 6 por grupo): grupo de control normal (Con), grupo de operación simulada (simulado), grupo modelo (MIA), grupo no fijo (NF) y grupo de electroacupuntura (EA).

2. Establecimiento de un modelo de KOA inducido por monoyodoacetato

  1. Coloque las ratas en una cámara de inducción. Anestesiar con isoflurano al 4% en oxígeno para la inducción, luego mantener por debajo del 1,5% -2,0% de isoflurano administrado a través de una mascarilla (siguiendo los protocolos aprobados institucionalmente).
  2. Fije las ratas en decúbito lateral izquierdo. Elimina el vello con una crema depilatoria suave en la articulación de la rodilla derecha y las áreas circundantes.
  3. Desinfecte la articulación de la rodilla derecha tres veces con povidona yodada de adentro hacia afuera, seguido de la repetición de los mismos pasos con etanol al 75%.
  4. Mantenga la rodilla derecha en flexión de 90°. Identificar el borde rotuliano inferior y la tuberosidad tibial. Avance una aguja de 22-G (0,7 mm × 30 mm) 3-5 mm en el espacio articular a través del borde lateral o medial del ligamento rotuliano en un ángulo de abordaje cutáneo de 30°-45°. Confirme la colocación intraarticular e infunda lentamente 50 μL de solución MIA (1 mg/50 μL). Para controles simulados, inyecte un volumen equivalente de solución salina estéril.
  5. Realice cinco manipulaciones pasivas del rango de movimiento para garantizar una dispersión uniforme del fármaco intraarticular. Regrese al animal a su jaula de origen para la recuperación postoperatoria.

3. Procedimiento para la fijación de ratas

  1. Asegure la rata en una funda de sujeción negra. Cree una abertura circular de 1,5 cm de diámetro en el cuadrante inferior derecho a través de la cual se exterioriza la extremidad posterior derecha, como se muestra en la Figura 1A.
  2. Asegure las bridas de nailon emparejadas (5 mm × 300 mm), separadas 6,8 cm, a través de un marco de malla de plástico. Coloque la restricción superior en la región axilar y ancle la restricción inferior en la cintura pélvica, como se ilustra en la Figura 1B, C, E.
    NOTA: El grupo de NF no se somete a los procedimientos descritos en el paso 3.2.

4. Tratamiento de electroacupuntura

  1. Comience la intervención de electroacupuntura al cuarto día después de un proceso de fijación consecutivo de tres días.
  2. Realice una preparación aséptica en las regiones de acupuntura GB34 y ST36. Consulte la Figura 1D para obtener un mapeo anatómico de superficie estandarizado de estos loci.
  3. Inserte agujas de acupuntura estériles desechables (diámetro: 0,25 mm; longitud: 13 mm) en los puntos de acupuntura. Conecte GB34 al ánodo y ST36 al cátodo de acuerdo con el protocolo de electroestimulación (Figura 1G).
  4. Después de una sesión de electroacupuntura de 20 minutos, desactive el dispositivo. Separe los electrodos de los mangos de las agujas y retire con cuidado las agujas de acupuntura para completar el procedimiento terapéutico. Administre intervenciones diariamente durante dos semanas consecutivas.
    NOTA: A excepción del grupo NF, los tres grupos restantes no recibieron tratamiento, pero fueron inmovilizados durante 20 minutos diarios de la misma manera que el grupo EA.

5. Prueba de umbral de extracción mecánica (MWT)

  1. En un ambiente tranquilo a una temperatura ambiente de 24 °C ± °C, coloque las ratas en una plataforma de prueba de pie con un fondo de malla de acero inoxidable y un cuerpo de jaula de plástico orgánico.
  2. Estimule el área central de la pata trasera derecha o los puntos de acupuntura designados verticalmente utilizando la sonda de 0. mm de diámetro del detector electrónico de dolor Electric Von Frey. Aumente gradual y uniformemente la intensidad de la estimulación hasta que se observe una respuesta de evitación de la retirada de las patas. Registre el valor que se muestra en este momento como umbral de extracción mecánica.
    NOTA: Cada rata se mide una vez a intervalos de 10 minutos, con la media de tres ensayos consecutivos designados como resultado final.

6. Prueba de latencia de retirada de patas (PWL)

  1. Aclimate a las ratas en la plataforma térmica durante 5 minutos antes de la evaluación formal.
  2. Mantenga la temperatura de la superficie de la plataforma a 55,0 °C ± 0,°C durante la prueba. Inicie el cronometraje cuando la pata trasera derecha entre en contacto con la superficie calentada y detenga el cronometraje al observar la primera reacción positiva (lamido de patas, salto o retirada rápida). Defina la duración registrada como PWL.
    NOTA: Realice mediciones por triplicado por rata con intervalos entre ensayos de 5 minutos. Calcule el valor medio como el PWL representativo.

7. Imágenes térmicas infrarrojas

NOTA: Depilar las extremidades traseras el día antes de la termografía para eliminar la influencia del vello en la medición de la temperatura.

  1. Mantenga las condiciones experimentales a una temperatura ambiente de 2 °C con un 60% de humedad relativa bajo iluminación difusa y atenuada por el sonido.
  2. Sujete a la rata con una manga de sujeción negra con la extremidad posterior derecha extendida a través de un orificio circular. Colocar en la mesa de operaciones durante 10 min.
    NOTA: Si la rata no está tranquila después de 10 minutos, extienda el tiempo de espera hasta que se calme antes de continuar con el siguiente paso.
  3. Adquiera imágenes térmicas de juntas de sofocación lateral y ventral utilizando la cámara termográfica a una distancia de 5 cm, configurada a una emisividad de 0,97, una velocidad de fotogramas de 9 Hz y una resolución IR de 160 × 120 píxeles.
  4. Procese los datos termográficos infrarrojos adquiridos utilizando un software analítico dedicado para permitir una cuantificación precisa de los parámetros térmicos a través del análisis espectral basado en computadora.

8. Ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA)

  1. Anestesiar ratas mediante inyección intraperitoneal de solución de uretano al 20% (1,2 g/kg). Abra la cavidad abdominal e inserte la aguja de extracción de sangre en la aorta abdominal. Inserte el extremo de la aguja en un recipiente de extracción de sangre al vacío sin anticoagulante.
  2. Deje que las muestras de sangre se coagulen durante 30 min. Centrifugar a 1006. x g durante 15 min a °C. Cuantifique los niveles séricos de proteínas mediante el ensayo BCA.
  3. Mida las concentraciones de IL-1β y TNF-α utilizando kits ELISA comerciales de acuerdo con los protocolos del fabricante.

9. Tinción verde rápida de safranina

NOTA: Después de la extracción de sangre de la aorta abdominal, extirpe la articulación de la rodilla derecha con unas tijeras quirúrgicas, preservando segmentos osteoarticulares de 1 mm tanto del fémur proximal como de la tibia distal. Desbridar cuidadosamente los tejidos blandos periarticulares.

  1. Sumerja las juntas de la rodilla en paraformaldehído (PFA) al 4% durante 72 h. Enjuague bien con solución salina tamponada con fosfato (PBS) bajo agitación suave para garantizar la eliminación completa de PFA.
  2. Sumerja las muestras en una solución de descalcificación de ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) a °C durante 4 semanas. Reemplace la solución de EDTA cada 2 días. Pinche ligeramente el tejido con una aguja; la ausencia de resistencia indica la finalización de la descalcificación. Enjuague las muestras descalcificadas con PBS durante 4-6 h para eliminar el EDTA residual.
  3. Deshidrate muestras con un deshidratador automático. Incrustar en parafina y dejar solidificar en bloques rígidos. Seccionar los bloques incluidos en parafina con un micrótomo para obtener rodajas de 4 μm de grosor. Transfiera las rodajas a un baño de agua. Una vez expandido, recupere las secciones y colóquelas en portaobjetos de vidrio. Secar en una cámara con temperatura controlada durante 12 h.
  4. Coloque los portaobjetos en xileno (I) durante 10 min y xileno (II) durante otros 10 min. Remoje secuencialmente en etanol anhidro (I), etanol anhidro (II), etanol al 90% y etanol al 75% durante 5 min cada uno. Enjuague con agua ultrapura.
  5. Manche los portaobjetos con la solución Fast Green durante 2 min. Enjuague con agua del grifo hasta que el cartílago parezca vidrioso y transparente con lagunas claramente visibles bajo observación microscópica. Diferenciar en solución de ácido acético al 1% durante 10 s, controlando hasta que el tinte azul residual se elimine por completo. Enjuague inmediatamente con agua ultrapura.
  6. La tinción se desliza con solución de Safranina O durante 15 min hasta que la matriz del cartílago muestre una coloración uniforme e intensa de color rojo rubí mientras que el tejido óseo aparece de color rosa pálido.
  7. Remoje los portaobjetos secuencialmente en etanol anhidro (I), (II), (III) y (IV) durante 10 s cada uno. Sumergir en xileno (I) y xileno (II) recién preparados durante 10 min cada uno.
  8. Retire los portaobjetos y aplique resina neutra a la superficie del portaobjetos, evitando cuidadosamente el contacto con los tejidos. Coloque el borde del cubreobjetos en el portaobjetos y bájelo lentamente para evitar la formación de burbujas. Limpie el exceso de xileno y resina. Seque al aire los portaobjetos durante la noche a temperatura ambiente. Coloque las secciones secas bajo un microscopio óptico para obtener imágenes.

10. Análisis estadístico

  1. Utilice el software SPSS para el análisis estadístico. Exprese los datos como media ± desviación estándar.
  2. Analice los datos de MWT y PWL utilizando ANOVA de medidas repetidas. Compare otros conjuntos de datos entre grupos utilizando ANOVA unidireccional.
  3. Expresar los resultados como media ± desviación estándar (DE). Defina la significación estadística como p < 0,05.

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Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ningún animal murió durante todo el experimento. Los resultados de la duración del procedimiento quirúrgico y el recuento de desprendimiento de agujas para cada rata en los grupos NF y EA indicaron que el grupo EA, después de la restricción con bridas de nylon, experimentó un tiempo de operación reducido y menos desprendimientos de agujas (P < 0,001; Figura 1H, I). El análisis de los umbrales de dolor de los puntos de acupuntura no reveló diferencias estadísticam...

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La MIA, un inhibidor metabólico, interrumpe selectivamente la glucólisis aeróbica celular, induciendo así la apoptosis de los condrocitos 17,18,19. La administración de MIA intraarticular resulta en el agotamiento de los condrocitos y la posterior degeneración del cartílago articular, caracterizada por irregularidades morfológicas y alteraciones histopatológicas que se asemejan mucho a la patolo...

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Divulgaciones

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Todos los autores han declarado no tener posibles conflictos de intereses.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta investigación fue apoyada por el Programa Nacional de Investigación y Desarrollo Clave de China (subvención 2023YFC3502700) y los Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales (2025-JYB-XJSJJ014)

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Pipeta de volumen ajustable 0-10ulServicebioIC012395160823
Pipeta de volumen ajustable 0-200ulServicebioIC021029160323
Tubos eppendorf de 1,5 mlServicebioEP-150-M
Punta de micropipeta de 10 ulServicebioTP-10
Jeringa de 1 mlShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
Punta de micropipeta de 200 ulServicebioTP-200
Aguja de calibre 22 Kruuse112416c
Tubos Eppendorf de 2 mlServicebioEP-150-M
Tubo de sangre roja de 5 mlShanghai Xinle Biotechnology Co. LTDCXG-5R
75% de alcoholShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTD75-500 ml
Diapositiva adherenteCITOTEST188105
Lavadora automática de placasRaytoRT-3100C
Aguja de extracción de sangreJiangxi Ruibang Industrial Group Co. LTDCXZ-07
Safranina de tejido óseo y solución de tinción verde sólidaShanghai Yuan Ye Biotechnology Co., Ltd.Referencia R32730
Cubierta de vidrioFabricación de material de laboratorio Citotest Co., Ltd10212432C
DeshidratadorDIÁPATADonatello
Balanza electrónicaMettler-ToledoME203E/02
Horno de secado rápido electrotérmicoLaberintoGEL-70
Máquina de empotrarWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
Líquido transparente de desparafinado respetuoso con el medio ambienteServicebioG1128-1L
Detector de etiquetas enzimáticasBioTeKÉpoca
EtanolSCRC100092683
Ácido etilendiaminotetraacéticoMacklin60-00-4
Bola de algodón sin grasaCaoxian Hualu Material Sanitario Co. LTDTZMQ-500
Centrífuga refrigerada de alta velocidadDragónD3024R
Molinillo de tejidos de alta velocidadServicebioKZ-III-F
Analgesiómetro de placa calienteBase de KewKW-CT-1
Sistema de imágenesNikonNIKON DS-U3
Cámara termográfica infrarrojaTesto AGTesto 865
YodóforoShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co. LTDDF-500
IR suaveTesto AG
IsofluranoCiencias de la vida RWDR510-22-10
Guantes de látexBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
Dispositivo mecánico de prueba de empuje de la pataBase de KewKW-RB
MIASigma206-165-7
Goma neutraSCRC10004160
Butanol normalSCRC100052190
Solución salina normalSHIMENSLYS-500ml
Parafina líquidaMacklin8012-95-1
Fijador de paraformaldehído (neutro)ServicebioG1101
Cortadora de patologíaShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
Rata IL-1 beta  ELISA Kit GER0002-96tServicebioAC30253754
Kit ELISA TNF-alfa para ratas GER0004-96tServicebioAC40253711
Ratas SDBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdSCXK (jing) 2024-0001 
Máquina de anestesia para animales pequeños  YuYAN ABM
Mascarilla quirúrgicaganadorWJKZ-1
Esparcidor de tejidoZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd KD-P
Sistema de pulido con agua ultrapuraAgua de Aiken ElAK-RO-C2
Microscopio óptico verticalNikonNIKON ECLIPSE E100
UretanoMacklin2621-79-6
Mezclador de vórticeServicebioMV-100
XilenoSCRC10023418

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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