Artículo de investigación

Evaluación de biochars derivados de residuos sobre la salud y la actividad biológica del suelo

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DOI:

10.3791/68994

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10 de octubre de 2025

 ,  , 
1Department of Applied Ecology, Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague

En este artículo

Resumen

Aquí evaluamos los efectos de los biochars derivados de desechos de posos de café, lúpulo usado, madera de abeto y colillas de cigarrillos en la salud del suelo, evaluando la actividad microbiana, el crecimiento de las plantas y la posible ecotoxicidad de los invertebrados.

Resumen

El biocarbón es el producto obtenido al calentar la biomasa mediante pirólisis a altas temperaturas y se ha convertido en una enmienda común del suelo en función de su potencial para mejorar las propiedades del suelo, como la retención de agua, el pH y la disponibilidad de nutrientes. Sin embargo, el biocarbón preparado a partir de ciertos materiales de desecho puede ejercer efectos ecotoxicológicos negativos en la biota del suelo. El objetivo general de este estudio fue evaluar el impacto de biochars seleccionados derivados de posos de café, lúpulo usado, madera de abeto y colillas de cigarrillos en la salud del suelo, centrándose en la actividad microbiana, el crecimiento de las plantas y la ecotoxicidad potencial. Los suelos modificados con biocarbón se incubaron durante 15 días en total y se realizaron una serie de ensayos, incluida la actividad deshidrogenasa, la cuantificación bacteriana, un bioensayo de fitotoxicidad con semillas de Sinapis alba y una prueba de ecotoxicidad con Enchytraeus albidus. Las enmiendas de biocarbón pueden alterar el pH del suelo y afectar la retención de agua. El biocarbón de colillas de cigarrillos mostró la mayor estimulación de colonias bacterianas, con recuentos que alcanzaron hasta 1,00 × 106 UFC/ml en comparación con 8,47 × 104 UFC/ml en las réplicas de control, mientras que el biocarbón de posos de café mejoró la actividad deshidrogenasa (3,53 × 10-3 mU/g), lo que implica una mayor capacidad metabólica microbiana. Las pruebas de fitotoxicidad indicaron que el crecimiento de las plantas mejoró con el lúpulo (162,96%) y los biochars de madera de abeto (206,66%), mientras que las tasas de aplicación más altas de biochar de colillas de cigarrillos suprimieron el crecimiento de las plántulas (62,36% de inhibición). La prueba de ecotoxicidad con Enchytraeus albidus indicó que todos los biochars tuvieron un efecto perjudicial excepto el biochar de colilla de cigarrillo (33% de estimulación). Los hallazgos de este estudio destacan que el efecto del biocarbón en la salud del suelo depende de la fuente, con importantes implicaciones para el manejo del suelo. El estudio revela la necesidad de ajustes en la aplicación de biocarbón según la concentración y el tipo para maximizar sus beneficios y minimizar los peligros potenciales para los sistemas del suelo.

Introducción

En los últimos años, el biocarbón ha surgido como una enmienda del suelo multifuncional y ecológica aplicada en la agricultura1, y como un medio para mitigar el calentamiento global2. A medida que el mundo se enfrenta a la degradación de la tierra, la reducción de la productividad de los cultivos y el aumento de las emisiones de carbono, el biocarbón ha surgido como una alternativa ecológica a los fertilizantes convencionales3 y a los enfoques de secuestro de carbono4. A diferencia de los fertilizantes sintéticos, el biocarbón aumenta inherentemente la fertilidad del suelo5, reduce la pérdida de nutrientes6 y aumenta la retención de agua7, lo que lo hace muy útil en regiones con suelos degradados o de baja fertilidad. Además, el biocarbón mejora la función microbiana al proporcionar un hábitat estable y una fuente de carbono para los microorganismos beneficiosos del suelo, que son importantes para la descomposición de la materia orgánica y el ciclo de nutrientes8.

Además de la agricultura, el biocarbón también sirve como una solución ecológica para la eliminación de residuos, ya que convierte los residuos de biomasa, como los residuos agrícolas, los residuos forestales y los residuos de alimentos, en material de carbono a largo plazo9. Esto no solo limita la acumulación de residuos, sino que también compensa los gases de efecto invernadero mediante la captura de carbono, que de otro modo se escaparía en forma de dióxido de carbono (CO2) o metano (CH4). En comparación con otros mecanismos para el secuestro de carbono, el biocarbón ofrece una estrategia de suelo integrada a largo plazo que mitiga elCO2 atmosférico y favorece la salud de los suelos, así como altos rendimientos10.

A pesar de sus beneficios reconocidos, como la mejora de la fertilidad del suelo, la capacidad de retención de agua y las propiedades estimulantes microbianas, existen preocupaciones continuas con respecto a los posibles efectos ecotoxicológicos en la biota del suelo11. Si bien el biocarbón es generalmente positivo para la actividad y diversidad microbiana, ciertas materias primas o condiciones de procesamiento pueden producir compuestos tóxicos que dañan los microorganismos del suelo y su función ecológica12.

Para evaluar los riesgos potenciales de los biochars, son necesarias evaluaciones ecotoxicológicas. Las bacterias (descomponedores), las plantas (productores) y los invertebrados (consumidores) se encuentran entre los grupos taxonómicos utilizados en la investigación sobre la ecotoxicidad del suelo y los sedimentos. Estos taxones representan tanto el medio terrestre como el acuático13.

La función complementaria de los Enchytraeids con las lombrices de tierra en el funcionamiento del ecosistema del suelo es la base para el desarrollo de bioensayos para estos organismos. En los bioensayos, los enchytraeids sirven como modelos biológicos terrestres para investigar los efectos de productos químicos como pesticidas (p. ej., dimetoato, atrazina, carbendazima) y metales traza (p. ej., plomo, zinc, cobre, cadmio)14.

Además de los ensayos basados en organismos, la actividad de las enzimas microbianas es otra forma de evaluar la salud del suelo. La actividad deshidrogenasa del suelo es un indicador de actividad oxidativa microbiana15. Las pruebas de deshidrogenasa en mezclas de suelo y biocarbón son efectivas para cuantificar la actividad microbiana y la salud general del suelo. Dado que las enzimas deshidrogenasas están involucradas en la respiración microbiana, su actividad refleja cuán biológicamente activo es el suelo. Esto es útil para evaluar la calidad del suelo, la fertilidad y el efecto del biocarbón sobre los microbios. El ensayo mide la reducción del cloruro de trifeniltetrazolio (TTC) a trifenil formazán (TPF), que se determina espectrofotométricamente. Una mayor producción de TPF es un indicador de una mayor actividad microbiana.

Esperamos que los biochars producidos a partir de diferentes materias primas tengan un impacto distintivo en la salud del suelo. Estos efectos dependerán de sus características químicas y físicas, que pueden alterar los parámetros fisicoquímicos del suelo, influyendo así en la actividad microbiana, el crecimiento de las plantas y la toxicidad de los organismos del suelo.

En este estudio, evaluamos los efectos de los biochars derivados de desechos en múltiples métricas de salud del suelo, incluido el pH, la actividad microbiana, el crecimiento de las plantas y la supervivencia de los invertebrados (Figura 1). Se mezclaron tres concentraciones (1%, 5%, 10% p/p) de cuatro biochars diferentes derivados de residuos con el suelo del jardín y se evaluaron los efectos mencionados anteriormente. El contenido de humedad, el pH y la selección de organismos de prueba se controlaron cuidadosamente para garantizar la relevancia ecológica del estudio.

Protocolo

1. Preparación de biocarbón

NOTA: Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles sobre los biochars utilizados aquí como materiales de prueba. Los productores proporcionaron las condiciones de pirólisis, la composición elemental y los datos del análisis próximo (Tabla 1).

PRECAUCIÓN: Realice siempre la pirólisis en un laboratorio que esté bien ventilado con un sistema de escape o humos adecuado. Use guantes resistentes al calor, bata de laboratorio, gafas de seguridad y use un protector facial si es necesario.

Tabla 1: Características básicas de los biochars probados. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

2. Caracterización química del biocarbón

  1. Analizar la composición elemental de todos los biochars (realizado mediante espectroscopia de emisión atómica de plasma acoplado inductivamente (ICP OES) o espectrometría de masas de plasma acoplado inductivamente (ICP MS), en función de las concentraciones, después de la descomposición asistida por microondas (Tabla 2).

3. Preparación de mezclas de suelo y biocarbón.

  1. Recolección de suelo y configuración de experimentos
    1. Recolecte tierra vegetal de un campo experimental.
    2. Elimine los desechos de la superficie manualmente. Tamizar el suelo a un tamaño de partícula inferior a 5 mm para eliminar los residuos.
    3. Pese 100 g de tierra tamizada y agréguela a los recipientes de prueba.
  2. Enmienda e incubación de biocarbón
    1. Agregue 1 g, 5 g o 10 g de cada tipo de biocarbón por cada 100 g de suelo para crear una enmienda de biocarbón del suelo al 1%, 5% y 10% (p / p).
    2. Agregue agua destilada para alcanzar el 60% de la capacidad máxima de retención de agua (WHC).
    3. Mezcle bien con una espátula.
    4. Pese cada recipiente y cúbralo con parafilm para minimizar la evaporación.
    5. Incubar las mezclas a 27 °C durante 10 días.
      NOTA: Esta mezcla se utilizará para la medición de la pérdida de agua, el cambio de pH, la fitotoxicidad y los ensayos de cuantificación bacteriana.
      El suelo usado debe recolectarse y eliminarse de acuerdo con los protocolos locales de biosólidos.

4. Medición del pH de las mezclas de suelo y biocarbón

  1. Pesar 10 g de cada mezcla de suelo y biocarbón en tubos cónicos de 50 ml.
  2. A los tubos, agregue 25 ml de agua destilada.
  3. Agite los tubos durante 30 s manualmente o use un mezclador de vórtice a velocidad media. Filtre la mezcla con papel de filtro Whatman No. 1 en un vaso limpio de 100 ml.
  4. Mida el pH del filtrado a temperatura ambiente (20-25 °C) con un medidor de pH calibrado.

5. Ensayo de toxicidad de Enchytraeus albidus

  1. Realice la prueba de acuerdo con la Organización para la Cooperación y el Desarrollo Económicos (OCDE) 2016, Prueba No. 22016.
  2. Preparación del suelo para la prueba.
    1. Utilice suelo artificial de la OCDE para esta prueba.
    2. Mida el pH del suelo siguiendo los pasos mencionados en la sección 4.
    3. Ajuste a pH 6.0 ± 0.5 agregando carbonato de calcio de grado analítico (CaCO3) gradualmente al suelo y mezcle bien.
    4. Ajuste el contenido de humedad al 40-60% del WHC máximo agregando agua destilada o desionizada.
      NOTA: Verifique la consistencia a mano; El suelo debe estar húmedo pero no grumoso.
  3. Aclimatación y selección de lombrices
    1. Enjuague los gusanos suavemente con agua destilada para eliminar la solución salina de transporte.
    2. Coloque las lombrices en el suelo preparado por la OCDE y aclimate a 20 °C durante 24 h bajo un ciclo de luz de 16 h / 8 h de oscuridad a 6.000 lux.
    3. Seleccione 15 gusanos adultos sanos por configuración, utilizando un microscopio estereoscópico basado en la presencia de clitelo.
  4. Configuración e incubación de pruebas
    1. Mezcle 100 g del suelo preparado por la OCDE con 5 g de cada tipo de biocarbón en recipientes limpios.
    2. Prepare el control con 100 g de suelo de la OCDE sin enmendar.
    3. Confirme que el pH y el contenido de humedad están en el rango requerido (pH - 6.0 ± 0.5; contenido de humedad - 40-60% del WHC máximo).
    4. Introduzca 15 gusanos adultos en cada recipiente de prueba y control con pinzas de punta blanda.
    5. Agregue 25 mg de copos de avena finamente molidos como fuente de alimento en la superficie del suelo.
    6. Cubra los recipientes con papel de aluminio perforado para permitir el intercambio de aire.
    7. Incubar los recipientes a 20 °C durante 5 días bajo un ciclo de 16 h de luz/8 h de oscuridad a 6.000 lux.
    8. Pese los recipientes diariamente y reponga la pérdida de peso mediante la adición de una cantidad adecuada de agua destilada o desionizada para mantener un contenido de humedad constante.
    9. Monitoree la actividad de los gusanos y registre cualquier mortalidad visible durante la prueba.
    10. Una vez finalizada la prueba, calcule el efecto letal (%) utilizando la fórmula:
      figure-protocol-1
      Dónde:
      Wi - recuento inicial de gusanos al inicio de la prueba
      Wf - recuento final de gusanos al final de la prueba
      NOTA: Para que la prueba sea válida, la mortalidad adulta en la configuración de control no debe exceder el 20% al final de la prueba.
    11. Después de la prueba, seque el suelo de prueba a 105 °C para inactivarlo y deséchelo de acuerdo con los protocolos locales de biosólidos.

6. Ensayo de fitotoxicidad

  1. Realice la prueba de acuerdo con la Organización Internacional de Normalización (ISO) 18763:201617.
  2. Configuración de la placa de Petri
    1. Agregue 20 g de las mezclas de suelo y biocarbón incubadas en placas de Petri limpias de 9 cm. Aplana la superficie suavemente con una espátula limpia.
    2. Prepare tres réplicas para cada concentración de biocarbón e incluya dos controles sin modificar.
  3. Siembra e incubación de semillas
    1. Coloque 10 semillas de Sinapis alba espaciadas uniformemente en cada plato sobre la superficie del suelo.
      NOTA: No presione las semillas en el suelo; Deja que se fijen de forma natural con la humedad.
    2. Cubra los platos con tapas y colóquelos en una incubadora a 25 °C ± 2 °C durante 5 días sin luz directa.
    3. Después de la incubación, mida la longitud de la raíz desde el borde de la semilla hasta el final de una raíz, usando una regla de plástico. Repórtalo en cm o mm. Si la semilla está agrietada, indíquela como 0,1 cm o 1 mm.
    4. Calcule el efecto de inhibición (%) usando la fórmula:
      figure-protocol-2
      Dónde:
      RLc - longitud media de la raíz de las semillas en el plato de control
      RLt - longitud media de la raíz de las semillas en la placa de prueba
      NOTA: Para que la prueba sea válida, es importante verificar que la germinación de la semilla en control sea al menos del 80% (8 germinadas de 10 semillas).

7. Cuantificación de colonias bacterianas

  1. Suspensión y dilución del suelo
    1. Pese 5 g de cada mezcla de suelo y biocarbón incubada en tubos cónicos estériles de 50 ml.
    2. Agregue 25 ml de agua destilada estéril y agite bien durante 30 segundos.
    3. Deje que la suspensión se homogeneice a temperatura ambiente durante 2 h.
    4. Filtre la suspensión con una gasa o malla estéril y prepare diluciones en serie con esta solución madre.
    5. Prepare cinco tubos de ensayo que contengan 9 ml de agua destilada estéril cada uno.
    6. Realice diluciones en serie de 10 veces con pipetas estériles, por ejemplo, transfiera 1 ml de la solución madre al primer tubo = 10-1, luego 1 ml al siguiente = 10-2, etc.)
    7. Use una dilución de 10-2 para el emplatado.
  2. Siembra y recuento de colonias
    1. Pipetear 0,2 ml de dilución 10-2 en placas estériles de agar nutritivo.
    2. Extienda la muestra uniformemente con un esparcidor esterilizado.
    3. Incubar las placas en posición invertida a 27 °C durante 24 h.
    4. Cuente las colonias usando un contador de colonias.
    5. Calcule las unidades formadoras de colonias (UFC) mL-1 de la mezcla utilizando la fórmula:
      figure-protocol-3
      NOTA: Trabaje debajo de un gabinete de bioseguridad si está disponible. Esterilizar las herramientas con llama entre muestras para evitar la contaminación.
      Desinfecte todas las placas con etanol al 70% o autoclave antes de desecharlas.

8. Determinación de la materia seca (MS)

NOTA: Use guantes resistentes al calor cuando manipule tazones calientes.

  1. Pesa 10 g de tierra en un recipiente de vidrio o porcelana resistente al calor.
  2. Colocar el bol en un horno de secado precalentado a 105 °C y secar durante 2 h.
  3. Después del secado, transfiera el recipiente a un desecador y déjelo enfriar durante 10 minutos para evitar la absorción de humedad del aire.
  4. Vuelva a pesar el recipiente enfriado con una balanza analítica.
  5. Repita el procedimiento para al menos tres muestras para garantizar la precisión.
  6. Calcule el contenido de materia seca (MS) usando la fórmula:
    figure-protocol-4
    Dónde:
    MS - contenido de materia seca (%)
    Md - peso de la muestra seca en g
    Mw - peso de la muestra sin secar (original) en g

9. Prueba de actividad deshidrogenasa (DHA)

  1. Realice la prueba de acuerdo con el protocolo estándar (ISO 23753-1: 2019)18.
  2. Preparación de reactivos
    1. Solución tampón TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).
      1. Disuelva 12,12 g de tris(hidroximetil)aminometano (TRIS) en 800 ml de agua destilada.
      2. Ajuste el pH a 7,6 con ácido clorhídrico (HCl) 1 M.
      3. Ajuste el volumen total a 1 L con agua destilada.
      4. Almacenar a 4 °C y utilizarlo en el plazo de una semana.
    2. Solución de sustrato TTC (300 mmol/L)
      1. Disolver 1 g de TTC en 10 ml de la solución tampón Tris preparada.
      2. Conservar en la oscuridad a 4 °C y utilizarlo en 1 semana.
    3. Prepare la solución estándar TPF para la curva de calibración:
      1. Agregue 100 mg de TPF a 10 ml de etanol al 96% y revuelva hasta que se disuelva por completo para obtener una solución madre de TPF (33 mmol / L).
      2. Diluir 0,5 ml de la solución madre de TPF preparada con 50 ml de etanol para obtener una solución de trabajo de TPF (330 nmol/ml).
      3. Prepare estándares de trabajo de 0, 0,1, 0,2, 0,5 y 1,0 ml a partir de la solución de trabajo, diluidos con etanol hasta un volumen final constante de 3 ml.
      4. Mida la absorbancia a 485 nm para generar la curva de calibración.
  3. Preparación de muestras
    1. Agregue 5 g de cada mezcla de suelo y biocarbón en tubos cónicos de 50 ml.
    2. Agregue 4 ml de tampón Tris (100 mmol/L, pH 7,6) y 1 ml de solución TTC a las configuraciones de prueba.
    3. Agregue solo 4 ml de tampón Tris a las configuraciones de control.
    4. Mezclar los tubos manualmente mediante una inversión suave e incubar a 25 °C durante 6 h en la oscuridad.
  4. Extracción de formazán
    1. Agregue 25 ml de etanol a cada tubo después de la incubación.
    2. Coloque las muestras bajo agitación orbital en la oscuridad durante 1 h (250 min-1, a 25 °C).
    3. Después de la agitación, agregue 1 ml de TTC a los tubos de control.
    4. Centrifugar todos los tubos a 2.000 × g durante 5 min a 25 °C para separar el sobrenadante.
  5. Medición y cálculo
    1. Transfiera los sobrenadantes a cubetas limpias.
    2. Lea la absorbancia a 485 nm usando un espectrofotómetro.
    3. Uso de la curva de calibración para determinar la concentración de TPF en muestras (nmol/L).
    4. Calcule la actividad de la deshidrogenasa utilizando la siguiente fórmula:
      figure-protocol-5
      Dónde:
      A - actividad enzimática en mU g-1 (o nmol min-1 g-1) de suelo seco
      Cs - concentración de TPF en muestras de prueba en nmol mL-1
      Cb - concentración de TPF en la muestra de control en nmol mL-1
      V - volumen total de reacción (suma de los volúmenes de sustrato, solución tampón y etanol, en ml)
      RT - duración de la reacción en minutos
      M - masa de suelo por tubo en g
      MS - contenido de materia seca del suelo (%)
      NOTA: Manipule TTC y TPF con guantes, ya que son mutágenos potenciales. Utilice una campana extractora cuando prepare reactivos a base de etanol.
      Después de la prueba, deseche el etanol y los desechos que contienen TTC en contenedores designados para desechos químicos.

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Figura 1: Representación esquemática del flujo de trabajo experimental. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Resultados

Caracterización química
Los biochars mostraron diferencias significativas en la composición elemental (Tabla 2). El calcio (Ca) y el potasio (K) fueron más altos en los biochars de colillas de cigarrillos y lúpulo gastado. El biocarbón de madera de abeto tenía la mayor cantidad de aluminio (Al) y hierro (Fe). El cobre (Cu) y el magnesio (Mg) se enriquecieron fuertemente en biocarbón de lúpulo gastado. El plomo (Pb), el cadmio (Cd) y otros metales traza estaban presentes en bajas cantidades en todas las muestras.

Tabla 2: Composición química de los biochars. Principales contenidos elementales de los diferentes biochars utilizados en el estudio. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Variación del pH durante el período de incubación
En todos los tratamientos, el pH de las mezclas de suelo y biocarbón tendió a aumentar ligeramente con el tiempo (Figura 2). El valor de pH más alto se registró para la mezcla con biocarbón de colilla de cigarrillo al 10% p/p, alcanzando 9,48 el día 15; Este tratamiento mostró el mayor aumento con el tiempo. El biocarbón de posos de café también produjo un aumento gradual, con un pH máximo de 8,94 al 10% p/p el día 15. El biocarbón de lúpulo aumentó el pH en un 16,57%, con un máximo de 9,20 al 10% p/p. Por el contrario, la mezcla de biocarbón de abeto y madera alcanzó un pH de 8,56 al 10% p/p. El control mostró el pH más bajo, que osciló entre 6,57 y 7,66 con un cambio mínimo a lo largo del tiempo.

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Figura 2: Cambios de pH a lo largo del tiempo en mezclas de suelo y biocarbón. pH del suelo medido en los días 0, 10 y 15 para cada enmienda de biocarbón al 1%, 5% y 10% p/p. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Retención de líquidos y pérdida de peso
La capacidad de retención de agua en todos los tipos de biocarbón fue menor que la del suelo de control sin biocarbón (Figura 3). El control perdió el 3,67% de su peso en 15 días, lo que indica la mayor retención de agua. Entre los biochars, el tratamiento de colillas de cigarrillos tuvo la menor pérdida de agua, disminuyendo en un 5,89% durante la incubación y, por lo tanto, la mayor retención entre los biochars. Se observó un patrón similar pero más moderado con el biocarbón de lúpulo (9,22% de pérdida de peso total, con mayores pérdidas a concentraciones más altas). El biocarbón de posos de café mostró la mayor pérdida de peso (hasta 16,56%), lo que indica la menor retención de agua. La mezcla de madera de abeto perdió un promedio de 10,22%.

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Figura 3: Pérdida de peso de las mezclas de suelo y biocarbón durante la incubación. Cambio de peso como indicador de retención de agua durante 15 días para todos los biochars y concentraciones. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Prueba de toxicidad y reproducción de E. albidus
La reproducción de E. albidus al 5% p/p de biocarbón mostró una marcada dependencia de la materia prima. En el control de suelos de la OCDE, la población aumentó de 15 a 24 (aumento del 60%, Figura 4). El biocarbón de madera de abeto resultó en solo 7 sobrevivientes (53% de inhibición, Figura 5). Los biochars de lúpulo y posos de café produjeron 12 sobrevivientes cada uno (inhibición del 20%, Figura 5). El biocarbón de colillas de cigarrillos estimuló la reproducción en un 33%, con un total de 20 gusanos, incluida la descendencia.

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Figura 4: Cambio neto de la población de E. albidus en suelos tratados con biocarbón. Recuentos de gusanos iniciales y finales después de 5 días. Se probó la concentración del 5% p/p de cada biocarbón. Los datos representan la media ± la desviación estándar (n = 3). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 5: Efectos tóxicos o estimulantes sobre E. albidus. Efecto neto sobre los gusanos en comparación con el control. Los valores positivos muestran inhibición; Los valores negativos muestran estimulación. Los datos representan la media ± la desviación estándar. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Fitotoxicidad
El alargamiento de la raíz en S. alba se midió después de una incubación de 10 días al 1%, 5% y 10% p/p (Figura 6). En suelos no enmendados, la longitud promedio de la raíz fue de 237 mm. El biocarbón de posos de café al 1% p/p produjo una estimulación del 79,16%; concentraciones más altas causaron inhibición, hasta 47,08% al 5% p/p. El biocarbón de madera de abeto estimuló el crecimiento en todas las concentraciones, alcanzando un máximo del 206,66% al 10% p/p. El biocarbón de colillas de cigarrillos produjo una estimulación del 41,01% al 1% p/p, pero inhibió el crecimiento al 5% y al 10% p/p, alcanzando un 62,36% de inhibición al 10% p/p. El biocarbón de lúpulo estimuló el crecimiento a todas las tasas (38,97%, 31,75% y 162,96% al 1%, 5% y 10% p/p, respectivamente).

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Figura 6: Efectos de la fitotoxicidad en Sinapis alba. Inhibición o estimulación del crecimiento radicular en relación con el control después de 10 días de crecimiento en todos los tratamientos con biocarbón. Los valores positivos muestran inhibición; Los valores negativos muestran estimulación. Los datos representan la media ± la desviación estándar (n = 3). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Cuantificación de colonias bacterianas
Los recuentos de colonias bacterianas se evaluaron después de 10 días (Figura 7). El control promedió 8,47 × 104 UFC/mL. El biocarbón de café rindió 7,33 × 104 UFC/mL a 1% p/p y aumentó a 1,18 × 105 y 1,50 × 105 UFC/mL a 5% y 10% p/p, respectivamente. El biocarbón de madera de abeto dio 1,97 × 105 UFC/mL al 1% p/p, disminuyendo a 9,73 × 104 y 4,93 × 104 UFC/mL al 5% y 10% p/p. El biocarbón de colillas de cigarrillos produjo 5,40 × 104 UFC/ml al 1% p/p y la estimulación más alta al 10% p/p (1,00 × 106 UFC/mL). El biocarbón de lúpulo mostró una ligera estimulación en todas las concentraciones, alcanzando un máximo de 1,07 × 105 UFC/ml al 5% p/p.

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Figura 7: Crecimiento bacteriano en suelo tratado con biocarbón. UFC/ml bacteriano después de 10 días de incubación para todos los tratamientos y concentraciones. Control incluido para comparación. Los datos representan la media ± la desviación estándar (n = 3). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Actividad deshidrogenasa
El biocarbón de posos de café produjo la mayor actividad deshidrogenasa en todas las concentraciones, alcanzando un máximo de 1% p/p (3,53 × 10-3 mU/g) y permaneciendo comparable en 5% y 10% p/p (2,38 × 10-3 y 2,62 × 10-3 mU/g) (ver Figura 8). El biocarbón de lúpulo mejoró la actividad al 1% p/p (2,39 × 10-3 mU/g) pero disminuyó al 5% (6,34 × 10-4 mU/g) y se volvió negativo al 10% p/p (−8,30 × 10-4 mU/g). El biocarbón de colilla de cigarrillo fue positivo al 1% p/p (1,29 × 10-3 mU/g) y disminuyó a -7,26 × 10-4 y -8,53 × 10-4 mU/g al 5% y 10% p/p. El biocarbón de madera de abeto fue negativo en todas las concentraciones (−5,53 × 10-4 y −5,19 × 10-4 mU/g al 1% y 5% p/p; −3,11 × 10-4 mU/g al 10% p/p), permaneciendo más bajo que el control.

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Figura 8: Actividad de la deshidrogenasa en suelos modificados con biocarbón. Actividad enzimática microbiana en todos los tipos y concentraciones de biocarbón. Los valores son relativos al suelo de control sin adición de biocarbón. Los valores positivos indican una mayor actividad enzimática en comparación con el control, y los valores negativos indican una actividad enzimática más baja que la del control. Los datos representan la media ± la desviación estándar (n = 3). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Consulte la Tabla 3 y la Tabla 4 para obtener un resumen de los resultados.

Tabla 3: Efectos del biocarbón sobre el pH del suelo y la retención de agua. Muestra los valores de pH inicial y final, ΔpH, y % de pérdida de agua durante la incubación. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

Tabla 4: Resumen de los efectos biológicos y resultados del DHA. Datos combinados sobre reproducción de gusanos, fitotoxicidad, recuentos microbianos y actividad enzimática para todos los tratamientos. figure-results-8 indica estimulación e figure-results-9 indica inhibición. Para los resultados de DHA, los valores positivos indican una mayor actividad enzimática en comparación con el control y los valores negativos indican una actividad enzimática menor que el control. Haga clic aquí para descargar esta tabla.

DISPONIBILIDAD DE DATOS:
Los datos se cargarán en el repositorio público: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Discusión

La mezcla de biocarbón de tierra y posos de café usados mostró alta alcalinidad, con un pH de 8,94, consistente con un pH previamente reportado de 9,419. El biocarbón también exhibió el mayor aumento en la pérdida de peso en comparación con la muestra de control, lo que indica una baja capacidad de retención de humedad, lo que probablemente se deba a su baja superficie, lo que limita la tendencia a la adsorción de agua20,21. Estas propiedades físicas crearon condiciones desfavorables para E. albidus, causando una inhibición del 20% en la supervivencia y reproducción de los gusanos.

En las pruebas de fitotoxicidad, S. alba mostró una estimulación del 79,16% a una concentración del 1% p/p, mientras que a concentraciones más altas, por ejemplo, 5% p/p, el biocarbón inhibió el alargamiento de la raíz en un 47,08%. Esto se alinea con los informes22 de que los efectos fitotóxicos del biocarbón de posos de café sobre Lactuca sativa fueron causados por ácidos carboxílicos. Además, los estudios han demostrado que los ácidos fenólicos y carboxílicos solubles también interrumpen el transporte de auxinas, lo que da lugar a umbrales fitotóxicos23.

Los recuentos de colonias bacterianas aumentaron con el aumento de la concentración de biocarbón de café (1.50 × 10-5 UFC/mL a una concentración del 10% p/p), lo que indica que este biocarbón proporcionó condiciones favorables para las bacterias cultivables. El biocarbón de café también mostró la mayor actividad de DHA (3,53 × 10-3 mU / g), lo que sugiere que estimuló poblaciones microbianas cultivables y no cultivables. Esto fue respaldado por estudios24 que observaron los impactos beneficiosos del biocarbón del café en la actividad enzimática del suelo.

El biocarbón del lúpulo causó un aumento en la alcalinidad del suelo y una pérdida de peso promedio moderada (10%). En las pruebas de fitotoxicidad, el biocarbón fue beneficioso para la estimulación del alargamiento de las raíces, especialmente a concentraciones más altas (162,96% de estimulación). En cuanto a la actividad microbiana, el biocarbón del lúpulo no mostró cambios notables en los recuentos bacterianos (hasta 1,00 × 10-5 UFC/mL), lo que podría deberse a un equilibrio en su composición química. Si bien el biocarbón de lúpulo contenía la mayor cantidad de cobre (Cu), que puede ser tóxico para los microbios ya que inhibe los sistemas enzimáticos bacterianos25, también contenía niveles más altos de elementos como potasio (K) y fósforo (P), que deberían apoyar el crecimiento microbiano al mejorar la síntesis de clorofila en las plántulas26. La actividad del DHA también reflejó este efecto neutral, lo que indica una respuesta estable con un impacto biológico limitado.

El biocarbón de las colillas de cigarrillos resultó en un aumento de la alcalinidad del suelo con el tiempo (hasta pH 9.48). Se produjo a una temperatura de pirólisis más alta (700 °C), lo que resultó en un biocarbón más alcalino que favoreció el crecimiento bacteriano. Esta observación es consistente con estudios previos27, que informaron que el biocarbón mejora el pH del suelo, mejorando así las condiciones del hábitat. Entre todos los tratamientos, el biocarbón de las colillas de cigarrillos retuvo el mayor contenido de humedad (hasta el 94%), lo que también podría explicar el efecto estimulante sobre la supervivencia y reproducción de E. albidus . La alta retención de humedad puede estar relacionada con cambios microestructurales a 700 °C, produciendo microporos que atrapan películas de agua28. Otra causa del efecto estimulante puede deberse al alto contenido de calcio (Ca), P y K en el biocarbón de las colillas, que son elementos beneficiosos para la supervivencia y reproducción de las colillas.

En las evaluaciones microbianas, el biocarbón de las colillas de cigarrillos exhibió la mayor estimulación bacteriana a concentraciones más altas que alcanzaron aproximadamente 1.00 × 10-6 UFC / ml, a diferencia de la actividad del DHA, que no mostró el mismo nivel de aumento. Este hallazgo sugiere una estimulación selectiva de bacterias cultivables en lugar de toda la comunidad microbiana.

La mezcla de tierra y biocarbón de madera de abeto causó solo un ligero aumento en el pH, también observado por los estudios29, que informaron un pH de 7,87 para el biocarbón derivado de coníferas. Su temperatura de producción fue la más baja (600 °C) de todos los biochars utilizados en este estudio. La capacidad del biocarbón para retener agua fue moderada en comparación con otros tipos de biocarbón, ya que no mostró una pérdida de peso extrema.

Sin embargo, en el caso de la supervivencia y reproducción de Eisenia foetida , el biocarbón de madera de abeto mostró la mayor toxicidad (53% de efecto letal). Una de las causas probables podrían ser los niveles elevados de elementos como aluminio (Al), hierro (Fe) y manganeso (Mn), que se sabe que son tóxicos para las lombrices de tierra, ya que interfieren con la regulación de su pH intestinal y causan estrés oxidativo30. Hallazgos similares se informaron en estudios en los que Eisenia foetida sufrió una disminución considerable de la biomasa debido a la toxicidad de metales pesados en el suelo por el uso excesivo de agroquímicos31.

El biocarbón de madera de abeto causó la mayor estimulación del alargamiento de las raíces en el ensayo de fitotoxicidad (hasta un 206% de estimulación). Esto sugiere que, a diferencia de la sensibilidad a los gusanos, las altas concentraciones de metales pueden servir como micronutrientes esenciales para especies vegetales como S. alba. Las bajas concentraciones de este biocarbón estimularon colonias bacterianas; sin embargo, los recuentos de colonias disminuyeron con el aumento de la concentración. Este efecto indica sensibilidad bacteriana a bajos niveles de K y P y alto contenido de elementos tóxicos (Al, Fe, Mn). Esta observación es consistente con la actividad de DHA medida, que fue menor que la del suelo de control, posiblemente debido a una baja relación hidrógeno-carbono (H/C), lo que hace que el carbono no esté disponible32. Estos hallazgos sugieren que el biocarbón de madera de abeto no favorece el crecimiento microbiano debido al bajo contenido de nutrientes o compuestos inhibidores.

Los biochars se obtuvieron como materiales de prueba de laboratorios externos y se produjeron en las condiciones aplicadas rutinariamente por cada proveedor, que incluían diferentes temperaturas de pirólisis. Nuestro objetivo era evaluar los biochars representativos derivados de residuos tal como se suministran, en lugar de aislar el efecto de la temperatura en las materias primas; Por lo tanto, los efectos de la temperatura no se pueden separar completamente de los efectos de la materia prima en este estudio. Los proveedores no disponían de parámetros de producción detallados, como la velocidad de calentamiento, la atmósfera de gas y el tiempo de residencia; solo se informaron las temperaturas y características elementales proporcionadas (ver Tabla 1 y Tabla 2).

Teniendo en cuenta los hallazgos de este estudio, se puede concluir que el biocarbón de lúpulo tuvo un efecto equilibrado general con efectos secundarios ambientales moderados. Apoyó el crecimiento de las plantas en todas las concentraciones, mostró un cambio moderado de pH y capacidad de retención de agua y, además, no tuvo un efecto drástico sobre los microbios y gusanos del suelo en comparación con otros biochars probados.

Estos resultados demuestran lo crucial que es seleccionar el tipo de biocarbón apropiado junto con sus concentraciones adecuadas para las enmiendas del suelo para garantizar la mejora real de la calidad del suelo y el crecimiento de las plantas, sin causar efectos secundarios negativos.

Varios pasos del protocolo, incluida la temperatura de pirólisis y la tasa de aplicación de biocarbón, tuvieron un impacto notable en los resultados de este estudio. Las temperaturas de pirólisis más altas dieron como resultado una mayor alcalinidad del biocarbón e influyeron en la estimulación de la reproducción de gusanos y el crecimiento bacteriano, como se vio para el biocarbón de la colilla de cigarrillo. Por el contrario, las temperaturas de pirólisis más bajas dieron como resultado un biocarbón menos alcalino y se asociaron con la mayor toxicidad de los gusanos y una actividad microbiana reducida, como en el caso del biocarbón de madera de abeto. El efecto de la tasa de aplicación dependía del tipo de biocarbón y del organismo ensayado. Las concentraciones más bajas de biocarbón de posos de café condujeron a un efecto estimulante sobre el alargamiento de las raíces y una alta actividad de DHA, mientras que las altas concentraciones de biocarbón de colillas de cigarrillos dieron como resultado el mayor crecimiento bacteriano cultivable.

Se realizaron ciertos ajustes en el método de estudio para resolver problemas comunes como recuentos de colonias inconsistentes. Esto incluye permitir la homogeneización de 2 h de las suspensiones del suelo y utilizar la dilución en serie 10-2 para obtener recuentos de colonias óptimos y comparables. Además, la guía de la OCDE, prueba no. 220 está diseñada para evaluar el efecto de los productos químicos de prueba en los gusanos Enchytraeid. Sugiere el cálculo de la concentración letal 50 (CL50) derivada de un rango de concentraciones químicas probadas en la prueba de determinación de rango. En este estudio, el objetivo fue evaluar el efecto tóxico general de los biochars derivados de desechos en la supervivencia y reproducción de los gusanos; por lo tanto, el efecto letal se determinó por el cambio porcentual en el número de gusanos desde el principio hasta el final de la prueba y se informó como % de efecto letal.

Este protocolo es reproducible en condiciones de laboratorio y a pequeña escala (por ejemplo, muestras de 100 g). Sin embargo, la ampliación para mayores volúmenes de suelo podría causar diferencias en los resultados. Esto se puede controlar mediante una mezcla mecánica adecuada del suelo y el biocarbón utilizado, junto con un sistema de riego controlado para mantener niveles de humedad constantes. Además, los efectos del biocarbón variaron fuertemente con el tipo de materia prima y la temperatura de pirólisis, lo que sugiere investigaciones futuras para caracterizar cada material individualmente antes de la aplicación.

El protocolo se diferencia de otras técnicas de evaluación de la salud del suelo en que ofrece una combinación de parámetros físico-químicos como el pH y la retención de humedad, y respuestas biológicas a la modificación del suelo con diferentes tipos de biochars. La inclusión del análisis de la actividad enzimática junto con los recuentos tradicionales de colonias microbianas proporciona información sobre la función microbiana no cultivable. Además, el estudio se basó en diferentes materias primas de biocarbón en múltiples concentraciones, lo que agrega relevancia práctica para las estrategias de enmienda del suelo en el mundo real.

La investigación futura puede implicar pruebas de materias primas adicionales, como estiércol, cáscara de arroz o lodos de depuradora, para comparar sus efectos en los ecosistemas del suelo. Los ensayos de campo a largo plazo también se pueden adaptar para evaluar los efectos estacionales y los resultados del rendimiento de los cultivos. Este estudio muestra los efectos dependientes de la materia prima y la concentración de los biochars derivados de residuos en la salud del suelo. Ciertos biochars estimularon la actividad microbiana y el crecimiento de las plantas, mientras que otros produjeron respuestas inhibitorias o tóxicas en los organismos del suelo. La selección de tipos de biocarbón y tasas de aplicación apropiados es esencial para maximizar los beneficios y minimizar los riesgos en el manejo del suelo.

Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen conflictos de intereses.

Agradecimientos

El trabajo presentado fue financiado por el proyecto BIOCIRKL (reg. no. TN02000044), con el apoyo del Plan de Recuperación Checo y la Agencia de Tecnología de la República Checa dentro del Programa de Centros Nacionales de Competencia en los años 2023-2028.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1,3,5- Trifeniltetrazolium formazanSigma-Aldrich, República Checa93145
2,3,5- cloruro de trifeniltetrazolio  Sigma-Aldrich, República ChecaT8877
autoclave CertoClav ClassicCertoClav, Austria8510174
Carbonato de Calcio  Sigma-Aldrich, República Checa239216
centrífuga MPW-251MPW Med. Instrument, Polonia10251
Colillas de cigarrillo biocarbónUniversidad de Hohenheim, AlemaniaProducido a 700 °C; C 
Contador de colonias CC-200Cole-Parmer14212-04
Enchytraeus albidus  INVITAL Aqua S.R.O.
etanol y la informaciónPenta, República Checa70390-11003
Biochar biomasa de lúpuloLaboratorio de la Academia de Ciencias de la República ChecaProducido a 650 ºC; C 
Celda Q incubadoraPol-Lab, Polonia
Horno de microondasAnton Paar, Multiwave PRO
PC portátil DELL Latitude 3510Productos Dell, Irlanda
Agar nutritivo media OXOID, República ChecaCM0003B
Suelo de la OCDE y nbsp;Microbiotest, Bélgica
Medidor de pH WTW inoLab pH 7110 Xylem Analytics, Alemania1AA112
Semillas de Sinapis alba yMicrobiotest, Bélgica
Espectrofotómetro M4 UV-VisibleVWR76520-716
Biocarbón de café molido usadoLaboratorio de la Academia de Ciencias de la República ChecaProducido a 650 ºC; C 
Biocarbón de madera de abetoOlesnice, República ChecaProducido a 600 ºC; C 
Estereomicroscopio MSZ5000-T-IL-TLA.Kruss Optronic, AlemaniaMSZ5000-T-IL-TL
Tris Base Sigma-Aldrich, República Checa252859
ocular de vídeo VOPC93 USB 2.0A.Kruss Optronic, Alemania  VOPC93
Báscula KERN EMB KERN, Alemania

Referencias

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