Artículo de método

Cría de ácaros foréticos asociados con insectos perforadores de madera

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DOI:

10.3791/69039

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2 de septiembre de 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

En este artículo

Resumen

Aquí, presentamos un protocolo para establecer y mantener cultivos de laboratorio de ácaros foréticos asociados con insectos perforadores de madera, incluidas especies depredadoras y fungivoras, utilizando una unidad de cría con fuentes de alimentos personalizables y métodos escalables para investigación experimental o aplicada.

Resumen

Los ácaros foréticos son asociados comunes de una amplia gama de insectos perforadores de la madera, como Coleoptera: Curculionidae y Cerambycidae. Los ácaros foréticos se encuentran entre los pocos grupos de organismos capaces de acceder a los sitios de reproducción de sus huéspedes. Estos organismos son diminutos, estableciendo asociaciones cercanas y afinidad por las condiciones bióticas y abióticas dentro de las galerías de insectos perforadores de madera. Su presencia dentro de las galerías puede ejercer una influencia significativa en el comportamiento y la reproducción de los escarabajos. Algunas especies pueden actuar como antagonistas naturales de los escarabajos y sus hongos mutualistas, interrumpiendo las relaciones simbióticas que garantizan su éxito. Estas características hacen que los ácaros foréticos sean candidatos prometedores para programas de control biológico dirigidos a plagas perforadoras de madera. Sin embargo, se necesitan métodos reproducibles para criar estos ácaros para estudiar su biología y ecología básicas y evaluar su potencial como agentes de control biológico. A pesar de su importancia, actualmente no existen protocolos detallados para mantener las poblaciones de ácaros foréticos en cautiverio. Este estudio presenta un enfoque práctico y accesible para la cría de dos grupos de ácaros foréticos, fungivoros / detritívoros (Acari: Astigmata) (es decir, Histiogaster arborsignis) y depredadores (Acari: Mesostigmata) (es decir, Proctolaelaps spp.). Proponemos utilizar granos de cebada laminados y nematodos como fuentes nutricionales para estos ácaros, respectivamente. Estas fuentes de alimentos son prácticas y ampliamente accesibles, requieren un mantenimiento mínimo al tiempo que ofrecen una dieta estandarizada adaptada a los requisitos nutricionales de los grupos de ácaros objetivo. Se utiliza un sustrato a base de yeso y carbón vegetal como matriz reguladora de la humedad. Esta combinación proporciona recursos alimenticios y un microhábitat adecuado para el mantenimiento y la reproducción a largo plazo de estos ácaros. El método descrito es escalable, lo que permite a los investigadores expandir las unidades de cría en proporción al tamaño de la colonia y los requisitos experimentales. Este protocolo ofrece una herramienta fundamental para avanzar en la investigación sobre las funciones ecológicas de los ácaros foréticos. Este sistema validado experimentalmente garantiza la viabilidad de la colonia a largo plazo durante varios meses y múltiples generaciones, sin dejar de ser adaptable para criar otros taxones de ácaros en condiciones de laboratorio.

Introducción

Muchos insectos perforadores de la madera completan la mayor parte de su ciclo de vida dentro de los árboles, donde se alimentan y a menudo actúan como vectores de patógenos de plantas, lo que plantea graves riesgos para la agricultura y los ecosistemas forestales 1,2. Entre los grupos más dañinos se encuentran los escarabajos invasores de las familias Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae y Curculionidae, que se han relacionado con una extensa mortalidad de árboles y pérdidas económicas en todo el mundo3. Florida alberga más de 35 especies de escarabajos ambrosía (Coleoptera: Curculionidae), y se sabe que al menos 15 infestan los árboles de aguacate 4,5. Las especies comunes en los huertos incluyen Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) y Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), que a menudo coexisten en el mismo árbol 4,6. Estos escarabajos son dañinos principalmente porque transmiten hongos simbióticos, algunos de los cuales son patógenos para las plantas7. El patógeno más grave es Harringtonia lauricola, el agente causal de la marchitez del laurel, introducido en los Estados Unidos con su vector principal, Xyleborus glabratus Eichhoff, alrededor de 2002 8,9. La marchitez del laurel ha devastado la industria del aguacate de Florida y las lauráceas nativas, matando a más de quinientos millones de árboles10,11. Además, H. lauricola ahora se encuentra en asociación con múltiples especies de escarabajos ambrosía, que funcionan como vectores alternativos en sistemas de aguacate donde X. glabratus es raro 4,12.

Los ácaros (Acari) son artrópodos muy diversos que ocupan una amplia gama de nichos ecológicos. Entre ellos, varios grupos son cada vez más reconocidos por su potencial como agentes de control biológico debido a su comportamiento depredador, altas tasas de reproducción y capacidad para prosperar en diversos entornos, incluidos el suelo, las superficies de las plantas y los productos almacenados. Su capacidad para suprimir brotes de plagas en invernaderos, viveros y campos agrícolas subraya su importancia en los programas de manejo integrado de plagas (MIP) 13,14. Por ejemplo, la familia Phytoseiidae incluye varias especies de considerable importancia en el control biológico, en particular Neoseiulus californicus Berlese y Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, que se utilizan ampliamente para la supresión de ácaros (Acari: Tetranychidae) y trips en cultivos de invernadero y de campo15. Del mismo modo, el ácaro laelapido Stratiolaelaps scimitus es un agente de control biológico dirigido a plagas que habitan en el suelo, como larvas de mosquitos de hongos y pupas de trips, y se incorpora ampliamente a los programas de manejo integrado de plagas16. Los ácaros foréticos representan un grupo prometedor en este contexto. Estos ácaros dependen de asociaciones temporales con sus huéspedes para la dispersión y se encuentran con frecuencia dentro de las galerías o cámaras de cría de insectos perforadores de madera, como los escarabajos de la corteza y la ambrosía 17,18,19.

La diversidad de ácaros foréticos se extiende tanto a la morfología como a la ecología. Algunos exhiben un comportamiento de alimentación fungivoro y detritívoro, mientras que otros son depredadores. Teniendo en cuenta su cercanía a sus huéspedes, los ácaros foréticos tienen el potencial de suprimir las poblaciones de insectos directamente al depredar huevos y larvas, al dañarlos físicamente o indirectamente, al interrumpir las asociaciones simbióticas de los insectos perforadores de la madera 20,21,22,23.

A pesar del creciente interés en los ácaros y sus posibles agentes de control biológico, el desarrollo de protocolos de cría para ellos sigue siendo limitado. Algunos estudios han reportado métodos para el cultivo de ácaros depredadores de vida libre (Acari: Mesostigmata)24,25; Sin embargo, las descripciones a menudo carecen de instrucciones para el establecimiento inicial de colonias de ácaros, lo que representa un desafío para los nuevos acarólogos. Actualmente, no se dispone de protocolos establecidos para mantener colonias de laboratorio a largo plazo o criar ácaros foréticos para uso experimental. El protocolo presentado en este estudio aborda esta brecha al ofrecer un método práctico, escalable y reproducible para criar ácaros depredadores (es decir, Mesostigmata) y fungivoros/detritívoros (es decir, Astigmata). Aunque el protocolo se describe en el contexto de los ácaros foréticos, es ampliamente aplicable a otros ácaros y se puede adaptar fácilmente para adaptarse a diversos objetivos de investigación. Por ejemplo, los ácaros Astigmata criados con este método pueden servir como presa ficticia para los ácaros depredadores26,27.

Este estudio tuvo como objetivo desarrollar y evaluar un protocolo estandarizado de cría de ácaros foréticos, bajo la hipótesis de que una combinación de sustrato y dieta ampliamente aplicable puede apoyar la supervivencia y reproducción sostenidas en diversos taxones de ácaros (Mesostigmata y Astigmata).

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Protocolo

El protocolo descrito aquí es una adaptación mejorada de las descripciones anteriores de las técnicas de cría masiva de artrópodos del suelo 24,25. También incluye un nuevo método para la cría masiva de ácaros foréticos fungivoros/detritívoros (es decir, Astigmata) utilizando bolsas de plástico esterilizables en autoclave. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación del sustrato de la unidad de cría

  1. Al iniciar un cultivo con 1-5 ácaros, use un frasco con tapa de rosca de 5 ml para facilitar la visualización de los ácaros durante el establecimiento de la colonia. Para conocer el tamaño inicial del frasco, calcule aproximadamente 20 ácaros por volumen de contenedor de 30 ml.
    NOTA: Por ejemplo, al comenzar un cultivo con 5-20 ácaros, use un frasco transparente con tapa de rosca de 30 ml o menos. Al comenzar un cultivo con 20-40 ácaros, utilice el siguiente tamaño de frasco (60 ml).
  2. Preparar una mezcla seca de 90 g de yeso de París y 10 g de carbón activado en polvo (9:1) en un vaso de precipitados esterilizable en autoclave de 500 ml. Revuelva el polvo hasta que esté completamente mezclado antes de esterilizar en autoclave.
  3. Cubra el vaso de precipitados con papel de aluminio para evitar que entre agua en el recipiente durante el proceso de esterilización en autoclave.
  4. Prepare una mezcla de trozos de corteza orgánica y musgo Sphagnum (2:1) en un vaso de precipitados esterilizable en autoclave. Prepare lo suficiente para cubrir aproximadamente la mitad del recipiente de cría.
    NOTA: Por ejemplo, al preparar un recipiente de 120 ml, prepare aproximadamente 60 ml del sustrato.
  5. Cubra el vaso de precipitados con papel de aluminio para evitar que entre agua en el recipiente durante el proceso de esterilización en autoclave.
  6. Vierta 500 ml de agua destilada en un vaso de precipitados esterilizable en autoclave.
  7. Cubre el vaso de precipitados con papel de aluminio.
  8. Autoclave la mezcla seca, la mezcla de corteza y musgo y el agua destilada en vasos de precipitados cubiertos separados. Ajuste el autoclave durante 30 min a 121 °C y 15 psi, con un tiempo de secado de 30 min.
  9. Deje que los materiales se enfríen a temperatura ambiente (25 °C) durante aproximadamente 1 h. Deje todos los materiales cubiertos con papel de aluminio mientras se enfría.
  10. Una vez frío, vierta 50 ml de agua destilada esterilizada en autoclave en la mezcla de carbón activado y yeso a la vez, mezclando la mezcla cada vez que se agregue más agua. Repita el proceso hasta lograr una consistencia cremosa (la consistencia ideal es similar a la mayonesa).
  11. Vierta inmediatamente la mezcla en el fondo del frasco y golpéela suavemente varias veces contra una superficie plana para eliminar las burbujas de aire. Vierta lo suficiente para crear una capa de 1 cm de la mezcla.
    NOTA: Si usa un frasco de menos de 30 ml, ajuste el grosor de la capa a aproximadamente el 25% de la altura del frasco.
  12. Espere a que la mezcla se seque por completo (aproximadamente 6 h) (Figura 1A, B).
  13. Agregue agua destilada a la capa inferior hasta que se vuelva gris más oscuro. Agregue suficiente agua para saturar esta capa sin mojar la superficie. Si se vierte una cantidad excesiva de agua, use un trozo de toalla de papel para absorber el exceso de agua.
  14. Agregue la mezcla esterilizada en autoclave de trozos de corteza orgánica y musgo Sphagnum (2: 1) a la unidad de cría. Agregue lo suficiente para cubrir la mitad o menos de la unidad de cría (Figura 1C).
    NOTA: Si comienza un cultivo con 1-5 ácaros, agregue un solo trozo pequeño de corteza y / o una hebra de musgo Sphagnum para facilitar la visualización de los ácaros durante el establecimiento de la colonia (Figura 2A).

2. Preparación de una tapa ventilada

  1. Taladre un agujero en el centro de la tapa del frasco. Para un frasco de 30 ml, taladre un orificio de 1 cm de diámetro. Para recipientes más grandes, aumente el tamaño del orificio a una velocidad de aproximadamente 2 mm de diámetro por cada aumento de 30 ml en el volumen del recipiente (es decir, orificio de 1,2 mm de diámetro para un recipiente de 60 ml, 1,4 mm para un recipiente de 90 ml, etc.).
    NOTA: Cuando se usa un frasco de menos de 30 ml, no se recomienda perforar un agujero en la tapa, ya que el sustrato se secará rápidamente (Figura 2B). Asegúrese de que el recipiente se abra cada 2 días para el intercambio de aire.
  2. Use pegamento caliente para colocar una malla a prueba de ácaros (apertura de 80 μm o menos) en la parte superior del orificio. Aplique el pegamento caliente alrededor del orificio en ambos lados de la tapa para asegurarse de que todas las grietas estén cubiertas (Figura 1D).

3. Fuente de alimento y transferencia de ácaros foréticos

  1. Ofrezca pequeños parches (aproximadamente el 20% de la superficie) de presas / alimentos por separado en la unidad de cría.
    NOTA: Determine la fuente de alimento en función de los hábitos alimenticios del ácaro que se está criando. Para los ácaros depredadores (es decir, Mesostigmata), ofrezca nematodos y / o larvas y huevos de ácaros Astigmata (es decir, Aleuroglyphus ovatus oThyreophagus entomophagus)27. El nematodo más accesible y fácil de cultivar para alimentar a los ácaros depredadores son los microgusanos (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), fácilmente disponible comercialmente para su uso como fuente de alimento para alevines de pescado. Alternativamente, utilice nematodos entomopatógenos disponibles comercialmente, como Steinernema spp. y Heterorhabditis spp.28. Para fungivoros/detritívoros (es decir, Astigmata), ofrezca granos de cebada enrollados y copos de avena.
  2. Transfiera los ácaros a la unidad de cría con un pincel fino.
  3. Etiquete las culturas. Escriba nombres científicos y comunes (cuando estén disponibles), fecha, ubicación de la colección y anfitrión.
  4. Después de 24 h, observe los ácaros bajo el microscopio estereoscópico para determinar qué presa/alimento es el preferido por ellos.
  5. Mantenga los cultivos a un rango de temperatura de 25-27 ° C en completa oscuridad.

4. Recolección de ácaros foréticos y hospedadores

  1. Elija y localice los huéspedes foréticos. Muchos escarabajos perforadores de la madera y otros insectos sirven como huéspedes foréticos de ácaros. Explora áreas y nichos ecológicos específicos ocupados por el huésped forético.
  2. Recoja los huéspedes empleando métodos que permitan que los ácaros foréticos permanezcan vivos después de la recolección, como cebar, atrapar, recolectar con redes y / o recoger a mano. Evite el uso de agentes asesinos.
    NOTA: El método de recolección dependerá del huésped forético. Por ejemplo, los escarabajos de la corteza y la ambrosía se pueden recolectar usando trampas de embudo Lindgren, excavando troncos manualmente o colocando troncos infestados en contenedores que sirven como cámaras de emergencia29.
  3. Transfiera los huéspedes foréticos al laboratorio.
  4. Use un microscopio estereoscópico (40-200x) para localizar los ácaros foréticos en el cuerpo del huésped.
    NOTA: Los ácaros foréticos se adhieren comúnmente a las alas de los escarabajos (élitros), la cutícula blanda (es decir, entre los segmentos de las patas y el cuerpo), el tórax y debajo de los élitros.
  5. Después de preparar la unidad de cría (siguiendo los pasos 2, 3 y 4), extraiga los ácaros con cuidado del cuerpo de los anfitriones con un pincel fino.
  6. Examine los individuos recolectados bajo un microscopio estereoscópico (40-200×) para verificar que todos los ácaros agregados a la unidad de cría sean morfológicamente uniformes. Si se detectan múltiples morfotipos, sepárelos y establezca unidades de cría individuales para cada morfotipo distinto.
  7. Transfiera los ácaros foréticos a la unidad de cría con un pincel fino.

5. Mantenimiento de la cultura

  1. Observe los cultivos bajo un microscopio estereoscópico (40-200×) cada 2 días. Verifique si hay signos de contaminación con esporofitos (moho), otros ácaros y bacterias.
  2. Elimine manualmente la contaminación con una herramienta esterilizada como fórceps. Los pequeños crecimientos de moho se pueden controlar aplicando suavemente EtOH al 70% directamente a las hifas con un pincel. Elimina cualquier ácaro no reconocido.
    NOTA: Algunas etapas de la vida de los ácaros se ven morfológicamente distintas de otras. Por ejemplo, muchos ácaros astigmatítidos producirán deutoninfas foréticas (hipopi) que no se parecen a otras etapas de la vida. Investigue la literatura para encontrar diferencias morfológicas entre las etapas de vida del ácaro que se está criando.
  3. Reponga la fuente de alimento. Agregue solo suficiente alimento para consumir antes del próximo mantenimiento de cultivo para evitar ensuciar la unidad de cría.
  4. Agregue agua destilada al fondo de la unidad experimental para mantener la humedad alta (>75%). Utilice una pipeta para agregar agua en incrementos de 1 ml. Agregue suficiente agua para saturar esta capa sin que la superficie se humedezca (brillante). Si la superficie se humedece excesivamente, use una toalla de papel para absorber el exceso de agua hasta que la superficie se vuelva opaca.
    NOTA: A medida que la capa absorbe agua, se volverá gris más oscuro.
  5. Una vez a la semana, agite suavemente la unidad de cría para evitar la compactación del sustrato. Este paso es importante para los cultivos que se mantienen en recipientes de más de 500 ml.

6. Ampliación de los cultivos de ácaros foréticos depredadores

  1. Después de 2-4 semanas de establecimiento del cultivo, o cuando el cultivo esté saturado de ácaros, prepare un frasco de mayor tamaño equipado con presas siguiendo los pasos descritos anteriormente. Para saber el tamaño del frasco necesario, calcule la cantidad de ácaros que se transfieren y utilice la regla de 20 ácaros por 30 ml.
    NOTA: Cuando el cultivo está saturado de ácaros, comenzarán a arrastrarse sobre el sustrato, así como sobre la tapa. Este es generalmente el momento de mejorar el cultivo a un contenedor más grande.
  2. Transfiera todo el sustrato con ácaros del frasco viejo al nuevo.
  3. Voltee el frasco viejo sobre el frasco nuevo y golpee el fondo para desalojar los ácaros de la arena vieja en la nueva unidad de cría.
  4. Si queda una cantidad sustancial de ácaros en el frasco viejo, transfiéralos manualmente con un pincel fino.

7. Ampliación de cultivos de funginívoros/detritívoros a bolsas de plástico de cría masiva

NOTA: A medida que los ácaros fungivoros/detritívoros consumen los granos, su excremento y materia orgánica en descomposición pueden ensuciar rápidamente el sustrato de cría, haciendo que las condiciones sean dañinas para los ácaros. Por lo tanto, se recomiendan pequeñas unidades de cría, hasta un frasco de 120 ml, para mantener pequeñas colonias de ácaros fungivoros. Para la ampliación o cría masiva de ácaros fungivoros, se recomiendan bolsas esterilizables en autoclave con cebada enrollada.

  1. Agregue 100 g de cebada o avena enrollada a una bolsa filtrada en autoclave de 19 cm x 19 cm x 32 cm (comúnmente utilizada para el cultivo de hongos) (Figura 3).
  2. Agregue 25 ml de agua destilada a los granos.
  3. Cierre la bolsa sin apretar para que no explote en el autoclave.
  4. Autoclave la bolsa utilizando el ciclo Liquid 30 (121 °C).
  5. Espere a que los granos se enfríen por completo antes de introducir ácaros.
    NOTA: Los granos deben estar suaves y húmedos después de ser esterilizados en autoclave. La cantidad inicial de agua puede depender del tipo y la marca del grano, debido a las diferencias en la forma en que se procesan. El volumen de agua agregado a los granos se puede ajustar aumentándolo o disminuyéndolo en 5-10 ml de la recomendación del protocolo (25 ml). Por ejemplo, si los granos se ven completamente secos, agregue 5-10 ml adicionales de agua antes de esterilizar en autoclave. Si hay agua visible en el fondo de la bolsa, reduzca la cantidad de agua agregada antes del autoclave en 5-10 ml.
  6. Transfiera los ácaros del frasco de cría a la bolsa. Use una cucharadita pequeña o equivalente para sacar una mezcla de todas las etapas de la vida de la superficie. Transfiera solo los ácaros con el sustrato de grano. No transfiera los trozos de corteza y musgo Sphagnum , ya que son fuentes de contaminación por moho.
  7. Selle la bolsa con un sellador de bolsas de plástico térmico.
  8. Mantenga los cultivos a un rango de temperatura de 25-27 °C, preferiblemente en la oscuridad.

8. Mantenimiento del cultivo de funginívoros/detritívoros en bolsas de plástico

  1. A medida que los ácaros consumen los granos, se convierten en polvo y tienden a compactarse. Agite las bolsas dos veces por semana para asegurarse de que el sustrato alimenticio esté aireado y mezclado.
  2. Cuando se haya consumido la mayor parte (>75%) de los granos o si hay contaminación con hongos o bacterias, prepare una nueva bolsa siguiendo el paso 8.
  3. Transfiera los ácaros a la nueva bolsa. Asegúrese de transferir el sustrato en polvo, ya que tendrá la mayor concentración de ácaros.
    NOTA: El tiempo que los ácaros deben dejarse en la bolsa antes de ser transferidos a una nueva dependerá de la especie de ácaro en cuestión, el número inicial de ácaros introducidos y la temperatura a la que se mantengan. En la mayoría de los casos, las bolsas durarán aproximadamente tres semanas antes de que deban reemplazarse.

9. Inspección mensual de colonias

  1. Una vez al mes, prepare portaobjetos de microscopio de 5 a 10 ácaros adultos en la colonia utilizando el medio de Hoyer30.
  2. Revise las muestras bajo el microscopio (400-1000x) para asegurarse de que la especie de ácaro que se cría no haya sido reemplazada por un contaminante.

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Resultados

El protocolo descrito en este manuscrito apoyó efectivamente el crecimiento y la reproducción de dos especies de ácaros depredadores, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) y Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), y una especie de fungivoro/detritívoro, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), en condiciones de laboratorio. Se prepararon diez colonias (réplicas) para cada especie de ácaro. Cada colonia se inició con cinco individuos mantenidos en arenas de 5 mL (como s...

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Discusión

El presente estudio demuestra que el protocolo de cría propuesto apoyó efectivamente la supervivencia y reproducción tanto de ácaros depredadores (Lasioseius safroi y Proctolaelaps sp.) como de una especie fungivora/detritívora (Histiogaster arborsignis) en condiciones controladas de laboratorio. Se registraron aumentos sustanciales de la población durante el período de 14 días, con tamaños medios de colonia superiores a 200 individuos después de la transición ...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

En parte, esta investigación fue apoyada por el Sistema Nacional de Recuperación de Enfermedades de las Plantas en el marco de un proyecto interno del USDA (5010-22410-024-00-D) y la subvención NIFA del USDA 2024-51181-43302.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Recipientes transparentes de 5 ml con tapaAmazonas - Medsuo‎ Y-ZS-11-299
Juego de pinceles finos para detalles 6 piezasAmazon - TransonSJGGX6
Papel de aluminio para todos los días Envoltura Reynoldshttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830& gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Sellador de bolsas de calor por impulsoAmazonas - runruii619438296390
Bolsa esterilizable en autoclave de tiras de filtro múltipleAmazon - Bolsas de microsacosB076C2KTMD
Carbón activado de coco orgánico (en polvo) de grado alimenticioAmazonas - Belle ChemicalAC - 01
Yeso de París (Polvo)DAP10318
Corteza de ReptiZoo MedRB4
Copos de cebada enrolladosAmazonas - Granjas Mulberry LaneB015EURFTY
Copos de avenaCuáquero30000562314
Musgo SphagnumAmazonas - RiareB0B1TCJQ6R
Malla 200 de alambre tejido de acero inoxidableTIEMPOTXJ-484-US
Steris Amsco Lab 250SterisRSLAB250
Gusano Walter - Panagrellus silusioides CulturaAmazon - Ranas de JoshB08XY3LM46
Frascos de plástico de boca ancha redondos transparentes con tapas negrasAmazon - Momento eterno73417297318230 a 250 ml disponibles

Referencias

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