Este protocolo fue aprobado por el Comité de Bienestar Animal y Ética del Departamento de Ciencias de Animales de Laboratorio de la Universidad de Fudan (Nº de aprobación: 2019 Hospital Huashan JS-008).
Establecimiento del modelo de la rata
Lesión por rotura del tronco superior en el lado izquierdo
La temperatura ambiente se mantenía entre 23 y 25 °C. Las ratas de Sprague-Dawley fueron anestesiadas con pentobarbital intraperitoneal al 1% de sodio (0,4 mL/100 g de peso corporal). Tras la inducción de la anestesia, la rata se colocó en posición supina sobre la tabla de operaciones con las extremidades anteriores abducidas 90° del tronco. El cuello, el pecho, la axila y, en animales NG solo, ambas extremidades traseras fueron rapados. La piel fue desinfectada con povidona-yodo. Se realizó una incisión cervical de 3 cm en la línea media desde el cartílago cricoide hasta el borde superior del manubrio esternio. Bajo un microscopio quirúrgico, el tejido subcutáneo y la fascia profunda fueron diseccionados capa por capa para exponer los músculos esternohioides, esternomastoides, pectoral mayor y pectoral menor. Estos cuatro músculos se retraían mediante retractores estériles y hechos a medida con clips. Los extremos distales de los separadores se fijaban a la tabla de operación con gomas elásticas, y la tensión se ajustaba para obtener la máxima exposición mientras se protegía la vena yugular interna. Se identificaron los músculos escalenos anterior y medio, y se expuso la porción supraclavicular del plexo braquial en el espacio interescaleno (Figura 1A). Las raíces C5 y C6 fueron seccionadas 5 mm distal a sus respectivos forámenes intervertebrales, luego se resecó un segmento de 5 mm para crear un espacio definido (Figura 1B). En el grupo NT, los muñones proximales de C5 y C6 se suturaron a tejidos blandos adyacentes para evitar que los axones regeneradores entraran por la vía distal.
Establecimiento del modelo NG
Se realizó una incisión en forma de L a lo largo de la parte dorsolateral de la pata trasera, a través del maléolo lateral y subiendo por la parte lateral de la pata inferior. Bajo un microscopio quirúrgico, el tejido subcutáneo y la fascia profunda se diseccionaron capa por capa, cuidando de proteger la pequeña vena safena, y luego se expuso y extrajo el nervio sural. Los nervios surales bilaterales alcanzaban una longitud total de 8 cm. Tras recortar el tejido conectivo perineural, cada nervio se dividió en ocho segmentos de 1 cm. El nervio supraescapular fue transectado en su origen desde el tronco superior. Se utilizó un injerto para puente de C5 al nervio supraescapular; tres injertos de C5 y cuatro de C6 al tronco superior (Figura 1C).
Establecimiento del modelo NT
La incisión cervical de la línea media se extendió aproximadamente 2,5 cm distalmente hacia la parte superior del brazo. En el punto donde emerge la rama cutánea pectoral lateral, el músculo pectoral mayor fue inciso a lo largo de la dirección de la fibra entre el pectoral mayor y el bíceps. El pectoral menor más profundo fue diseccionado de forma directa para exponer las cuerdas del plexo braquial que pasan por debajo del pectoral mayor. El nervio cubital se origina en la médula medial y recorre la mayor parte medial dentro del segmento de la médula (Figura 1D). El nervio musculocutáneo se origina en la médula lateral, pasa por debajo del borde inferior del redondo mayor hacia el brazo y finalmente entra en el abdomen del músculo bíceps braquial, que se extiende más lateralmente dentro del segmento cordón (Figura 1D). El nervio radial se origina en la médula posterior, pasa bajo el borde inferior del tendón dorsal, que entra en el brazo posterior, y produce tres ramas que suministran las cabezas larga, media y lateral del tríceps. El nervio axilar también surge de la médula posterior, atraviesa el espacio cuadrangular y se divide en ramas anterior y posterior que inervan el músculo deltoide.
Transferencia del nervio accesorio espinal al nervio supraescapular
El músculo esternocleidomastoideo se retrajo dentro de la incisión cervical mediana para exponer el nervio accesorio espinal. El nervio emerge por debajo del músculo digástrico, alcanza el tercio medio del borde medial esternocleidomastoideo, desprende la rama esternocleidomastoidea, continúa a lo largo del borde posterior de ese músculo y desciende lateralmente en el cuello para inervar el trapecio. La rama esternocleidomastoidea fue transectada para eliminar la tracción sobre el nervio accesorio que de otro modo podría alterar el sitio de coaptación tras la transferencia. La rama del trapecio se dividía en su punto de entrada en el músculo. El nervio supraescapular fue transectado en su origen distal respecto al tronco superior. La rama trapecia del nervio accesorio fue coaptada al nervio supraescapular con una única sutura sintética de polipropileno 10-0 (Figura 1E).
Transferencia del fascículo del nervio cubital a la rama motora del bíceps del nervio musculocutáneo (procedimiento de Oberlin)
El tronco principal del nervio musculocutáneo se movilizó distalmente hasta que toda la rama motora del bíceps quedó completamente expuesta. A nivel del tercio medio de la rama motora del bíceps, se extrajo un fascículo de 6 mm de la parte lateral del nervio cubital y su extremo distal fue cortado bruscamente. La rama motora del bíceps fue seccionada en su origen desde el tronco nervioso musculocutáneo. El fascículo cubital movilizado se unió a la rama motora del bíceps con una única sutura sintética de polipropileno 10-0. La exposición completa de la rama motora del bíceps cumple dos propósitos: (1) identificar el lugar exacto para la extracción del fascículo del nervio cubital y (2) asegurar una coaptación sin tensión tras la transferencia (Figura 1F).
Transferencia de la rama radial del tríceps de cabeza larga a la rama anterior del nervio axilar (procedimiento de Leechavengvong)
La rata fue reposicionada en posición prona con la extremidad anterior abducida 90° respecto al tronco. La parte dorsal del brazo superior izquierdo fue rapada y desinfectada. Se realizó una incisión longitudinal de 3,5 cm en la parte dorsal del brazo superior izquierdo, que se extiende desde la articulación del hombro hasta el nivel del húmero medio. Bajo el microscopio quirúrgico, el tejido subcutáneo y la fascia profunda fueron diseccionados capa por capa. El músculo deltoides se retrajo para exponer el espacio cuadrangular subyacente, donde se veía salir del espacio el tronco principal del nervio axilar y los vasos humerales circunflejos posteriores correspondientes. El nervio axilar se movilizó distalmente hasta que todas las divisiones anterior y posterior quedaron completamente expuestas justo antes de entrar en el abdomen del músculo deltoide. Dentro de la misma incisión, se identificó el tronco principal del nervio radial entre las cabezas larga y lateral del tríceps. El nervio radial se movilizó distalmente hasta que toda la rama motora hacia la cabeza larga del tríceps quedó claramente visualizada (Figura 1G). La rama del tríceps de cabeza larga se transsectó en su entrada al músculo y se reflejó proximalmente para aproximar la rama anterior del nervio axilar. La rama anterior del nervio axilar fue transsectada en su origen desde el tronco principal y se reflejó distalmente. La rama del tríceps de cabeza larga hacia la rama anterior del nervio axilar fue coaptada con una única sutura sintética de polipropileno 10-0 (Figura 1H).
Tras completar todas las reconstrucciones nerviosas, cada campo quirúrgico fue irrigado con solución salina estéril y cada lugar de coaptación fue inspeccionado meticulosamente para confirmar su integridad. Todas las incisiones se cerraron en capas: el músculo pectoral mayor se acercó con suturas de seda no absorbibles 5-0 (necesarias solo en la incisión cervical del grupo NT), seguidas de la fascia subcutánea y la piel. Como cada coaptación nerviosa se realizó sin tensión, la inmovilización postoperatoria de las extremidades superiores fue innecesaria.
Evaluación conductual
Puntuación de Ochiai13
La rata fue levantada por la cola de modo que su cuerpo quedaba suspendido a 30 cm sobre la mesa, y se observó la postura de ambas extremidades anteriores. La rata fue colocada en una pasarela estrecha (50 cm de largo × 10 cm de ancho) sobre la mesa para observar la marcha de su extremidad anterior mientras camina. Toda la pista estaba cubierta con papel blanco y el extremo de salida humedecido con tinta negra. A medida que la rata avanza, se obtienen huellas claras. 0 puntos – cuando están suspendidos, ambos miembros delanteros cuelgan rectos hacia el suelo de forma relajada (Figura 2A-1); durante la marcha, ninguna extremidad anterior es arrastrada (Figura 2A-2). 1 punto – cuando está suspendida, la extremidad anterior afectada está ligeramente aducida y flexionada (Figura 2B-1); al caminar, se observa un leve arrastre debido a la limitada flexión del codo (Figura 2B-2). 2 puntos – cuando está suspendida, la extremidad anterior afectada está completamente flexionada y aducida (Figura 2C-1); durante la caminata, es evidente un arrastre severo (Figura 2C-2).
Prueba de falta del pie de Barth13
Se preparó una rejilla metálica horizontal (50 cm × 38 cm) elevada 11 cm sobre la mesa; cada cuadrado de cuadrícula mide 1,5 cm. La rata fue colocada en la cuadrícula; cada vez que la extremidad anterior afectada se desliza por una abertura de la rejilla, se registra como una "falla del pie" (Figura 3). Se contó el número de fallas en el pie que cometió la extremidad afectada en 2 minutos.
Prueba de peluquería Terzis14
La rata fue colocada en una caja de observación transparente abierta por la parte superior. Se pulverizó aproximadamente entre 1 y 3 mL de solución salina normal sobre el hocico y la cara de la rata, y se observaron sus intentos de eliminar las gotas de agua.
Grado 0 – sin respuesta de la extremidad afectada.
Grado 1 – la extremidad afectada se flexiona en el codo y llega a la boca, pero no puede alcanzar la nariz (Figura 4A).
Grado 2 – la extremidad afectada llega a la nariz (Figura 4B).
Grado 3 – la extremidad afectada llega por encima de la nariz pero no llega al ojo (Figura 4C).
Grado 4 – la extremidad afectada llega al ojo pero no puede alcanzar el oído (Figura 4D).
Grado 5 – la extremidad afectada llega a la oreja o detrás de ella (Figura 4E).
Potencial de acción muscular compuesto (CMAP)
La rata fue anestesiada, inmovilizada y preparada según lo descrito previamente en el protocolo, y la porción supraclavicular y el segmento del cordón del plexo braquial quedaron expuestos. El electrodo negro de la aguja de registro se insertaba en el abdomen del músculo objetivo (bíceps braquial, deltoides o infraespinoso). El electrodo rojo de registro se insertaba en la unión tendón-músculo del mismo músculo. El electrodo de referencia verde se colocó entre los electrodos negro y rojo (Figura 5). Todos los electrodos se insertan hasta una profundidad de 2 mm, y se utilizan sitios de inserción idénticos en ambos lados. El nervio se elevó suavemente con el electrodo estimulante para la prueba. Se entregó un pulso de onda cuadrada única de 0,5 mA de intensidad y 0,2 ms de duración; Se registraron la latencia y amplitud del CMAP. Se utilizó el lado contralateral (sano) como referencia (asignado a 1). Se calcularon la tasa de retardo de latencia ([latencia en el lado afectado/latencia en el lado sano] × 100 %) y la tasa de recuperación de amplitud ([amplitud en el lado afectado/amplitud en el lado sano] × 100 %).
Tinción por inmunofluorescencia
Las fibras mielinizadas fueron marcadas con antineurofilamento 200 (NF200); entre ellas, las fibras mielinizadas motoras se distinguieron por co-marcaje con la acetiltransferasa anti-colina (ChAT). Por tanto, las fibras positivas para NF200 pero negativas para ChAT se clasificaron como fibras mielinizadassensorialmente 15.
Para el grupo de injerto nervioso, el tronco principal de los nervios musculocutáneo, axilar y supraescapular fue extraído distal hasta el segundo sitio de sutura en la extremidad afectada. Para el grupo de transferencia nerviosa, la rama bíceps del nervio musculocutáneo, la rama anterior del nervio axilar y el nervio supraescapular se trasladaron distalmente a sus respectivos sitios de coaptación. Un segmento de 3 mm de cada nervio se sumergió en paraformaldehído al 4% y se fijó a 4 °C durante 24 horas.
Las muestras estaban orientadas perpendicularmente al eje longitudinal, incrustadas en parafina y seccionadas en serie a 3 μm. Tras la deparafinización, la recuperación de antígenos se realizó en un tampón de 0,01 M EDTA (pH 8,0) utilizando un horno de microondas. Las secciones se incubaron durante la noche a 4 °C con anticuerpos primarios diluidos en PBS (ChAT, 1:200; NF200, 1:500), seguido de lavados con PBS y incubación de 50 minutos a temperatura ambiente con anticuerpos secundarios (anti-conejo conjugado con Cy3, 1:300; Alexa Fluor 488-conjugado anti-ratón para cabras, 1:400) protegida de la luz. Los núcleos se contra-tinturaron con DAPI. Se fotografiaron secciones transversales completas de cada nervio bajo un microscopio de fluorescencia equipado con un escáner de portaobjetos.
NF200 se visualizó con fluorescencia verde y ChAT con fluorescencia roja; Los perfiles NF200-positivo/ChAT negativos se contabilizaron como fibras mielinizadas sensoriales. Cinco secciones seleccionadas al azar de cada nervio se analizaron con ImageJ. Se contó el número total de fibras mielinizadas sensoriales en toda la sección transversal para cada sección, y el valor medio de las cinco secciones se tomó como el recuento final para esa muestra nerviosa.
Análisis estadístico
El tamaño de la muestra (n = 8 por grupo) se calculó prospectivamente con G*Power utilizando el tamaño del efecto piloto de conteo de axones sensoriales (d de Cohen = 2,31) para obtener ≥ 80 % de potencia a α = 0,05. Todos los análisis estadísticos se realizaron utilizando GraphPad Prism. Los datos se presentan como mediana (rango intercuartílico) [M (p25–p75)]. Se realizaron comparaciones entre grupos con la prueba Mann-Whitney U. Se consideró estadísticamente significativo un valor P < 0,05.