Artículo de método

Montaje reproducible para la imagen in vivo de dos fotones de la contractilidad de los vasos linfáticos cervicales y el flujo linfático en ratones

DOI:

10.3791/69482

⸱

10 de abril de 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics, Saratov State University, 3Department of Computer Science and Information Technology, Saratov State University, 4, Res Inst Intelligent Complex Syst, Fudan University, 5Potsdam Institute for Climate Impact Research

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El manuscrito demuestra un método innovador para el estudio in vivo de la contractilidad de los vasos linfáticos cervicales y el flujo linfático en ratones, para evaluar diversas funciones fisiológicas de los vasos linfáticos cervicales (cLVs) y las estrategias terapéuticas para la modulación de los mecanismos reguladores linfáticos del drenaje y la eliminación cerebral.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La contractilidad de los cLV es la fuerza motriz del flujo linfático y un mecanismo clave subyacente a la limpieza de toxinas cerebrales. Aquí presentamos un método innovador para la imagen in vivo de dos fotones de la contractilidad de los cLVs y la observación a largo plazo de la eliminación de glóbulos rojos con flujo linfático en cLVs en ratones. Los componentes del montaje incluyen una mini almohadilla térmica adaptada al cuello del ratón que permite aumentar la ventana para obtener imágenes hasta 5 horas, preservando la contractilidad del cLV y el flujo linfático; control de humedad; una carcasa protectora; y un sistema de posicionamiento que permite mantener una visualización óptica estable de los cLVs. El método garantiza la reproducibilidad y compatibilidad con otros tipos de microscopios de dos fotones y una amplia gama de objetivos, manteniendo imágenes de alta calidad con profundidades de hasta 500 μm. El protocolo incluye etapas detalladas de preparación quirúrgica de cLVs para mantener el entorno fisiológico, proporcionando la contractilidad normal del cLV.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La contractilidad de los vasos linfáticos cervicales (cLVs) desempeña un papel clave en el drenaje cerebral y en la eliminación linfática de sus tejidos de metabolitos y toxinas 1,2,3. La reducción de esta función principal de los cLVs conduce a la supresión de la limpieza de toxinas cerebrales, que va acompañada de muchas enfermedades cerebrales, incluyendo la enfermedad de Alzheimer, lesiones cerebrales traumáticas ycáncer cerebral 4,5,6,7,8,9. Por lo tanto, estudiar la contractilidad del cLV es un enfoque importante en el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas para la modulación de los mecanismos reguladores linfáticos del drenaje y eliminación cerebral 10,11,12.

Este estudio presenta un método innovador para la imagen en tiempo real de dos fotones de la contractilidad del cLV y el flujo linfático en ratones de diferentes edades. Los componentes importantes del sistema incluyen una microalmohadilla térmica que, al estar unida al cuello del animal, permite un tiempo de imagen prolongado de hasta 5 horas, manteniendo la actividad contráctil de los vasos linfáticos colectores y la estabilidad del flujo linfático.

Cabe señalar que, a diferencia del sistema circulatorio sanguíneo, lleno de sangre que se mueve a cierta velocidad (de 10 mm/s en arteríolas a 13 cm/s en el seno sagital en humanos) a través de varios tipos de vasos sanguíneos, el llenado de vasos linfáticos con linfa depende del creciente gradiente de presión entre los vasos linfáticos vacíos y del volumen de líquido intersticial generado durante elmetabolismo 13, 14,15,16,17,18,19. Al mismo tiempo, el flujo linfático en los vasos linfáticos es intermitente, oscilando entre 0 y 1 mm/s 20,21,22. Estudios recientes de resonancia magnética en humanos han demostrado que el flujo linfático en los vasos linfáticos meníngeos (MLV) es de 1-3 mm23. Sin embargo, hay que señalar que incluso en una sola persona, el flujo linfático en los MLV varía en diferentes momentos del día y puede caer hasta 0. Por tanto, el flujo linfático en los vasos linfáticos es inconsistente ya que depende de la velocidad de los procesos metabólicos, que a su vez depende de la temperatura24. De hecho, la velocidad de una reacción bioquímica se ve profundamente y directamente afectada por la temperatura, lo que por tanto también podría ejercer un efecto significativo sobre las contracciones espontáneas de los vasos linfáticos y, por tanto, alterar el drenaje y el transportelinfático 24,25,26.

Por lo tanto, mantener la temperatura corporal es una condición importante para preservar el entorno fisiológico de los vasos linfáticos y así apoyar la contractilidad normal y el flujo linfático. Sin embargo, el uso de placas calefactoras disponibles comercialmente no garantiza el mantenimiento de la temperatura necesaria en las zonas profundas y ópticamente accesibles del cuello donde se encuentran los cLVs. Esto es especialmente importante para la imagen de dos fotones de la contractilidad y el flujo linfático del cLV, ya que se realiza en salas experimentales frías con una temperatura ambiente de 19 °C, que es necesaria para esta técnicaóptica 27.

En este sentido, en la gran mayoría de los estudios in vivo, la contractilidad de los vasos colectores linfáticos que utilizan placas calefactoras comerciales está limitada a 3-5 minutos (el efecto máximo suele observarse en pocos segundos 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37),38, tras lo cual disminuyen el empaste linfático y la contractilidad. Este enfoque limita significativamente el tiempo de observación de la fisiología de los vasos linfáticos y hace imposible evaluar los efectos a largo plazo sobre su contractilidad y flujo linfático, lo que nos motivó a desarrollar una mini almohadilla térmica adaptada al cuello del ratón con el objetivo de aumentar la ventana temporal para obtener imágenes hasta 5 horas, preservando la contractilidad del cLV y el flujo linfático estable.

Otro componente de la configuración es la carcasa protectora con sistema de control y posicionamiento de humedad que permite mantener una visualización estable de los cLVs sin inmersión en agua, y la preservación de imágenes de alta resolución cuando se utilizan lentes de inmersión de aire a larga distancia corregidas para vidrio de cubierta de 0,17 mm (por ejemplo, CFI Plan Apochromat Lambda D 10x (MRD70170) y CFI Plan Apochromat Lambda D 20x (MRD70270).

El método propuesto garantiza la reproducibilidad y compatibilidad con otros tipos de microscopios de dos fotones y diversos rangos de objetivos compatibles con la carcasa, teniendo en cuenta las características ambientales, incluyendo el control de temperatura/humedad y la distancia de trabajo desde la lente, manteniendo imágenes de alta calidad con profundidades de hasta 500 μm y ventana temporal (hasta 5 horas), lo que permite un análisis a largo plazo de la contractilidad de cLVs y flujo linfático con alta calidad en ratones.

Es importante tener en cuenta la ubicación anatómica de los cLV cerca de la bifurcación de la arteria carótida, donde se encuentran los barorreceptores. El impacto mecánico sobre los barorreceptores provoca desestabilización de la presión arterial y la frecuencia cardíaca. Esto puede provocar cambios significativos en la presión hidrostática y, como resultado, alteración del flujolinfático 39. Por ello, el método propuesto incluye una descripción detallada del protocolo quirúrgico para el aislamiento suave de los cLVs en la zona profunda del cuello, con el fin de evitar impactos mecánicos en la bifurcación de la arteria carótida cercana y cambios en la presión arterial, que pueden provocar un flujo linfático deteriorado en el cerebro y, en consecuencia, un deterioro del flujo linfático en los cLV y su contractilidad.

Los resultados demuestran la disminución de la contractilidad del cLV relacionada con la edad y su sensibilidad a efectos fotoestimulantes terapéuticos en ratones. Además, por primera vez en observación a largo plazo (durante 5 horas), demostramos claramente que los cLV actúan como túneles para la eliminación de glóbulos rojos del ventrículo lateral derecho, que es una vía linfática importante para la limpieza de toxinas cerebrales 1,2,3. En general, el método para la imagen in vivo de dos fotones de la contractilidad y el flujo linfático del cLV está destinado a estudios preclínicos de diversas funciones fisiológicas de los cLVs, incluyendo la regulación del drenaje y la eliminación cerebral, la eliminación de metabolitos y toxinas del cerebro, así como para la prueba de nuevas tecnologías terapéuticas para la modulación de la fisiología del cLV.

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Protocolo

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Todos los procedimientos se realizaron de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio, la Directiva 2010/63/UE sobre la Protección de los Animales Utilizados con Fines Científicos, y las directrices del Ministerio de Ciencia y Educación Superior de la Federación Rusa (nº 742 de 13.11.1984), aprobadas por la Comisión de Bioética de la Universidad Estatal de Saratov (Protocolo nº 7, 22.09.2022).

NOTA: Consulte la Tabla de Materiales para detalles sobre todos los materiales utilizados en este protocolo.

1. Dispositivo técnico para arreglar el ratón

  1. Utilice un raíl óptico de acero (SOR, longitud 270 mm, ancho 43 mm; Figura 1A) como base de la instalación.
  2. Instala dos portapostes (3PH-25) sobre el SOR a una distancia de 175 mm uno del otro (Figura 1B). Coloca los postes de montaje (3MP, diámetro 12 mm) dentro del 3PH-25 y luego fijalos firmemente con el tornillo M6 (Figura 1C).
  3. Fija el collar de poste (3PC) a ambos postes de montaje (3MP; Figura 1D). Es necesario un post-collar para la fijación posterior del catéter con un suministro constante de solución salina durante la monitorización óptica del vaso linfático cervical.
    NOTA: Esto es necesario para limpiar periódicamente la zona de estudio y eliminar la sangre acumulada tras procedimientos quirúrgicos, lo que puede complicar la monitorización óptica.
  4. Fija la abrazadera fija de poste en ángulo recto (3RPC-12) a uno de los postes de montaje de 3MP y fijala firmemente con el tornillo M6 (Figura 1H).
    1. Inserta el poste de montaje (diámetro 12 mm) en el orificio lateral del 3RPC-12 (Figura 2B).
      NOTA: El poste de montaje es necesario para la posterior fijación de la cubierta protectora de una lente de dos fotones que no sea inmersiva en agua.
    2. Coloca el soporte impreso en una impresora 3D al soporte lateral y fijándolo firmemente usando dos pares de tornillos M3 (Figura 2C).
    3. Utilizando pegamento curable por UV, fije un vidrio de cubierta de 12 mm de diámetro en la parte inferior de la carcasa protectora impresa en una impresora 3D (Figura 2D, F). Después de eso, utiliza el par de tornillo-tuerca M4 para fijar la tapa protectora al soporte (Figura 2).
  5. Instala la mesa pantógrafa de precisión para movimiento vertical 02TV004 (Figura 1E) sobre la base SOR usando dos pinzas para la mesa (3TC5) y juegos de tornillos, tuercas y arandelas M6 (Figura 1F).
  6. Colocar una caja impresa en 3D (155 mm de largo, 110 mm de ancho) sobre la mesa, que se utiliza como depósito para la acumulación de solución salina (Figura 1G).

2. Elemento calefactor

  1. Montaje de dispositivos periféricos.
    1. Cubre el punto de conexión de los cables al elemento calefactor 1 con una fina capa de silicona (Figura 3). Fija el sensor de temperatura 1 a la alfombra y sella con silicona (Figura 3B).
    2. Suelda los cables del elemento calefactor y los sensores de temperatura a un cable multihilo, rellena el punto de conexión con silicona y cierra con film retráctil (Figura 3).
    3. Coloca el elemento calefactor 2 y el sensor de temperatura 2 en el rodillo de espuma (Figura 4).
  2. Montaje de la unidad de control
    NOTA: Enlace para descargar archivos para imprimir la caja del https://disk.yandex.ru/d/06BURfMlQpl0Jg de control.
    1. Imprime la caja de la unidad de control en una impresora 3D (Figura 5B).
    2. Fija los conectores para conectar el cable de alimentación y el botón de encendido en las paredes de la carcasa, como se muestra en la Figura 5C,D).
  3. Instala una fuente de alimentación de 24 V DC, un convertidor reductor de corriente continua y 2 módulos MOSFET dentro de la caja (Figura 5A,G,H,I).
  4. Para montar el circuito, sigue estos pasos (Figura 6).
    1. Conecta el convertidor reductor a la fuente y ajusta el voltaje a 9 V (Figura 6).
    2. Conecta el pin VIN del Arduino UNO al conector OUT+ del convertidor y el GND al conector OUT, respectivamente (Figura 6).
    3. Conecta el pin V+ de la fuente de alimentación a los pines VIN+ de los módulos MOSFET, y el pin V a los pines VIN, respectivamente (Figura 6).
    4. Conecte el pin+ V en el elemento calefactor 1 a VOUT+ en el MOSFET 1 del módulo y V- a VOUT, respectivamente (Figura 6).
    5. Repite los pasos para el elemento calefactor 2 y el MOSFET 2 (Figura 6).
    6. Conecta el pin GND del módulo MOSFET 1 y 2 al GND del Arduino UNO, y el MOSFET 1 PWM al conector D11 del Arduino UNO, y el MOSFET 2 PWM al conector D10, respectivamente (Figura 6).
    7. Conecte el pin VIN del sensor de temperatura 1 al conector GND del Arduino UNO, el VIN+ al conector de 5 V del Arduino UNO y el SIG al D3 (Figura 6).
    8. Conecta el contacto SIG del sensor de temperatura 2 a A1 en el UNO de Arduino, conecta el sensor GND con el GND de Arduino UNO, y también conecta la resistencia pull-up de 100 kΩ (Figura 6).
  5. Arregla el Arduino UNO y la pantalla del teclado en la carcasa de la tapa (Figura 7I).

3. Guía de software de control de temperatura

  1. Descarga el boceto de Arduino (archivo .ino) y ábrelo en el entorno de desarrollo de Arduino (versión del IDE: 2.3.5-nightly-20241212).
  2. Selecciona el puerto COM correcto y descarga el firmware. La interfaz contiene dos botones. Para moverse entre ellos, usa los botones izquierdo y derecho (Figura 7B,D). El indicador de selección está situado a la izquierda de la columna (Figura 7F).
  3. El campo de selección de temperatura se encuentra en la columna izquierda de la pantalla (Figura 7H). Usa los botones Arriba y Abajo para ajustar (Figura 7C).
  4. El campo START/apagado está ubicado en la columna derecha de la pantalla (Figura 7G). Para seleccionar esta columna, pulse el botón derecho del teclado y luego pulse Select (Figura 7A). Cuando el proceso está en ejecución, el indicador de actividad parpadeará y la etiqueta del botón CORRER cambiará a DESACTIVADO.

4. Fijar el animal en el dispositivo técnico

NOTA: Los experimentos se realizaron en ratones BALB/c machos (25-28 g, 2, 18 y 24 meses); En cada grupo había 7 animales.

  1. Prepara una mezcla de ketamina y xilazina (100 mg/kg; 10-156 mg/kg, respectivamente) e inyecta por inyección intraperitoneal según el peso del ratón.
  2. Aplica pomada ocular en los párpados para evitar que los globos oculares se sequen durante la cirugía. Repite este procedimiento si es necesario.
  3. Cuando los reflejos de retirar las patas traseras y recoger la cola se detienen, coloca el ratón sobre el elemento calefactor de la espalda para que te den acceso a la parte abdominal del cuerpo.
  4. Conecta la unidad de control a un enchufe (rango de voltaje de entrada 175-240 V CA, rango de frecuencia 50-60 Hz, corriente alterna 1,8A/230 V CA). Ajusta la temperatura de funcionamiento del dispositivo a 37-38 °C.
  5. Usando cinta médica, fija el animal de modo que el cuerpo quede paralelo a la superficie de la mesa y coloca la cabeza en un ángulo respecto al eje sagital del cuerpo de modo que el lado derecho o izquierdo del cuello quede sobre el rodillo (Figura 8A).
    NOTA: Esta fijación de la cabeza del ratón es necesaria para que el lado derecho o izquierdo del cuello (según las condiciones experimentales) se eleve a una altura de unos 5 mm hacia la lente del microscopio. Así, el área de dcLN y cLV estará casi al mismo nivel que la tráquea.
  6. Envuelve la ligadura alrededor de los incisivos superiores y colócala en la parte trasera del dispositivo para mantener la temperatura corporal del animal usando cinta médica.
  7. Con una máquina de afeitar, afeita la zona de la línea del cabello en la zona del cuello. Elimina cualquier pelo que quede después de afeitarte y luego cubre al animal para proteger el campo estéril. Para procedimientos quirúrgicos y control óptico posterior, inyectar 0,5 - 1 mL de lidocaína/bupivacaína (1 mg/mL y 0,25 mg/mL, respectivamente) por vía subcutánea en el sitio de la incisión.
    1. Para la desinfección primaria, se desgrasa y se desinfecta parcialmente la piel con un hisopo de alcohol y, para el tratamiento antiséptico, se aplica una solución de clorhexidina al 0,5% o yodo al 2% sobre la piel. Repite todos los pasos de esterilización dos veces más.
  8. Con tijeras diseccionadoras rectas, realiza una dermatotomía de la piel del cuello con una incisión longitudinal desde la mandíbula inferior hasta la zona de la clavícula, de unos 2 cm de longitud (Figura 8B).
  9. Realizar fasciotomía con tijeras curvas microquirúrgicas, utilizando pinzas curvas, separar las glándulas salivales y los músculos superficiales del cuello, exponiendo el músculo esternocleidomastoideo. Evita dañar los vasos sanguíneos visibles para evitar el sangrado. Humece constantemente la zona quirúrgica con solución salina para evitar lesiones excesivas en el tejido.
  10. Utilizando tijeras microquirúrgicas, realiza una miotomía del músculo esternocleidomastoideo para proporcionar acceso al área entre la tráquea y la arteria carótida del animal.
  11. Continuando la dispersión de los músculos y la fascia y realizando mio- y fasciotomías, localiza el ganglio linfático cervical profundo y los vasos linfáticos aferentes y eferentes a una profundidad de 5-7 mm (Figura 8C).

5. Fijar el ratón bajo un microscopio

  1. Coloca el dispositivo con el animal fijo sobre la mesa móvil del microscopio y conéctalos firmemente usando el tornillo M6. Esto es necesario para asegurar una posición de instalación permanente en la mesa móvil.
  2. Conecta la unidad de control a un enchufe (rango de voltaje de entrada 175-240 V CA, rango de frecuencia 50-60 Hz, corriente alterna 1,8A/230 V CA). Ajusta la temperatura de funcionamiento del dispositivo a 36-37 °C.
  3. Coloca el catéter lleno de solución salina al poste de montaje usando cinta médica.
  4. Coloca un rodillo de 1 cm de diámetro bajo el elemento calefactor en el lateral de la cabeza del animal para asegurar un ángulo de inclinación de 45° respecto a la mesa móvil del microscopio. Esto es necesario para colocar el vaso linfático cervical en posición horizontal y reducir la presión posterior sobre la tráquea.
  5. Colocar el catéter fijo en la zona del cuello abierto tras la intervención quirúrgica, de modo que quede en el lateral de las clavículas del animal.
    1. Activa el suministro de solución salina, espera hasta que la zona abierta del cuello esté completamente llena de solución salina.
    2. Baja la carcasa protectora sobre la zona del cuello llena de solución salina para que el área del vaso linfático quede en su centro y la tráquea del animal no se comprima (Figura 9A).
    3. Para instalar la carcasa protectora, se recomienda usar unos prismáticos conectados a un microscopio de dos fotones. Coloca la carcasa protectora sobre la tráquea para que no presione sobre ella. Asegúrate de que no se acumulen burbujas de aire bajo la carcasa protectora al bajarla. Asegúrate de que la placa protectora esté situada en los músculos superiores del cuello y no presione los cLVs, permitiendo que la solución salina caliente fluya hacia el vaso y evitando la deformación mecánica de los cLVs.
  6. Baje la lente de dos fotones no inmersiva en agua dentro de la carcasa protectora a una profundidad correspondiente a la distancia de trabajo de esta lente y luego realice una visualización de dos fotones del vaso linfático cervical (Figura 9B).
    NOTA: Al realizar la primera exploración, es necesario asegurarse de que el vaso linfático tenga una estructura completa a lo largo de toda su longitud y que sea móvil cuando el ratón respira. Esto significa que no está deformada ni pellizada por una carcasa protectora.

6. Monitorización in vivo de la contractilidad de cLV con dos fotones

NOTA: Las imágenes de 2 fotones se obtuvieron utilizando un microscopio multifotónico (láser pulsado, longitud de onda de excitación 970 nm). La imagen se obtuvo con una resolución de 20x (f/0,75). Cada imagen consistía en un zoom de campo de visión x 3,0 (212,13 × 212,13 μm), compuesto por 512 x 512 puntos. Las imágenes de cLVs se obtenían grabando un vídeo a 30 fotogramas por segundo, que duraba 1 minuto. Las imágenes de 2 fotones se obtuvieron en un canal con una excitación de LYVE-1 fluorescente en cLVs a una longitud de onda de 488 nm y su emisión a una longitud de onda de 525 nm.

  1. Análisis del diámetro de cLV y evaluación automática de la contractilidad
    1. Mide el diámetro de los cLVs en la región de interés (ROI) usando películas de 30 minutos a 30 fotogramas/s y aumento de 3x. Utilizando un código Python personalizado, mide el perfil temporal del diámetro de cLV para los mismos segmentos usados para el cálculo del flujo linfático.
    2. Selecciona manualmente dos puntos correspondientes a las paredes opuestas de los сLVs. Determina su posición en tramas posteriores usando el algoritmo de flujo óptico Lucas-Kanade (función calcOpticalFlowPyrLK en OpenCV), que proporciona una precisión subpíxel para las mediciones. Calcula el diámetro como la distancia entre los puntos seguidos, convertidos de píxeles a micrómetros. Utiliza un filtro de mediana de ventana deslizante para eliminar artefactos de movimiento. Debería haber al menos 20 mediciones de diámetro en un ROI.
    3. Para determinar la frecuencia interna de las pulsaciones, se utiliza la serie temporal suavizada del diámetro. Detectar automáticamente los máximos y mínimos de la señal usando la función find_peaks de la biblioteca SciPy, que identifica los extremos locales de la señal temporal basándose en los umbrales de amplitud y la distancia mínima entre picos.
    4. Excluir del análisis las contracciones de cLV con una amplitud inferior al 3% del diámetro medio y un intervalo inferior a 2 s. Calcula la frecuencia media en intervalos de 30 minutos como la frecuencia de contracciones por minuto.

7. Análisis de dos fotones del flujo linfático en cLVs

NOTA: El análisis del flujo linfático se evaluó mediante el movimiento de glóbulos rojos en los cLVs durante 5 horas tras la introducción de sangre autóloga en el ventrículo lateral derecho a través del catéter crónico.

  1. Anestesiar al ratón con isoflurano al 1% (véase el protocolo publicado enel 40). Implante el catéter en el ventrículo lateral derecho según el protocolo descrito enel 40.
  2. Prepara al ratón para la imagen in vivo de dos fotones de cLV de acuerdo con los pasos 7.1, 7.3-7.5.
  3. Recoger sangre de la vena caudal mediante punción con aguja en una cantidad de 10 μL en un tubo microcentrífuga estéril previamente lavado con heparina para evitar la coagulación durante la toma de muestras y la inyección.
  4. Inyectar sangre en el ventrículo lateral derecho (AP = −0,5 mm; ML= −1,06 mm; DV = 2,5 mm) utilizando una bomba de microinyección a una velocidad de 0,1 μL/min.
  5. Realizar un análisis de dos fotones del movimiento de glóbulos rojos en los cLVs. Calcular la tasa de flujo linfático usando protocolos publicados en41,22.

8. Fotobiomodulación de la contractilidad del cLV

  1. Para el PBM de cLVs, utiliza la tecnología y los protocolos previamente publicados en40.

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Resultados

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El uso de la carcasa protectora ofrece las ventajas más importantes para el seguimiento a largo plazo de los vasos linfáticos cervicales in vivo, como el aislamiento de la zona quirúrgica del entorno externo, permitiendo el mantenimiento de la inmersión del vaso linfático y los tejidos circundantes en solución salina con un suministro constante de solución salina a través de un catéter unido al cuerpo. Además, debido a su unión a la lámina del microscopio y al contacto mecánico ...

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Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El estudio de la fisiología de los vasos linfáticos requiere el uso de métodos no invasivos, manteniendo al mismo tiempo condiciones ambientales especiales que permiten una contractilidad normal y un flujo linfático estable. La gran mayoría de los métodos para estudiar las funciones de los vasos linfáticos se basan en el monitoreo óptico de su contractilidad y en la evaluación de la velocidad del flujolinfático 3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esta investigación fue financiada por una subvención de la Fundación Rusa de Ciencia (nº 23-75-30001).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
3D printerBambu Lab, ChinaP1S
5pin connectorConnfly electronic (Zhenqin), ChinaDS1110-01
A set of heat shrinkable tubesJupiter, ChinaJP7230-01
Arduino IDEArduino LLC2.3.5-nightly-20241212
BALB/c mice"Andreevka" Branch FSBIS SCBT FMBA, Russia3-15-16Male, 6-month-old
Chlorhixedin BIOPHARMACEUTICAL PLANT, RussiaN/A
Dumont forceps Stoelting, USA52100-07 
Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USAN/A
Fine ForcepsStoelting, USA52102-02P
HamiltonHamilton Bonaduz AG, Switzerland29 G needle
Heating elementChinaLFH-9415sg
Insulin needleINSUPEN, Italy31G, 0.25mm*6mm
Ketamine MOSCOW ENDOCRINE PLANT, FSUE, RussiaGeneral anesthesia 
Keypad Shielddiymore, China1602 LCD Keypad Shield
Lidocaine ORGANICA, RussiaN/A Analgesic drug
Lockable switch buttonChinaN/A
Metal-film resistorsTZT, ChinaN/A
Micro Dissecting Vannas Spring ScissorsStoelting, USA52130-00P
MOSFET ModuleChinaMOSFET Module D4184
Mounting postStanda, Lithuania3MP, diameter 12 mm
Mounting wireAB retail, RussiaHB-1
Non-sharp tweezerStoelting, USA52108-83P 
Plastic for 3D printerBambu Lab, ChinaA00-D0-1.75-1000-SPL.
Post collar Standa, Lithuania3PC
Post holderStanda, Lithuania3PH-25
Power connectorRUICHI, ChinaAC-015
Power supplySANPU, ChinaPS200-H1V24
Precision pantograph table for vertical movement"Laser components", Russia02TV004 
Right-angle fixed post clamp Standa, Lithuania3RPC-12
Screw M3Standa, LithuaniaN/A
Screw M4Standa, LithuaniaN/A
Screw M6Standa, LithuaniaN/A
Shaving machine Braun, figure-materials-1Series 3310s
Sodium chlorideKraspharma, RussiaN/A
Solder Production of metal powders, Russiatin-lead solder 61
Soldering fluxSolins, RussiaLTI-120 22 ml with brush
Soldering stationAOYUE, ChinaN/A
Soldering station AOYUE, ChinaN/A
Steel optical rails (SOR)Standa, LithuaniaN/A
Step-down voltage converterRUICHI, ChinaEM-825
Straight dissecting scissors Stoelting, USA52132-10P 
Temperature sensorLiludin, ChinaDS1820
TetracyclineJSC Tatkhimfarmpreparaty, RussiaEye ointment 
The ControllerArduino, ChinaUNO R3
TweezerStoelting, USA52100-03 
Two-photon  microscopNikon, JapanA1R MP
WirePartner-Electro, RussiaP020G-0305-C050
Xylazine "Alfasan International B.V.", NetherlandsMuscle relaxant
CatheterScientific Commodities Inc., USAPE-10, 0,28 mm ID × 0,61 mm OD

Referencias

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  1. Li, D. Y., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Commun. 14 (1), 6104(2023).
  2. Kunert, C., Baish, J. W., Liao, S., Timothy, P. P., Lance, L. M. Mechanobiological oscillators control lymph flow. Proc Natl Acad Sci U.S.A. 112 (35), 10938-10943 (2015).
  3. Du, T., et al. Restoration of cervical lymphatic vessel function in aging rescues cerebrospinal fluid drainage. Nat Aging. 4 (10), 1418-1431 (2024).
  4. Mesquita, D., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer's disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  5. Bolte, A. C., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11, 4524(2020).
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