Este protocolo presenta una instrucción paso a paso para crear una lesión neonatal del plexo braquial en ratas que se utiliza como modelo en la investigación de lesiones congénitas del plexo braquial.
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Artículo de método
Desarrollo de un modelo neonatal de rata para la lesión de nacimiento del plexo braquial
En este artículo
Resumen
Resumen
El estudio de las lesiones congénitas del plexo braquial (IBP) ha sido complicado debido a presentaciones clínicas heterogéneas y a modelos animales fiables limitados. Con ese fin, hemos desarrollado un protocolo quirúrgico que induce de forma reproducible una lesión panplexal neonatal del plexo braquial en crías de rata Sprague-Dawley de 5 días. En este artículo, se proporcionan instrucciones paso a paso para abordar el plexo braquial en un cachorro de rata. La técnica se realizó en 15 crías de rata Sprague Dawley. Mediante un enfoque dorsal bajo microscopía quirúrgica, se realizó una incisión dorsal de 5 mm que comenzó en la base del cráneo hacia el nivel de la transición vertebral C7-T1. La disección roma se traslada hasta el músculo trapecio, seguida de la disección a través de los músculos romboides y elevador de la escápula subyacente. Tras identificar hitos anatómicos como la columna vertebral y la escápula, el ángulo superior de la escápula se retrajo suavemente para visualizar el plexo braquial. El plexo braquial estaba localizado y cauterizado, evidenciado por espasmos observables en la extremidad superior. Para evitar la regeneración nerviosa, se colocó un pequeño bloque de una esponja de gelatina absorbible entre los extremos proximal y distal de los nervios lesionados. Este procedimiento se realizó con éxito en los 15 cachorros de rata, con un 87% de supervivencia. En el periodo postoperatorio y en sacrificio, todas las ratas supervivientes demostraron lesiones panplexales completas, validando este modelo como eficaz y reproducible para la investigación en lesiones congénitas del plexo braquial.
Introducción
La lesión al nacimiento del plexo braquial (IBP) es una lesión traumática del nervio que ocurre durante el parto. Las fuerzas de tracción durante un parto complicado, a menudo debidas a distocia de hombro, parto prolongado o macrosomía fetal, provocan debilidad o parálisis en el brazoafectado 1. La incidencia oscila entre 1 y 2 por cada 1.000 nacimientosvivos (2,3,4). Aunque la mayoría de los bebés recuperan su plena función, el 30% presenta síntomas residuales a medida que crecen hacia la edad adulta, como limitaciones funcionales, desigualdades en la longitud de las extremidades, deformidades y contracturas articulares 5,6,7,8.
El modelo BPBI muestra diferentes patrones de lesiones con implicaciones para el tratamiento y el pronóstico. Las lesiones del plexo superior (C5-C6, parálisis de Erb) son las más comunes y predominantemente implican rotura más queavulsiones 9. En cambio, las lesiones panplexales (C5-T1) muestran frecuentemente un patrón mixto de roturas de raíces craneales y avulsionescaudales 10. Las avulsiones son lesiones preganglionares que interrumpen el ganglio de la raíz dorsal sin capacidad de recuperaciónespontánea 11.
Las estrategias clínicas actuales de manejo van desde la fisioterapia conservadora hasta la reconstrucción microquirúrgica temprana del nervio, dependiendo de la gravedad de lalesión 12,13. Los pacientes suelen necesitar cirugías secundarias, incluyendo liberaciones de tejidos blandos, transferencias de tendones y osteotomías, para mejorar aún más la función motora, la calidad de vida y las secuelas musculoesqueléticas secundarias. Sin embargo, la efectividad de estas intervenciones tempranas y tardías varía 14,15,16. Además, el desarrollo musculoesquelético alterado contribuye a limitaciones funcionales, desigualdades en la longitud de las extremidades y otras deformidades que actualmente no son susceptibles de tratamiento, lo que pone de manifiesto la necesidad de más investigaciones17,18. Por lo tanto, sigue existiendo una necesidad crítica de un modelo animal fiable, factible y reproducible para investigar estas lesiones.
Los modelos de roedores se utilizan habitualmente en modelos de lesiones del plexo braquial, siendo los ratones la opción más habitual debido a su rentabilidad y facilidad de manejo. Sin embargo, crear una lesión reproducible del plexo braquial neonatal puede ser anatómicamente complicado debido a su pequeño tamaño. Los modelos animales grandes como conejos, cerdos y primates ofrecen varias ventajas para la creación de modelos, pero a un coste significativamente mayor19. Las ratas, por otro lado, son más grandes y genéticamente más similares a los humanos que los ratones, aunque siguen siendo considerablemente más rentables y accesibles que los modelos animales de mayor tamaño. Por lo tanto, sigue siendo necesario contar con un animal factible y reproducible para investigar el BPBI. Este estudio describe un modelo de creación de BPBI panplexal paso a paso en ratas neonatales que puede utilizarse para estudiar mecanismos de lesiones, intervenciones terapéuticas y secuelas a corto y largo plazo.
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Protocolo
Todos los procedimientos animales se realizaron con la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal (IACUC A0007335). La técnica se realizó en 15 crías de rata Sprague-Dawley para evaluar la viabilidad y los resultados funcionales a largo plazo.
1. Ganadería
- Alberga una rata Sprague Dawley preñada multipára (edad gestacional: 14 días) en una caja de cría (1354 cm2) que contiene cama a base de papel de celulosa, enriquecida con material de anidación y enriquecimientos de jaula; Mantén la temperatura ambiente en 21 °C con una humedad relativa del 28% y un ciclo de luz y oscuridad de 12:12 h. Proporciona comida para ratas y agua al instante.
- Limpiar jaulas semanalmente; Deja la jaula intacta durante 48 horas tras el parto de las crías. Para fomentar la habituación y reducir el estrés, proporciona tranquilidad auditiva mediante un manejo suave y el habla. Durante la gestación tardía, asegúrate de que la madre esté acostumbrada al investigador mediante un manejo suave diario y un acondicionamiento olfativo colocando bolas de algodón con aroma a etanol y betadina en la jaula de la madre.
- Después del parto de los cachorros, coloca las golosinas en la jaula sin molestar a la madre durante 48 horas ni abrir la jaula.
2. Preparación del material
- Asegúrese de que todos los instrumentos quirúrgicos necesarios estén preparados antes de la cirugía (véase la Tabla de Materiales). Esteriliza todos los suministros quirúrgicos usando un autoclave de vapor a 121 °C durante 1 hora.
- Crea una cama quirúrgica con poliestireno expandido. (Figura 1)
3. Preparación quirúrgica
- Realizar cirugías en cachorros de rata a los 5 días de edad [rango entre 3 y 9 días].
- Inducir anestesia colocando a la rata en una cámara de inducción con un 2% de isoflurano en 2 L/min de oxígeno hasta alcanzar la fase de anestesia media a profunda. Confirma la anestesia adecuada con un pellizco suave en el dedo del pie usando pinzas. Coloca al cachorro sobre una almohadilla térmica ya calentada. Mantener la anestesia con un 1,5-2% de isoflurano en oxígeno y monitorizar la frecuencia respiratoria de forma continua.
- Determina la dosis adecuada de analgesia en función del peso del cachorro. Administrar buprenorfina de liberación prolongada (1 mg/kg de s.c.) para controlar el dolor.
- Prepara un sitio quirúrgico aséptico aplicando tres exfoliaciones alternas de betadine y etanol.
- Coloca al cachorro anestesiado en posición prona sobre la cama quirúrgica prepreparada, con la nariz y la boca colocadas de forma segura en el cono nasal del vaporizador de isoflurano (Figura 1B).
- Para minimizar el movimiento durante el procedimiento, pega la cabeza del cachorro de rata al vaporizador de isoflurano y cubre la parte inferior de su cuerpo, justo debajo de las extremidades superiores, con la hoja de fuerza.
4. Enfoque quirúrgico del plexo braquial
- Crea una incisión cutánea de 5 mm usando una hoja nº 11, comenzando en la base del cráneo y extendiéndose caudal hasta la transición vertebral C7-T1 (Figura 1C).
- Cauterizar cuidadosamente las arterias superficiales evitando los bordes de la piel.
- Realiza una disección contundente hasta alcanzar el músculo trapecio.
- Diseccionar a través del trapecio y los músculos romboides y elevadores subyacentes mediante cauterización. Coloca las pinzas cauterizadas perpendiculares al tejido para evitar daño térmico en los bordes de la piel.
- Retrae suavemente el ángulo superior de la escápula para exponer el plexo braquial. Identificar y aislar el plexo braquial mediante disección roma (Figura 1D y Figura 2A).
- Cauteriza los nervios identificados del plexo braquial mediante una electrocauterización bipolar ajustada a 15, y confirma la lesión exitosa observando los espasmos musculares de la extremidad superior.
- Colocar un pequeño trozo de una esponja de gelatina absorbible (aproximadamente 2 mm por 2 mm) entre los segmentos proximal y distal del plexo braquial para evitar la regeneración nerviosa (Figura 2B).
- Cierra la piel usando una sutura absorbible 7-0 en un patrón continuo de sutura y aplica un adhesivo de tejido veterinario para evitar la dehiscencia de la herida (Figura 3).
5. Manejo postoperatorio
- Coloca al cachorro de rata sobre una almohadilla térmica con material de anidación de la jaula de la dama ratera (Figura 4). Controla la frecuencia respiratoria y los movimientos del cachorro hasta que vuelva a sus patrones respiratorios normales.
- Para evitar el rechazo materno, frota suavemente al cachorro con el material de anidación de la jaula antes de volver a colocarlo junto a la madre.
- Inspecciona al cachorro de rata 3 veces al día durante las primeras 48 horas tras la operación. Si se observan signos de dolor o ausencia de una mancha de leche, administre analgesia suplementaria (buprenorfina 0,05 mg/kg s.c.).
- Vigilar de cerca las complicaciones postoperatorias, incluyendo dehiscencia de heridas, infección, reducción de la sensibilidad en las extremidades con posible automutilación y canibalismo materno.
- Pesa al cachorro de rata a diario. Si el cachorro de rata muestra pérdida de peso o no gana peso durante 2 días consecutivos, considéralo un fracaso en el crecimiento y procede a la eutanasia mediante una inyección de pentobarbital (390 mg/mL) intraperitoneal.
- Evalúa la función motora 1 día después de la cirugía y realiza el seguimiento de la función motora semanalmente usando una escala de movimiento de extremidades: 0 = función ausente, 1 = función parcial, 2 = función simétrica normal.
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Resultados
La eficacia de la técnica quirúrgica puede evaluarse por la ausencia de movimiento en la extremidad afectada, la presencia de contracturas, la reducción del rango de movimiento y, tras el sacrificio, el grado de atrofia muscular, el acortamiento de la extremidad y las diferencias morfológicas entre hueso y músculo en comparación con la extremidad no afectada. En total se incluyeron 15 cachorros de rata en este estudio. Durante el periodo de supervivencia, dos de los cachorros de rata no ...
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Discusión
Este protocolo detalla el desarrollo de una lesión del plexo braquial en una rata neonatal para investigar los resultados a corto y largo plazo de la IBP, explorar opciones de tratamiento y comprender las secuelas.
El uso de un modelo no invasivo de roedores para estudiar la lesión del plexo braquial ya se ha descrito previamente; sin embargo, estos modelos no han sido adaptados específicamente para replicar un tipo específico de lesiónnervio...
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Divulgaciones
Los autores no tienen conflictos de interés que declarar.
Agradecimientos
Agradecemos mucho a la Dra. Felicia Boynton, DVM, y al Dr. Chris Gow, DVM, por su orientación experta sobre el manejo de cachorros de rata y madres rateras, así como el cuidado perioperatorio y postoperatorio de los cachorros de rata, que contribuyeron de forma sustancial a la optimización de este protocolo.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 1 mL de jeringuilla Luer-Lok Tip | BD | 309628 | |
| Vicryl recubierto 7-0 (Polyglactin 910) | Ethicon | J576G | |
| 70% de isopropilic | Vet-One | 13985-598-01 | |
| Esponja de gelatina absorbible | Surgifoam | ETH1972 | |
| Solución betadina 5% Microbicida Antiséptico de Povidona-Yodo | PBS Salud Animal | 11205 | |
| Material de anidación | Bed 'r Nest | BRN8SR | |
| Cuerdas bipolares | ASSI | ASSI. ATK26426 | |
| Buprenorfina (base 0,5 mg/mL) de liberación prolongada y nbsp; | Conexión de cuña | 49426-0517-1 | |
| Enriquecimientos de jaula | Twist 'n Rich | 10003949 | |
| Ropa de cama a base de celulosa | Alpha Dri | NC2193839 | |
| Poliestireno expandido (poliestireno expandido) | Fisher | 22-130-407 | |
| Gancho para piel FREER | Más libre | MI2152 | |
| Gancho de piel de gillies semi-afilado | DTR | GHB2001 | |
| Máquina de anestesia autoflumodal de isoflurano | E-Z Systems | EZ-190F | |
| Isoflurano, USP | Veterinaria Patterson & nbsp; | 1403-704-06 | |
| Pinzas Bipolares Antiadherentes de Jewelers, 11 cm, punta recta, 0,25 mm, diámetro de la punta | ASSI | ASSI. BPNS11223 | |
| Microtijeras estilo bayoneta | ASSI | ASSI. SNS21 | |
| Microscopio (quirúrgico) | Leica | M525 F40 | |
| Pinzas microquirúrgicas Dumont #4 Dumont Swiss fabricadas 1708-4TM-PO | Ambler Surgical & nbsp; | 31-906 | |
| Soporte de agujas microquirúrgicas y nbsp; | ASSI | B-14-8 | |
| Cono de nariz, 9mm, ratón, longitud 2cm | VetEquip | 921609 | |
| Vial de pentobarbital-eutanasia (390 mg/mL) 250 mL | Fatal plus | 9373 | |
| Papel de aluminio plástico para alimentos | Press 'n Seal | Press'n-70-1-no3 | |
| Agujas de un solo uso, 30 G | BD | 14-821-13A | |
| Mesa de operaciones calefactada para pequeños animales (ajustable) | Peco Services Ltd | 69023 | |
| Hoja de acero inoxidable nº 11 | Bard Parker | 371211 | |
| Caída de toallas estériles y perros de protección | Dynarex Corporation & nbsp; | 4410 | |
| Adhesivo de tejido | Vetbond 3M | NC9259532 | |
| Bastoncillos de algodón con mango de madera y aplicadores | Fisher | 22-363-157 |
Referencias
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