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Ensayo de Perfilado de Trombo: Una plataforma basada en microfluídica para caracterizar de forma exhaustiva la trombogénesis biomecánica

DOI:

10.3791/69555

⸱

January 9th, 2026

 ,  ,  , 
1Department of Biochemistry and Molecular Biology and Department of Pathology, University of Texas Medical Branch

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo describe un ensayo microfluídico que utiliza el esfuerzo cortante para desencadenar la formación de trombos en sangre y caracteriza el trombo mediante múltiples dimensiones de lectura. El ensayo puede medir la tendencia protrombótica de las muestras de sangre y, por tanto, es útil en el diagnóstico de enfermedades, el descubrimiento de fármacos, así como en estudios mecanicistas básicos relacionados con la trombosis.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La trombosis es una condición patológica que describe la acumulación anormal de plaquetas y factores de coagulación en un vaso sanguíneo. Aunque muchos estudios se centraron en la activación plaquetaria por agonistas solubles como mecanismo subyacente de la trombosis, a menudo se ha pasado por alto que el flujo sanguíneo también facilita la formación de trombos. Especialmente en las arterias, la trombosis suele asociarse con estenosis arterial, que eleva el esfuerzo cortante en el flujo sanguíneo y facilita el proceso de trombogénesis, un fenómeno denominado trombogénesis biomecánica. Durante mucho tiempo, no existió un bioensayo que proporcionara información completa y detallada sobre el proceso de trombogénesis biomecánica. Para abordar esto, se desarrolló un ensayo de perfilado de trombo combinando microfluídica con imágenes de fluorescencia multicolor, que permite una caracterización completa de la trombogénesis biomecánica con siete lecturas que cubren el tamaño y composición del trombo, así como el nivel de activación plaquetaria. Este ensayo de perfilado de trombo puede utilizarse para evaluar la tendencia protrombótica en humanos y la eficacia de los agentes antitrombóticos, y también es útil para comprender mejor los mecanismos subyacentes a la trombosis arterial.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La trombosis es una de las principales causas de enfermedades cardiovasculares, responsable de millones de muertes en todo el mundo cadaaño. Actualmente, no existe un bioensayo disponible en entornos clínicos estándar para evaluar los riesgos de trombosis. Entre los ensayos hematológicos comercializados de laboratorio y en el punto de atención, los ensayos convencionales de coagulación y la aggregometría han demostrado ser poco fiables para predecir trombosis o eventos cardiovasculares adversosimportantes 2,3,4. La prueba global detrombosis 5, PFA-100/2006 y los ensayos de coagulaciónglobal 7, 8, 9, 10 y 11 también tienen datos limitados que respalden su desempeño.

Según el conocimiento actual, el proceso de trombogénesis se ve principalmente contribuido por tres mecanismos. Además de los dos mecanismos convencionalmente reconocidos, a saber, la agregación bioquímica de plaquetas y la coagulación, un tercer mecanismo que está poco estudiado y a menudo subestimado es la agregación plaquetaria impulsada por cizallamiento, que también se denominó "agregación plaquetaria biomecánica"12,13. En la agregación plaquetaria biomecánica, el alto esfuerzo cortante y el gradiente de corte sirven como principal motor para la reticulación plaquetaria mediante el factor GPIbα-von Willebrand (VWF), integrina αIIbβ 3-VWF e integrina αIIbβ interacciones3-fibrinógenos. En la trombosis arterial, la agregación biomecánica de plaquetas probablemente actúa como el mecanismo más esencial, dado que se ve fuertemente reforzada por un alto flujo de cizallamiento causado por la estenosis arterial. Por ello, la trombogénesis impulsada por la agregación biomecánica de plaquetas se denominó 'trombogénesis biomecánica'12,14.

En trabajos previos, un método común para observar experimentalmente la agregación biomecánica de plaquetas es el ensayo de estenosis microfluídica, en el que un sitio de estenosis grave se incrusta en un canal recto. Cuando la sangre se perfunde sobre el canal bajo una tensión de corte fisiológica en la pared, se genera un esfuerzo de cizallamiento patológicamente alto alrededor del sitio estenótico, lo que impulsa la acumulación de plaquetas para formar un trombo. Sin embargo, trabajos previos solo utilizaron una única lectura (para plaquetas, reflejando el tamaño del trombo) 15,16,17,18,19 o como máximo dos (una para plaquetas y otra para otro biomarcador) 13,20, que por tanto no logran una caracterización completa del trombo.

Recientemente se desarrolló un ensayo de perfilado con trombo, que incorpora imágenes de fluorescencia multicolor en el ensayo de estenosis microfluídica, logrando el seguimiento en tiempo real de 7 biomarcadores (plaquetas, nivel de fibrinógeno, nivel de factor von Willebrand, nivel de expresión de P-selectina, nivel de exposición a fosfatidilserina, integrina extendida αIIbβnivel de expresión 3 , integrina totalmente activa αIIbβ3 nivel de expresión) en un trombo, que sienta las bases para caracterizar de forma exhaustiva la trombogénesisbiomecánica 21. En este trabajo, se proporcionan protocolos detallados sobre la preparación y ejecución del ensayo de perfilado de trombo, así como para el análisis de datos relacionado. El hardware necesario para el ensayo incluye un microscopio de fluorescencia multicolor invertido y un sistema microfluídico. El ensayo utiliza una cantidad relativamente pequeña de sangre humana entera (menos de 2 mL), tiene una alta rentabilidad (~12 dólares por muestra) y obtiene resultados en menos de 30 minutos. El ensayo puede detectar con precisión las anomalías protrombóticas multidimensionales de los individuos y evaluar los efectos de los agentes antitrombóticos en el cambio del tamaño, composición y estado de activación plaquetaria del trombo, respaldando su amplia aplicación tanto para fines de investigación como clínicos en el futuro21. Cabe destacar que el ensayo debe utilizar sangre heparinizada recién recogida. Almacenar la sangre a 4 °C o durante más de 6 horas, o usar anticoagulantes distintos a la heparina, evitará la formación de trombos o dará resultados inexactos.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo sigue las directrices y ha sido aprobado por el Comité de Ética en Investigación Humana de la Rama Médica de la Universidad de Texas. El hardware experimental consta de un dispositivo microfluídico, componentes de perfusión (conectores, tubos, jeringuilla y bomba de jeringuilla) y un microscopio invertido con componentes ópticos que permiten imágenes de campo claro y de fluorescencia multicolor. Un faro multiLED y un cubo filtro de paso múltiple se utilizan en el microscopio para separar 4 canales fluorescentes con un sangrado mutuo mínimo: excitación: 391/32, 479/33, 554/24, 638/31 y emisiones: 435/30, 519/25, 594/32, 695/58. Lleva equipo de protección personal, incluidos guantes, protección ocular y chaqueta de laboratorio, para todos los procedimientos experimentales. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación de dispositivos microfluídicos

  1. Diseñar un molde maestro para que contenga canales rectangulares (200 μm de ancho × 50 μm de alto) que incorporen un sitio con un estrechamiento lumínico del 80%. Cada canal tiene entradas y salidas dedicadas para las conexiones de tuberías (Figura 1; véase el Archivo Suplementario 1 para el archivo de diseño original).
  2. Según el diseño, se utiliza una oblea de silicio para fabricar un molde maestro fotorresistente SU-8 mediante fotolitografía estándar. Cinta el molde en la parte inferior de una placa de Petri de 15 cm (Figura 2A).
  3. Prepara la mezcla de PDMS mezclando la base prepolimérica y el agente de curado en el kit de elastómeros de silicona en una proporción de peso de 10:1. Vierte la mezcla sobre el molde maestro (Figura 2B).
  4. Coloque la placa que contiene la mezcla de PDMS en un desecador al vacío para desgasificar y eliminar las burbujas de aire atrapadas.
    NOTA: Mantenga la placa bajo vacío durante un mínimo de 2 horas hasta que las burbujas se eliminen por completo.
  5. Curar térmicamente la mezcla de PDMS incubándola a 75 °C durante 2 horas.
  6. Recorta cuidadosamente el PDMS curado del molde maestro (Figura 2C,D) y setúalo en unidades individuales de chip.
  7. Crea la entrada y salida perforando los orificios en los lugares designados con una aguja de sonda (Figura 2E).
    NOTA: Utiliza un pulverizador de aire comprimido para eliminar cualquier residuo de los agujeros perforados. Para minimizar la contaminación superficial, limpia los dispositivos PDMS usando cinta adhesiva antes de unirlos.
  8. En una campana química, rocía etanol al 75% sobre una toallita de trabajo y usa la toallita mojada para limpiar las láminas de cristal. Deja que las llaves de vidrio secan.
  9. En una campana química, se tratan las llaves de vidrio y los chips PDMS con un generador de alta frecuencia durante 30 s y 20 s, respectivamente, y luego alinea cada chip con un portaobjetos de vidrio. Presiona suavemente la astilla sobre la superficie deslizante de cristal para que pueda ser atada.
    NOTA: Este paso debe realizarse en una campana química porque el generador de alta frecuencia produce ozono durante su uso, lo cual es perjudicial para la salud.
  10. Une térmicomente los dispositivos incubándolos a 150 °C durante 15 minutos. Tras enfriarse, los dispositivos estarán listos para usarse (Figura 2F).
  11. Guarda los dispositivos a temperatura ambiente en condiciones libres de polvo.
  12. Utiliza una pinza para quitar la parte de plástico de las agujas de la sonda y dobla los tubos metálicos a 90°. Estos tubos doblados se usarán como conectores para los dispositivos microfluídicos.

2. Preparación de sensores fluorescentes

NOTA: El experimento utiliza un total de 7 sensores fluorescentes: SZ22-FITC, fibrinógeno-Alexa Fluor 405, 2.2.9-Alexa Fluor 555, AK4-Alexa Fluor 647, Annexin V-Pacific Blue, MBC 370.2-Alexa Fluor 555, PAC-1-Alexa Fluor 647. Entre ellas, fibrinógeno, 2.2.9 y MBC 370.2 solo están disponibles comercialmente en forma no conjugada y necesitan ser conjugados con fluorescencia en laboratorio.

  1. Para conjugar fibrinógeno con Alexa Fluor 405:
    1. Haz un tampón nuevo de bicarbonato de sodio 0,1 M, pH 8,5.
    2. Diluir el stock de fibrinógeno a 1 mg/mL en solución salina tamponada con fosfato (PBS; 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 10 mMNa 2HPO 4, 1,8 mM KH2PO4, pH 7,4).
    3. Añade 1/10 de volumen de tampón de bicarbonato de sodio a la solución de fibrinógeno.
    4. Mezcla 1 mL de fibrinógeno con 1 mg de Alexa Fluor 405 NHS-éster e incuba durante 1 hora a temperatura ambiente en un rotador. Protege de la luz.
    5. Retira el buffer de almacenamiento de una columna de purificación centrifugando la columna a 1.100 × g durante 2 minutos y descarta el flujo directo. Carga la solución de reacción sobre la columna, monta la columna sobre un vial de recogida compatible y centrifuga a 1.100 × g durante 5 minutos para extraer el fibrinógeno-Alexa Fluor 405.
    6. Utiliza un espectrofotómetro para medir la absorbancia a 280 nm (A280; señal proteica) y 405 nm (A405; señal de colorante). Calcular la concentración de proteínas y la relación F/P (fluorescencia: proporción molar de proteínas).
      NOTA: La relación F/P debería estar en el rango de 8-10.
    7. Guarda fibrinógeno-Alexa Fluor 405 a 4 °C en la oscuridad.
  2. Para conjugar los anticuerpos 2.2.9 y MBC 370.2 con Alexa Fluor 555:
    1. Haz un tampón nuevo de bicarbonato de sodio 0,1 M, pH 8,5.
    2. Diluye el stock de anticuerpos a 1 mg/mL en un tampón libre de aminas.
    3. Añade 1/10 de volumen de buffer de bicarbonato de sodio a la solución de anticuerpos.
    4. Mezcla 100 μL de anticuerpo con 1 vial (100 μg) de Alexa Fluor 555 NHS-éster e incuba durante 1 hora a temperatura ambiente en un rotador. Protege de la luz.
    5. Retira el buffer de almacenamiento de una columna de purificación centrifugando la columna a 1.100 × g durante 2 minutos y descarta el flujo directo. Carga la solución de reacción sobre la columna, monta la columna sobre un vial de recogida compatible y centrifuga a 1.100 × g durante 5 minutos para cosechar el Fluor 555 2.2.9- o MBC 370.2-Alexa.
    6. Utiliza un espectrofotómetro para medir la absorbancia a 280 nm (A280; señal proteica) y 555 nm (A555; señal de colorante). Calcula la concentración de anticuerpos y la relación F/P (fluorescencia: relación molar de anticuerpos).
      NOTA: La relación F/P debería estar en el rango de 1-1,5.
    7. Guarda 2.2.9 y MBC 370.2-Alexa Fluor 555 a 4 °C en la oscuridad.
      NOTA: Evita sobreetiquetar: una alta relación F/P puede afectar la función biológica.

3. Recogida de sangre de sujetos humanos

NOTA: Este procedimiento debe ser realizado por personal médico cualificado (por ejemplo, enfermeros titulados, flebotomistas certificados). Además, obtén el consentimiento informado por escrito de las personas que participan en el estudio.

  1. Preparar la jeringuilla aspirando 500 μL de tampón de tirodo (12 mMNaHCO 3, 10 mM Hepes, 137 mM NaCl, 2,7 mM KCl, 5,5 mM D-Glucosa, 0,5% albúmina sérica bovina, pH 7,4) que contenga 0,32 U/mL de heparina por cada 10 mL de sangre a recoger.
  2. Recoge sangre mediante venopunción. Usa una jeringuilla vacía para recoger los primeros 2 mL de sangre y desecharlos. Luego, cambia a la jeringuilla que contiene heparina para recoger la muestra de sangre. Tira de la jeringuilla despacio para minimizar la activación plaquetaria.
  3. Transfiere la sangre recogida a un tubo centrífugo de 15 mL y mantenla por debajo de 37 °C.
    NOTA: Las muestras de sangre deben utilizarse para los experimentos dentro de las 6 horas posteriores a la recogida.

4. Ensayo de perfilado de trombo

NOTA: Se recomienda realizar todos los procedimientos que impliquen manipulación de sangre en un gabinete de bioseguridad siempre que sea posible para evitar derrames de sangre sobre el experimentalista. Si esto no es posible, entonces usa un protector antisalpicaduras de mesa.

  1. Diluir el monómero VWF a 2 μg/mL en PBS. Pre-recubre los dispositivos microfluídicos con monómero VWF e incuba durante 1 hora a temperatura ambiente.
  2. Incubar la muestra de sangre con sensor fluorescente. Ajusta 1 o 2 durante 10 minutos a temperatura ambiente:
    1. Set 1: SZ22-FITC (0,5 μg/mL), fibrinógeno-Alexa Fluor 405 (60 μg/mL), 2,2,9-Alexa Fluor 555 (1 μg/mL), AK4-Alexa Fluor 647 (1 μg/mL).
    2. Set 2: SZ22-FITC (0,5 μg/mL), Annexin V-Pacific Blue (1 μg/mL), MBC 370.2-Alexa Fluor 555 (1 μg/mL), PAC-1-Alexa Fluor 647 (1 μg/mL).
      NOTA: Como dos conjuntos de sensores deben usarse por separado, cada muestra de sangre debe analizarse al menos dos veces (una con el Conjunto de sensores 1 y otra con el Conjunto de sensores 2) para obtener un conjunto de datos completo.
  3. Conecta un dispositivo microfluídico con conectores de entrada y salida y tubos. Conecta el otro extremo del conector de entrada con un tubo que contiene PBS, y el otro extremo del conector de salida con una jeringuilla. Monta la jeringuilla en una bomba de jeringuilla. Montar el dispositivo microfluídico sobre un microscopio invertido y maniobrar manualmente la etapa para encontrar el sitio de la estenosis bajo el microscopio (Figura 3A).
  4. Llena el canal microfluídico y el tubo con PBS usando la bomba de jeringuilla a un caudal de 0,5 mL/min. Asegúrate de que no haya burbujas de aire alrededor del lugar de la estenosis.
  5. Conecta el tubo de entrada con la muestra de sangre y perfunde la muestra a través del canal microfluídico usando la bomba de jeringuilla a un caudal de 0,018 mL/min (Figura 3A).
  6. Ajusta el tiempo de exposición y la ganancia de cada canal de fluorescencia. Realiza imágenes de fluorescencia multicolor en tiempo real alternando entre los 4 canales, excitando un tipo de fluoróforo a la vez. Mientras tanto, localiza el plano de enfoque del trombo y registra señales en el lugar de la estenosis, que normalmente abarcan entre 15 y 30 minutos (Figura 4).
    NOTA: El tiempo de exposición de cada canal debe ajustarse para que la señal fluorescente sea fácilmente distinguible evitando la saturación (Figura 4). En el sistema actual, las muestras de sangre de sujetos sanos suelen emitir el siguiente rango de intensidad de señal dentro del trombo formado: SZ22-FITC, 70-110; fibrinógeno-Alexa Fluor 405, 60-100; 2.2.9-Alexa Fluor 555, 70-110; AK4-Alexa Fluor 647, 45-75; Anexo V-Pacific Blue, 35-65; MBC 370.2-Alexa Fluor 555, 45-85; PAC-1-Alexa Fluor 647, 10-30. Sin embargo, cabe destacar que una pequeña proporción de sujetos sanos proporcionaría un registro no típico. Por ello, se recomienda analizar al menos 5 muestras de sangre de sujetos sanos para asegurarse de que el tiempo de exposición de cada canal está correctamente seleccionado.

5. Análisis de datos

  1. Abre el archivo de datos usando ImageJ 1.53 (Fiyi, Institutos Nacionales de Salud).
    NOTA: Cada archivo debe contener un total de 4 vídeos de 4 canales diferentes. El siguiente procedimiento es generalmente aplicable a cualquier momento en el que el usuario esté interesado en analizar.
  2. Utiliza el canal SZ22-FITC para identificar el contorno del trombo y utiliza las 'selecciones de polígonos' para seleccionar aproximadamente el área del trombo (Figuras 5A,B).
  3. Para cada canal, utiliza Imagen -> Ajustar -> umbral para eliminar el fondo (Figura 5C), y luego usa Analizar -> Medida para medir el área y la intensidad media de la señal dentro del trombo.
    NOTA: SZ22-FITC tiñe las plaquetas y, por tanto, refleja el tamaño del trombo. En el Conjunto 1, el fibrinógeno-Alexa Fluor 405 refleja el nivel de enriquecimiento de fibrinógeno, el 2.2.9-Alexa Fluor 555 refleja el nivel de enriquecimiento del factor von Willebrand (VWF), y el AK4-Alexa Fluor 647 refleja la expresión de selección P. En el Conjunto 2, Annexin V-Pacific Blue refleja la exposición a fosfatidilserina (PS), MBC 370.2-Alexa Fluor 555 refleja la integrina αIIbβ3 activación a la conformación extendida (E+ αIIbβ3), y PAC-1-Alexa Fluor 647 refleja integrinaαIIb β3 activación completa (Act. αIIbβ3)21.

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Results

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El ensayo de perfilado de trombo perfunde la sangre a través de un canal estenótico para permitir la formación de trombos impulsados por cizalladura y realiza imágenes de fluorescencia multicolor en tiempo real para recopilar información multidimensional sobre el trombo formado. Al completar experimentos utilizando sensores tanto del Set 1 como del Set 2, se debería poder caracterizar el trombo en aspectos como el tamaño, el enriquecimiento de proteínas entrecruzadas (factor de von Wille...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Al combinar el ensayo de estenosis microfluídica con imágenes de fluorescencia multicolor, el ensayo de perfilado de trombos proporciona un enfoque cómodo y eficaz para estudiar la trombogénesis biomecánica y la mecanobiología plaquetaria. Mientras tanto, el ensayo es útil en una amplia variedad de aplicaciones. Por ejemplo, puede utilizarse para detectar agentes antitrombóticos que inhiben específicamente la agregación biomecánica de plaquetas, donde el objetivo molecular y el mecanismo...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen conflictos de interés que revelar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La investigación relacionada con este artículo y el desarrollo del ensayo de perfilado de trombos en el laboratorio de Chen contaron con el apoyo de la subvención del National Heart, Lung, and Blood Institute R00HL153678 (Y.C.), el National Institute on Aging, el Premio Claude D. Pepper Older Americans Independence Center #P30-AG024832 (Y.C.), UTMB Team Science Pilot Research Award (Y.C.), Beca Postdoctoral de la American Heart Association 20POST35080023 (Y.C.), y el Premio al Proyecto Transformacional de la American Heart Association 25TPA1471420 (Y.C.). Este trabajo se realizó en parte en la Infraestructura de Nanotecnología de San Diego (SDNI) de UCSD, miembro de la Infraestructura Coordinada Nacional de Nanotecnología, que cuenta con el apoyo de la National Science Foundation (Subvención ECCS-2025752).

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Jeringuillas de 10 mLHenke Sass Lobo5100-X00V0Recogida de muestras de sangre
Tubos Falcon de 15 mLGenesee Scientific28-101Almacenamiento de muestras de sangre
Jeringuilla de vidrio hermética de 1 mLHamilton81331Ensamblaje de hardware
2.2.9MERU VasImmuneTinción por trombo
Agujas de sonda 20 x1/2McMaster-CarrM919Creación de dispositivos PDMS
Jeringuillas de 20 mLHenke Sass Lobo5200-X00V0Recogida de muestras de sangre
70% etanolSigma-AldrichEX0281-1Desinfección de jeringuillas herméticas y limpieza de portaobjetos de vidrio
AK4-Alexa Fluor 647BioLegend304918Tinción por trombo
Alexa Fluor 405 NHS EsterInvitrogenA30000Marcado con fibrinógeno
Kit de marcaje de anticuerpos Alexa fluor 555InvitrogenA88065Etiquetado de MBC 370.2 y 2.2.9
Anexin V-Pacific BlueInvitrogen501121505Tinción por trombo
Pulverizador de limpiezaOffice Depot911245Creación de dispositivos PDMS
Juego de cuchillos para hobby manuales con caja de maderaHojas Excel44282Creación de dispositivos PDMS
Agua desionizada  ThermoFisher Scientific y nbsp;751-628Lavado de jeringuillas herméticas
DesecadorBel ArtF420270000Desgasificación de PDMS
Espátula de laboratorio multiusos desechableLevGo17211Mezclando la base de elastómero de silicona y el agente de curado,
Columna de hilo para la eliminación de tintes y biotinaZebaA44296SMarcado con fibrinógeno
FibrinógenoInvestigación InnovadoraIHUFBG25MGTinción por trombo
Bomba de jeringuilla Fusion 200-XChemyx Inc.0720XEnsamblaje de hardware
Heparina y nbsp;Sigma-AldrichH3149Anticoagulación de muestras de sangre
Generador de Alta FrecuenciaElectro-technic Product, Inc.BD-20Creación de dispositivos PDMS
Monómero VWF humanoSino Biological Inc.10973-H08CRecubrimiento microfuidic de dispositivos
Software Image J v1.53Fiyi, Instituto Nacional de SaludAnálisis de datos
Microscopio invertidoLeicaDM IL LIDERÓ; cubo de filtro: Leica DFT51010; Faro: LED5Ensamblaje de hardware
KimwipesKimberly-Clark Profesional34120Limpieza de portaobjetos de vidrio
Cápsulas de bloqueo LuerInternational Medical Industries, Inc.57100BRecogida de muestras de sangre
MBC 370.2KerafastEBW104Tinción por trombo
Gafas de cubierta de microscopioPaul Marienfeld GmbH & Co. KGES0107222Creación de dispositivos PDMS
Raspador de cuchillas de afeitarStanley28-100Creación de dispositivos PDMS
Espectrofotómetro UV-Vis NanoDrop 2000Termo CientíficaND-2000Concentración de proteínas y medición de la relación F/P
HornoInstrumentos de Línea de Laboratorio3512Creación de dispositivos PDMS
PAC-1-Alexa Fluor 647BioLegend362806Tinción por trombo
Vaso de plásticoThermoFisher Scientific y nbsp;S04589Mezclando la base de elastómero de silicona y el agente de curado,
SU-8 fotorresist máster   MohoInstalación de Sala Limpia de Nanofabricación Nano3 de UC San DiegoCreación de dispositivos PDMS
Kit de elastómeros de silicona Sylgard 184Krayden DowDC4019862PDMS
SZ22-FITC Beckman CoulterIM 1756UTinción por trombo
TuberíaCole - Palmer Instrument Co.06422-01Ensamblaje de hardware

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