Artículo de método

Trasplante intramuscular de células endocrinas pancreáticas derivadas de células madre pluripotentes humanas en ratones

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DOI:

10.3791/69562

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10 de abril de 2026

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1Instituto de Investigaciones Biomédicas Sols-Morreale, Consejo Superior de Investigaciones Científicas, Universidad Autónoma de Madrid, 2Centro de Investigación Biomédica en Red de Diabetes y Enfermedades Metabólicas Asociadas CIBERDEM, Instituto de Salud Carlos III

En este artículo

Resumen

Proporcionamos un protocolo mínimamente invasivo para el trasplante intramuscular de islotes de células madre pancreáticas derivadas de células madre humanas en ratones inmunodeficientes, para implantación in vivo y análisis posteriores.

Resumen

Las células endocrinas del páncreas derivadas de células madre pluripotentes humanas (hPSC) constituyen una fuente prometedora para la terapia celular de la diabetes y la modelización de enfermedades. Aunque se han establecido varios protocolos de diferenciación, la implantación in vivo es comúnmente necesaria para estudiar la maduración y la función dentro de un contexto fisiológico. La mayoría de los enfoques de trasplante dependen de sitios como la cápsula renal o el espacio subcutáneo, lo que puede presentar limitaciones técnicas o fisiológicas. Aquí presentamos un protocolo detallado para el trasplante intramuscular de islotes SC pancreáticos derivados de hPSC en ratones inmunodeficientes. Este sitio permite un acceso quirúrgico sencillo, una reducción de la invasividad y una extracción fiable de injertos para análisis posteriores. El procedimiento permite la implantación intramuscular de islotes derivados de células madre y apoya su recuperación para la evaluación posterior de la secreción de insulina tras un desafío oral con glucosa. El protocolo incluye pasos para la preparación y compactación de racmos, cirugía de trasplante, secreción de insulina estimulada por glucosa in vivo (GSIS) y extracción de injertos para análisis histológico, proporcionando un marco reproducible para el trasplante intramuscular en modelos murinos preclínicos.

Introducción

La diabetes es un trastorno metabólico heterogéneo cuya prevalencia se ha duplicado en las últimas tres décadas y se espera que afecte a 1.300 millones de personas para 2050. Aunque factores ambientales, como la dieta y el estilo de vida, juegan un papel significativo en la aparición de la diabetes tipo 2 (DT2), la predisposición genética también contribuye sustancialmente a supatogénesis 2. Las células β pancreáticas son responsables de la síntesis y secreción de insulina y desempeñan un papel central en la fisiopatología dela diabetes 3. Para entender cómo el riesgo genético contribuye a la disfunción de las células β, las células β derivadas de células madre humanas organizadas como clústeres endocrinos tridimensionales (en adelante denominados islotes SC) proporcionan un sistema modelo altamente informativoy relevante 4,5. Los protocolos recientes guían eficazmente la diferenciación de las células madre humanas en células β productoras de insulina al recapitular etapas clave del desarrollo pancreático utilizando inhibidores y factores de crecimiento específicos 6,7.

Estos sistemas replican de forma fiable los hitos del desarrollo de forma escalable y reproducible, superando las limitaciones de los islotes derivados de donantes, que no apoyan modelado del desarrollo y están sujetos a limitaciones de suministro. Los modelos de murina han proporcionado valiosas ideas sobre el desarrollo pancreático, pero a menudo no logran reproducir completamente las manifestaciones fenotípicas observadas en pacienteshumanos 5. En consecuencia, el uso de un sistema basado en células madre permite caracterizar variantes genéticas implicadas en el desarrollo pancreático humano y β disfunción celular8.

A pesar de estos avances, los islotes SC generados in vitro siguen siendo transcriptómica y funcionalmente inmaduros en comparación con las células β adultas nativas. Exhiben una secreción de insulina estimulada por glucosa subóptima y carecen de expresión de marcadores maduros de β células como MAFA y G6PC2 9,10. Para cerrar esta brecha, a menudo se emplea la maduración in vivo mediante trasplante en ratones inmunodeficientes; Esto suele mejorar tanto la dinámica de la secreción de insulina como los perfiles de expresióngénica 6.

El metabolismo de la glucosa está estrictamente regulado y requiere la integración de señales sistémicas. Los islotes SC trasplantados son capaces de integrar señales de múltiples órganos, proporcionando un entorno fisiológicamente más relevante crucial para evaluar las consecuencias funcionales de la variación genética en células βhumanas 11.

El trasplante de islotes SC en ratones se ha realizado en diferentes sitios anatómicos. El sitio convencional es la cápsula renal, eficaz para promover la maduración de células β y revertir la diabetes en roedores tratados con estreptozotocina (STZ) 12, pero implica una cirugía invasiva compleja, lo que limita su implementación enlaboratorios 13. Además, este método no es trasladable a entornos clínicos para tratar a pacientes con diabetes tipo 1 debido a limitaciones de tamaño yvascularización 14. Se han informado de sitios alternativos de trasplante, como los de tejido intramuscular, subcutáneo y adiposo, que ofrecen vías menos invasivas y más aplicables clínicamente. Aunque el trasplante intramuscular puede presentar desafíos para lograr una maduración óptima de células β y secreción de insulina en comparación con la cápsularenal 12, puede lograr una secreción eficaz de insulina y el mantenimiento de la homeostasis de glucosa, ofreciendo al mismo tiempo un enfoque quirúrgico más sencillo yaccesible 15,16.

Por lo tanto, en este protocolo, presentamos un enfoque de trasplante intramuscular que aborda varias limitaciones de otros protocolos de trasplante. Este método es mínimamente invasivo y proporciona una estrategia in vivo fiable para madurar los islotes SC e investigar variantes genéticas relacionadas con la disfunción de las células β.

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Protocolo

Todos los experimentos que involucraron células madre pluripotentes (hPSC) y animales de laboratorio fueron aprobados por comités de ética institucionales, regionales y nacionales. Las líneas hPSC utilizadas aquí se derivaron y distribuyeron originalmente de acuerdo con las aprobaciones éticas adecuadas y los procedimientos de consentimiento informado en las instituciones de origen. La Figura 1 muestra el flujo de trabajo general, desde el mantenimiento de hPSC hasta la diferenciación dirigida y maduración del linaje pancreático hacia islotes SC adecuados para trasplante.

1. Diferenciación de hPSC a progenitores pancreáticos

NOTA: Este protocolo se basa en dos pasos preparatorios esenciales: 1) el mantenimiento y expansión de los hPSC, y 2) su diferenciación dirigida hacia la línea endocrina del páncreas. Ambos pasos han sido descritos endetalle 7,17. Los hPSC se mantienen en placas recubiertas con medios B8 siguiendo las recomendaciones de Lyria-Leyte et al.17. Cosechar hPSCs para diferenciación durante el crecimiento exponencial antes de que se confluyan. A la densidad de siembra recomendada, deberían alcanzar una confluencia del 90-100% al día siguiente, listas para comenzar la diferenciación. La diferenciación hacia la línea endocrina del páncreas se realiza según el procedimiento descrito por Barsby et al.7. Los detalles completos de los medios se pueden encontrar en la Tabla 1.

  1. Recubre frescamente las placas de diferenciación con una matriz extracelular derivada de la membrana basal.
  2. Semilla 0,16-0,19 millones de células/cm 2 en el Día 0 (1,7 millones de celdas en un pozo desde una placa de 6 pozos). Utiliza entre 1,5 y 2 veces el volumen de B8 + CEPT para evitar el agotamiento de nutrientes (3-4 mL por pozo en una placa de 6 pozos).
    NOTA: Al pasar hPSCs o experimentar de diferenciación de siembra, preferimos suplementar medios B8 con CEPT, un cóctel de chroman 1, ericasan, poliaminas y trans-ISRIB, en lugar del inhibidor convencional de ROCK Y-27632, debido a su probada capacidad para mejorar la supervivencia dehPSC 18. No obstante, Y27632 sigue siendo una alternativa válida para este protocolo.
  3. Realiza cambios de medios utilizando medios de diferenciación S1 a S4 según el siguiente calendario: S1 (Días 1-4), S2 (Días 4-7), S3 (Días 7-9) y S4 (Días 9-11).
    NOTA: Consulte la Tabla 1 para composiciones completas en medios; Barsby et al.7 describen detalles procedimentales adicionales.

2. Generación de clústeres 3D y diferenciación en células productoras de insulina

NOTA: En el día 11, las células diferenciadas deberían haberse desarrollado en progenitores pancreáticos. Para promover aún más la diferenciación endocrina en esta etapa, las células pasan de un cultivo planar a un cultivo 3D.

  1. Añadir 0,5 mL de solución antiadherencia al 5% (p/v) (véase la Tabla 1 para más detalles) para cubrir el fondo de una placa de micropozos de 24 pozos que contiene micropozos piramidales invertidos (diámetro de 400 μm). Centrifugar a 1.300 g durante 10 minutos a temperatura ambiente (RT).
    NOTA: La solución antiadherente crea una superficie antiadherente que impide que las células se adhieran al plástico y favorece una agregación uniforme.
  2. Examinar los micropozos bajo un microscopio en busca de burbujas de aire y volver a centrifugar según sea necesario para eliminar cualquier aire atrapado (Figura 2A). Aspira la solución antiadherente y lava dos veces con 0,5 mL de PBS por pozo. Deja los pozos cubiertos con PBS hasta que estén listos para usar.
  3. Lava las células con 1 mL de PBS-0,5 mM EDTA, aspira el PBS-EDTA y cubre los pozos con tripsina (1 mL para un pozo de una placa de 6 pozos). Incuba a 37 ºC durante 8-12 minutos (hasta que el golpeteo cause un desprendimiento notable).
  4. No retires la tripsina; en su lugar, diluir con 2x volúmenes de DMEM-F12 o PBS, y resuspender suavemente pipeteando. Coloca la suspensión en un tubo cónico y pasa inmediatamente al siguiente paso.
    NOTA: Es mejor incubar durante más tiempo en tripsina que realizar una trituración mecánica severa.
  5. Centrifuga la suspensión a 200 g durante 3 minutos en RT. Aspira cuidadosamente el sobrenadante y vuelve a suspender el pellet suavemente en un medio S4 precalentado (1,25 mL por cada pozo de un micropozo de 24 pozos).
  6. Aspira el PBS de antenas micropozo. Añade suavemente 1,25 mL de las celdas suspendidas a cada pozo de la placa del micropozo.
    NOTA: Cada pozo de la placa de 24 micropozos contiene 1.200 micropozos. La densidad de siembra necesaria para obtener racimos de tamaño adecuado es de 1.500 celdas por micropozo, lo que corresponde a 1,8 millones de celdas por pozo. Alternativamente, se pueden utilizar micropozos de 6 pozos, ajustando volúmenes y número de celdas (aproximadamente 8,85 millones de células en 5 mL de medio de Etapa 4).
  7. Centrifuga la placa a 100 g durante 3 minutos en RT para distribuir las celdas de forma uniforme en los micropozos. Transfiere cuidadosamente las placas del micropozo a una incubadora humidificada.
  8. Realizar cambios de medios usando medios de diferenciación S5 (D14-D18), S6 (D18-D25) y S7 (D25-D46).
    NOTA: Los detalles completos de la composición se proporcionan en la Tabla 1, con detalles procedimentales adicionales descritos por Barsby et al.7.
    El cóctel CEPT puede usarse durante este paso en lugar del inhibidor de ROCK Y-27632, debido a su capacidad probada para mejorar la supervivencia celular durante la formación delorganoide 18. La agregación exitosa se indica por la formación de cúmulos esféricos compactos en un plazo de 24-48 horas (véase la Figura 2B).

3. Trasplante de islotes SC al músculo tenso de ratones inmunodeficientes

NOTA: Los islotes SC se han trasplantado en varias etapas de diferenciación (de la etapa 4 a la etapa 7). Aunque el trasplante de islotes SC diferenciados de S7 representa la estrategia óptima para evaluar la respuesta a laglucosa 6, el trasplante de progenitores en etapas tempranas (S4-S5) o islotes SC inmaduros (S6) puede ayudar a revelar diferencias de diferenciación o maduración que se ocultan in vitro mediante el uso de condiciones de cultivo definidas. Sin embargo, el trasplante de progenitores menos diferenciados conlleva un mayor riesgo de formación de teratomas, principalmente debido a poblaciones celulares residuales no diferenciadas.

  1. Compactación de cúmulos
    1. Transfiere la cantidad adecuada de racimos a un tubo microcentrífuga de 1,5 mL (véase la nota).
      NOTA: La dosis celular depende del objetivo experimental. En histología, entre 0,5 y 1 millón de células por ratón son suficientes para una extracción fiable de injertos, mientras que los ensayos funcionales o la reversión de la diabetes en ratones tratados con STZ suelen requerir dosis más altas, de hasta 2-5 millones de células. Antes de la compactación, los islotes SC deben mostrar una morfología esférica uniforme con un diámetro objetivo de ~150-250 μm (rango aceptable: 100-300 μm). Este rango de tamaño corresponde aproximadamente a ~10³-4 × 10³ celdas por conglomerado; se deben evitar los agregados sobredimensionados (>300-400 μm), ya que son más susceptibles a la necrosis central. El tamaño y la uniformidad del racimo se verifican antes de la compactación mediante imágenes de campo claro o estereomicroscopio de pozos representativos, seguido de la medición del diámetro mediante software estándar de análisis de imágenes.
    2. Conecta la jeringuilla al conjunto aguja-tubo y llénalo con medio S7.
    3. Aspira los racimos directamente desde el tubo de la microcentrífuga. Dobla el tubo por la mitad e inserta la sección doblada en una punta de pipeta de 200 μL. Inserta el conjunto punta-tubo y aguja en un tubo cónico de 15 mL y asegura los extremos al borde del tubo usando cinta adhesiva.
    4. Centrifuga el tubo a 100 g durante 2 minutos a 4 °C para compactar los racmos. Coloca inmediatamente el tubo sobre hielo.
  2. Trasplante de racimos en ratones
    NOTA: Todos los procedimientos quirúrgicos deben realizarse utilizando el equipo de protección personal adecuado y en cumplimiento con las normativas institucionales de bioseguridad y bienestar animal. Los agentes anestésicos y los objetos punzantes deben manipularse y eliminarse según los procedimientos de seguridad aprobados.
    1. Inducir anestesia en ratones NOD-scid-gamma usando isoflurano al 3-5%.
    2. Afeita la parte posterior de la pierna derecha por debajo de la rodilla y desinfecta con etanol al 70%.
    3. Desconecta el tubo de la punta de la pipeta y conéctalo a la jeringuilla. Corta el tubo cerca de los racimos compactos y fíjalo al extremo romo de la aguja. Empuja la solución salina hasta que el primer racimo llegue a la punta de la aguja.
    4. Coloca al ratón boca abajo, inclinado hacia el lado derecho, y extiende la pierna derecha. Inserta la aguja a 4-5 mm de profundidad en el compartimento medial del muslo derecho, en la región entre los músculos aductor y grácil.
    5. Inyecta los racimos mientras retraes la aguja ~3 mm. Gira la jeringuilla y retira la aguja.
    6. Vigila al ratón hasta que se recupere completamente de la anestesia.
      NOTA: Para la caracterización funcional (es decir, GSIS in vivo , sección 4), deben utilizarse islotes SC de un solo genotipo por ratón; Un solo trasplante es suficiente. Sin embargo, para la caracterización histológica o transcriptómica de la maduración tras la implantación, se pueden utilizar ambas patas (por ejemplo, una pierna con agrupaciones SC derivadas de hPSCs que contienen una variante genética asociada a la enfermedad, y la otra pierna con la variante corregida). No se puede confirmar directamente in vivo una administración intramuscular correcta inmediatamente después de la inyección. La implantación exitosa se verifica retrospectivamente mediante la identificación macroscópica del injerto en el momento de la extracción (Figura 3) y mediante análisis histológicos (Figura 4).

4. Secreción de insulina estimulada con glucosa in vivo (GSIS)

NOTA: GSIS in vivo, mediante desafío oral de glucosa, evalúa la secreción funcional de insulina en respuesta a un estímulo fisiológico. Todos los procedimientos deben seguir las directrices institucionales de cuidado y uso de animales. Las respuestas funcionales de las células β trasplantadas mejoran con la maduración in vivo : el péptido C humano puede detectarse tan pronto como a las 2 semanas del trasplante, mientras que la secreción robusta y responsiva a la glucosa suele lograrse a las 4 semanas. Estos plazos pueden variar según la etapa de desarrollo de los islotes SC en el momento del trasplante

  1. Ratones rápidos durante 4-6 horas antes de administrar la glucosa, asegurando acceso al agua.
  2. Prepara una solución de D-(+)-glucosa al 20% (p/v) en agua. Esteriliza pasando por un filtro de 0,22 μm y calienta hasta temperatura ambiente antes de usarla.
  3. Pesa cada ratón y calcula la dosis de glucosa requerida a 3 g/kg de peso corporal.
  4. Carga el volumen adecuado de solución de glucosa en una aguja curva de 20 g acoplada a una jeringuilla de 1 mL.
  5. Sujeta suavemente al ratón y realiza un ejercicio oral con gavage, asegurando una inserción suave de la aguja para evitar la aspiración traqueal.
  6. Recoge muestras de sangre mediante punción submandibular o vena caudal al inicio (0 min) y 15 y 30 minutos después de la gavage, utilizando tubos capilares y tubos microcentrífugas de 1,5 mL. Deja que la sangre coagule a temperatura ambiente durante aproximadamente 15 minutos y luego guarda los tubos en hielo.
  7. Centrifugar las muestras a 1.000 g durante 15 minutos a 4 °C y transferir el suero a tubos nuevos. Guarda a −80 °C hasta el análisis por ELISA.
    NOTA: Los puntos de tiempo pueden ajustarse según el modelo experimental. Es fundamental utilizar un ensayo capaz de distinguir entre insulina humana y ratón o peptíptido C para evaluar la secreción de insulina derivada del injerto en modelos de xenotrasplante.

5. Recuperación de racimos injertados

  1. Eutanasia al ratón siguiendo las directrices de ética animal institucional.
  2. Para minimizar la contaminación tisular con pelo, rocía etanol al 70% (v/v) sobre el cuerpo.
  3. Retira la piel para exponer los músculos de las extremidades inferiores y localiza los racimos injertados con una lupa. Extirpa tejido que contiene injertos usando tijeras y pinzas.
  4. Enjuaga el tejido una vez con PBS y transfiere a un 4% (p/v) de paraformaldehído (PFA) sobre hielo. Fija el tejido en un 4% de PFA a 4 °C durante 4 horas con suaves agitaciones.
  5. Lava la muestra en PBS durante 1 hora con un suave agitado. Transfiere el tejido al 30% (v/p) de sacarosa en PBS e incuba durante la noche a 4 °C.
    NOTA: Los tejidos biológicos, muestras de sangre y residuos químicos (incluidos fijadores y residuos anestésicos) deben ser eliminados siguiendo las directrices institucionales de bioseguridad y gestión de residuos químicos.

6. Tinción de explantaciones

  1. Incrustación OCT
    1. Incrusta el tejido en un molde lleno de compuesto de Temperatura de Corte Óptima (OCT).
    2. Coloca el moho en un baño seco de hielo e isopropanol para congelar la muestra rápidamente. Guarda a -80 °C hasta la criosección.
    3. Usando un criostato, corta secciones de 5-7 μm y guarda las láminas a -80 °C.
  2. Inmunotinción
    1. Equilibra las láminas a RT durante 15 minutos dentro de un recipiente para evitar condensación.
    2. Enjuaga las láminas con PBS durante 3 x 5 minutos.
    3. Incubar cada sección con 100 μL de solución bloqueante/permeabilización durante 30 minutos en RT (0,1% tensioactivo no iónico en PBS, con 5% de suero de la especie donde se elevó el anticuerpo secundario).
    4. Incubar cada sección con 50 μL de anticuerpos primarios diluidos en solución bloqueante/permeabilización durante la noche a 4 °C.
    5. Enjuaga las láminas con PBS durante 3 x 5 minutos.
    6. Incubar cada sección con 50 μL de anticuerpos secundarios diluidos en solución bloqueante/permeabilización 1 hora en RT.
    7. Enjuaga las láminas con PBS durante 3 x 5 minutos.
    8. Monta las correderas con 15 μL de solución de montaje con DAPI y aplica un deslizamiento de cobertura. Guarda a 4 °C en la oscuridad hasta la imagen.

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Resultados

Los resultados presentados corresponden a un trasplante intramuscular de islotes SC de estadio 7 en ratones inmunodeficientes y a análisis realizados 6 semanas después del trasplante. Se analizó un número limitado de animales con injertos representativos para ilustrar la viabilidad del procedimiento. En este estudio, un resultado exitoso se define como la recuperación macroscópica del injerto intramuscular seguida de la confirmación histológica de la supe...

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Discusión

En este protocolo, describimos el trasplante intramuscular de islotes SC como un enfoque sencillo, reproducible y mínimamente invasivo para la maduración in vivo , con potencial para la evaluación funcional. Aunque el trasplante bajo la cápsula renal es ampliamente considerado el "estándar de oro" para el injerto de islotes o islotes SC en roedores, requiere mayor experiencia técnica y un procedimiento quirúrgico más largo. En cambio, el sitio intramuscular ofrece simplicidad pr...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de interés que declarar.

Agradecimientos

Agradecemos al Dr. Danwei Huangfu (Memorial Sloan Kettering Cancer Center, Nueva York, EE. UU.) por proporcionar generosamente las líneas de hPSC utilizadas en este estudio. Este trabajo contó con el apoyo de las subvenciones PID2021-122284NA-I00 y CNS2023-145179 del Ministerio de Ciencia, Innovación y Universidades de España MICIU/AEI/10.13039/501100011033 y Next GenerationEU/PRTR (A.B.), y del Consorcio CIBER-Consortium for Biomedical Research in Network, CB07/08/0029 y PID2023-150719OB-I00 (M.V.), Instituto de Salud Carlos III (ISCIII). El Centro de Investigación Biomédica en Diabetes y Trastornos Metabólicos Asociados (CIBERDEM) es una iniciativa de ISCIII y cuenta con el apoyo parcial del Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
2-Phosfo-L-ácido ascórbico trisodio salSigma Aldrich49752
Activina AQkineQk001
AggreWell 400 24-well (placa de micropocillo)Stemcell34415
BetacelulinaGenScriptZ03102
Albúmina de suero bovino, Fracción V, Libre de Ácidos GrasosGoldbioA-421
CHIR 99021LC labsC-6556 
Chroman-1Medchem ExpressHY-15392Cocktail CEPT
CMRL-1066Pan BiotechP04-84600
D-(+)-GlucosaSigma AldrichG7021
Dibenzazepina (DBZ)SyncomProducto personalizadoInhibidor de gamma-secretasa
Medio de Eagle modificado de Dulbecco y medio de Ham’s F12 (DMEM/F12)Corning15383541
EGFQkineQk011
EmricasanMedchem ExpressHY-10396Cocktail CEPT
EtanolaminaSigma AldrichE9508
FGF2-G3GenScriptProducto personalizado
FGF7GenScriptZ03047
HeparinaSigma AldrichH3149
InsulinaGibco30284510
L-Alanil-L-GlutaminaLinusX0551-100
Ácido L-AscórbicoSanta Cruzsc-202686
LDN-193189 Sigma AldrichSML0559
Concentrado de LípidosGibco11548846
Matrigel (matriz extracelular derivada de membrana basal)Falcon354230
MCDB 131Corning15-100-CV
N-acetilcisteínaThermo Scientific10521221
NaHCO3Fisher Scientific10553325
NicotinamidaSigma AldrichN0636
NRG-1QkineQk045
Pluronic F-127 (solución anti-adherencia)Sigma Aldrich82184Usado al 5% (p/v)
Suplemento de Poliamina (1000×)Sigma AldrichP8483Cocktail CEPT
RepSoxMedChemExpressHY-13012Inhibidor de Alk5
Ácido RetinoicoSigma AldrichR2625
SANT-1SelleckchemS7092
Sobetirome (GC1)Sigma AldrichSML1900-5MGAnálogo T3 permeabilizante para células
Pirvetato de SodioCorning25-000-CI
Selenito de SodioSigma AldrichS5261
T3 (3,3′,5-Triyodo-L-tironina sal sódica)Sigma AldrichT6397
TGF-β1 QkineQk010
TPBTocris5343
Elementos Traza ACorning15333641
Elementos Traza BCorning15343641
Trans-ISRIBMedchem ExpressHY-12495Cocktail CEPT
TransferrinaInVitria777TRF029
Triton X-100 (tensioactivo no iónico)Thermo Scientific11488696
TrypLEGibco11538856
Y-27632LC LaboratoriesY-5301Inhibidor de ROCK
ZM-447439 MedChemExpressHY-10128
ZnSO4Sigma AldrichZ0251
Anticuerpos
Anti-Humano Ratón C-péptido (insulina)DSHBGN-ID4-sUsado a 150 ng/mL
Anti-glucagón ratónProteintech67286-1-Ig1:2000
Anti-somatostatina conejoMilliporeAB54941:500
Anti-rata AF488 conejoInvitrogenA-110061:500
Anti-ratón AF488 burroInvitrogenA-212021:500
Anti-conejo AF488 burroInvitrogenA-212061:500

Referencias

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