Artículo de método

Ensayo de eliminación en serie utilizando la medición de la viabilidad de células tumorales basada en impedancias longitudinales - Un método útil para evaluar el desempeño de las células T

DOI:

10.3791/69623

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30 de diciembre de 2025

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1Division of Clinical Pharmacology, LMU University Hospital, 2Department of General, Visceral and Transplantation Surgery, LMU University Hospital, 3German Cancer Consortium (DKTK), Partner Site Munich, a partnership between the DKFZ and the University Hospital of the LMU, 4German Center for Lung Research (DZL), 5Einheit für Klinische Pharmakologie (EKLiP), Helmholtz Zentrum München - German Research Center for Environmental Health Neuherberg

En este artículo

Resumen

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Este protocolo presenta un ensayo en tiempo real basado en impedancias para cuantificar la capacidad y persistencia de la muerte en serie de células CAR T bajo estimulación crónica de antígenos, incorporando un método de lavado de placas para la reutilización rentable de placas de ensayo.

Resumen

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La terapia con células con receptores de antígenos quiméricos (CAR) ha revolucionado el tratamiento de malignidades hematológicas específicas. Sin embargo, una parte significativa de los pacientes experimenta recaídas debido a la pérdida de antígenos, la regulación a la baja de antígenos o el agotamiento de las células T. Estos desafíos ponen de manifiesto la necesidad de ensayos funcionales que puedan evaluar la capacidad de eliminación y la persistencia de las células CAR T bajo estimulación crónica de antígenos. Los ensayos de asesinato en serie, que miden la capacidad de las células CAR T para eliminar repetidamente objetivos tumorales, ofrecen valiosas ideas sobre la durabilidad y potencia de las respuestas de las células CAR T.

Aquí presentamos un ensayo basado en impedancias utilizando el sistema de Análisis Celular en Tiempo Real (RTCA) para cuantificar la muerte en serie mediada por células CAR T in vitro. Las células tumorales se siembran repetidamente y se permite adherirse a placas E específicas del ensayo antes de la adición de células CAR T en proporciones efector-objetivo (E:T) definidas. La plataforma monitoriza continuamente la viabilidad de las células tumorales sin etiquetas, capturando citotoxicidad dinámica con alta resolución temporal. Las lecturas centrales incluyen la cinética del índice celular (CI), la tasa de eliminación de células tumorales y la eliminación del tiempo hasta el objetivo. El descenso progresivo en la capacidad de matar observado tras repetidos enfrentamientos tumorales-objetivo sirve como marcador de la disfunción adquirida de células T CAR, a menudo denominada agotamiento de células T. En conjunto, estas métricas permiten una evaluación precisa de la función de las células T CAR en diversas proporciones E:T y facilitan la comparación directa entre diferentes constructos o cotratamientos de células T CAR a lo largo del tiempo.

Para mejorar la eficiencia en costes, desarrollamos un procedimiento de lavado de placas que permite la reutilización de placas E-plates de ensayo sin comprometer el rendimiento del ensayo ni la integridad de los datos. El flujo de trabajo optimizado reduce el coste del ensayo mientras preserva la robustez analítica. Este enfoque permite una evaluación preclínica asequible y escalable de la función de las células CAR T, facilitando mejoras en el diseño de terapias celulares.

Introducción

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La terapia con receptores de antígenos quiméricos (CAR) con células T ha revolucionado la inmunoterapia contra el cáncer con un éxito clínico notable en múltiples malignidades hematológicas como la leucemia linfoide crónica, la leucemia linfoblástica aguda, el linfoma de células B grandes y el mielomamúltiple 1,2,3,4,5. Desde las primeras aprobaciones regulatorias, el número de productos de células CAR T y pacientes tratados ha aumentado deforma constante 6. Dependiendo del producto específico y la indicación clínica, las dosis típicas de infusión varían desde aproximadamente 2 × 106hasta 5 × 108células T CAR+ porpaciente 7. Son necesarias dosis elevadas de infusión para lograr una eliminación efectiva del tumor y un control a largo plazo de la enfermedad, pero están asociadas con desafíos clínicos y prácticos. Un alto número de células puede aumentar el riesgo de efectos secundarios graves como el síndrome de liberación de citocinas (CRS) y el síndrome de neurotoxicidad asociada a células efectoras inmunitarias (ICANS), ambos dependientes de ladosis 8. Además, fabricar suficientes lagrados CAR T funcionales es un reto para pacientes fuertemente pretratados o linfodepletos, y el proceso puede ser logísticamente exigente y costoso para los centrosde tratamiento 9.

A pesar de estos desafíos, las terapias con células CAR T dirigidas al CD19 logran tasas de remisión completa del 70%-90% en pacientes con malignidades recaídas o refractarias de células B, demostrando un impacto clínico transformador 10,11,12. Sin embargo, la terapia con células CAR T enfrenta desafíos relevantes que limitan su eficacia a largo plazo. Los principales obstáculos incluyen la pérdida o regulación a la baja de antígenos, la insuficiencia de persistencia de las células CAR T y el agotamientofuncional 9. El agotamiento de las células T CAR —caracterizado por una capacidad proliferativa disminuida, actividad antitumoral deteriorada y baja persistencia— representa una causa vital de no respuesta y recaída13. Las células CAR T agotadas presentan una función efectora reducida, una expresión persistente de receptores inhibidores y una producción defectuosa de citocinas debido a la exposición crónica a antígenos y microambientes tumoralesinmunosupresores 14. Los estudios clínicos han demostrado que la pérdida de persistencia funcional de las células CAR T está asociada con un mayor riesgo de recaída 11,15,16,17. Dado que la actividad in vivo prolongada parece ser un predictor importante del éxito terapéutico, comprender la durabilidad y la capacidad de eliminación sostenida de los productos de células CAR T es un objetivo importante tanto en la investigación preclínica como en la traslacional. De particular interés es la capacidad de las células CAR T para reconocer y lisar repetidamente células tumorales durante períodos prolongados —lo que se denomina 'asesinato en serie'— ya que esta propiedad proporciona una medida funcional de persistencia y resistencia alagotamiento 18.

Este artículo proporciona un protocolo detallado para realizar ensayos de eliminación en serie utilizando la plataforma de impedancia de Análisis de Celdas en Tiempo Real xCELLigence (RTCA), incluyendo un procedimiento de lavado opcional que permite la reutilización de placas de ensayo, también conocidas como placas E, mejorando así la eficiencia en costes sin comprometer el rendimiento del ensayo. La razón para desarrollar dicho protocolo surge de las limitaciones en los ensayos convencionales de citotoxicidad, que normalmente ofrecen solo lecturas estáticas de los puntos finales. Los enfoques comunes, como los ensayos de liberación de cromo-51, los ensayos de lactato deshidrogenasa (LDH) o los ensayos de viabilidad basados en citometría de flujo requieren etiquetas, implican flujos de trabajo intensivos y están limitados a los puntostemporales definidos 18,19. Más importante aún, no pueden capturar fácilmente la cinética dinámica de muerte durante una estimulación prolongada o múltiples rondas de exposición a antígenos, una situación directamente vinculada a la persistencia de células CAR T y al agotamientofuncional 18.

La plataforma xCELLigence RTCA cubre estas lagunas proporcionando un monitoreo cinético en tiempo real y sin etiquetas de la viabilidad de la celda objetivo mediante impedanciaeléctrica 20. Las células objetivo tumorales adherentes se siembran en placas E recubiertas de microelectrodos dorados, donde su inserción y proliferación aumentan la impedancia medida, reportada como el Índice Celular (IC)21. Al matar mediada por CAR T, las células objetivo son eliminadas y se desprenden, lo que provoca una rápida caída de laimpedancia 20. Esta lectura en tiempo real permite una evaluación continua de la citotoxicidad durante horas o días sin necesidad de etiquetas o reactivosadicionales 22. Las células T CAR, al no adherirse, no contribuyen a la señal de impedancia, permitiendo una separación limpia de las lecturas efector yobjetivo 23. Dado que los datos se registran de forma continua, los investigadores pueden llevar a cabo protocolos de estimulación de varias rondas donde las células CAR T se transfieren repetidamente y se exponen a células tumorales diana frescas, permitiendo medir directamente cómo evoluciona la capacidad de matar a lo largo deltiempo 24. Esto imita los encuentros repetidos de antígenos que experimentan las células CAR T en vivo y proporciona una lectura funcional de sus capacidades citotóxicas.

Este ensayo de asesinato en serie basado en impedancia es ideal para investigadores que evalúan la función de las células CAR T en entornos preclínicos, incluyendo la optimización de constructos, comparaciones funcionales y pruebas de potencia. Este protocolo requiere el sistema xCELLigence RTCA y el uso de la E-Plate 96. Aunque es ampliamente aplicable a modelos tumorales adherentes, no es directamente adecuado para cultivos en suspensión sin estrategias de inmovilización o anclajación. Dado que las mediciones de impedancia por sí solas reflejan únicamente la adherencia y viabilidad de la célula objetivo, se recomiendan análisis complementarios como la citometría de flujo o los ensayos de citocinas para caracterizar completamente la activación, proliferación y agotamiento de las células T CAR. El protocolo incluye pasos designados que permiten la extracción de células y sobrenacionantes para estas lecturas adicionales, facilitando una evaluación más completa de la funcionalidad de las células CAR T.

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Protocolo

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NOTA: Este protocolo ha sido optimizado para la E-Plate 96 y requiere el sistema xCELLigence RTCA. Las células tumorales adherentes se siembran durante la noche con antelación para alcanzar la fase de crecimiento logarítmico en el momento de la adición de células CAR T. Dependiendo de la línea celular tumoral y la densidad de siembra, este intervalo puede acortarse a 6 - 9 horas, permitiendo la adición de efectores el mismo día. Si se realiza este último flujo de trabajo, se modifica la línea temporal nominal día a día descrita en el protocolo y los usuarios deben adaptar el calendario en consecuencia. Los cocultivos se mantienen durante 48 horas antes de que las células CAR T se transfieran a células tumorales recién placadas, lo que requiere dos posiciones de placas en el instrumento xCELLigence y alternar la colocación de placas celulares tumorales y la adición de efectores cada dos días. Las células CAR T deben generarse según los procedimientos operativos estándar estándar o protocolos establecidos. En resumen, las células T periféricas de la sangre se aíslan bajo estándares éticos aprobados, se transducen bajo condiciones de bioseguridad adecuadas y se evalúan su eficiencia y viabilidad de la transducción mediante citometría de flujo o ensayos de control de calidad equivalentes. No se deben realizar ensayos de xCELLigence cuando la eficiencia de transducción de CAR es inferior al 20%, ya que eficiencias menores pueden provocar un aumento de la muerte de fondo e inespecífica por parte de las células no transducidas, lo que puede distorsionar las curvas de crecimiento tumoral. Toda manipulación de células debe realizarse en condiciones estériles en una campana de flujo laminar. Los medios pueden utilizarse según el estándar del laboratorio o según la recomendación del proveedor. Salvo que se especifique lo contrario, las células se incuban a 37 °C en una atmósfera humidificada que contiene un 5% de CO₂. Aunque está optimizado para células CAR T, este método también puede aplicarse a otras células efectoras basadas en suspensión y objetivos adherentes.

1. Preparación y blanqueamiento (Día 1)

  1. Preparación de la placa
    1. Añade 50 μL de medio tumoral al fondo de cada pozo de la placa E 96.
      NOTA: Ten cuidado de no rayar el fondo del pozo, ya que esto podría dañar la placa.
    2. Coloca la placa E en la incubadora, colocándola en la misma ranura de la máquina para usarla en las mediciones.
    3. Incuba la E-Plate durante 30 minutos a 37 °C para llevarla a la temperatura y pH adecuados para el ensayo.
  2. Configuración del instrumento
    1. Mientras tanto, inicia el RTCA Software Pro (Versión 2.6.1) y selecciona una ruta de archivo para guardar el experimento.
    2. Introduce el nombre del experimento en el campo "RTCA Operator" y guarda.
    3. Selecciona los pozos a medir.
    4. Asigna nombres de células en la pestaña de Celdas y tipos de tratamiento en la pestaña de Tratamiento .
  3. Calendario de medición
    1. Establece el horario con los siguientes pasos:
      Nombre del paso = En blanco ; Barridos = 1 ; Intervalo = 1 ; Duración = 0:00
      Nombre del paso = Células tumorales ; barridos = 250-300 ; Intervalo = 15 min; Duración = mínimo 24 h
      Nombre del paso = tratamiento ; Barridos = hasta 2500 ; Intervalo = 5 min; Duración = mínimo 72 h
    2. Pulsa Aplicar y asegúrate de que no se selecciona Auto en ningún paso.
  4. Paso de blanking
    1. Tras la incubación de 30 minutos de la placa E a 37 °C, pulsa el botón PLAY/RUN para iniciar el paso en blanco.
    2. Espera hasta que el software marque el paso HECHO (aprox. 1-2 minutos).
    3. Desbloquea la cuna y retira la placa E solo cuando estés listo para proceder con la siembra de celdas.

2. Ronda 1: Siembra de células tumorales (Día 1)

  1. Siembra de células tumorales
    1. Prepara una suspensión de células tumorales en 50 μL de medio adecuado por pozo.
    2. Retira la placa E de la incubadora y siembra las células en triplicados.
  2. Medición inicial
    1. Devuelve inmediatamente la placa E a la máquina y cierra la cuna.
    2. Espera entre 5 y 10 minutos antes de la primera medición para equilibrar la temperatura y el pH de la placa E, luego haz clic en el botón PLAY/RUN para comenzar la medición (Paso 2 del calendario = Células Tumorales).
    3. Incuba la placa E durante la noche para permitir la adherencia celular. Monitoriza el índice celular (IC) no normalizado. Cuando el IC entra en la fase de crecimiento logarítmico, se pasa al siguiente paso. Esta fase depende de la línea celular utilizada y puede verse influenciada por el número de células sembradas. Las células BxPC3 (ATCC CRL-1687) se sembraron a 20.000 células por pozo, con un crecimiento en fase logarítmica alcanzado típicamente tras 6-18 horas.

3. Ronda 1: Tratamiento de células T CAR (Día 2)

  1. Preparación y siembra de células T
    1. Preparar el número requerido de células T CAR en 100 μL/pozo en un medio de células T humanas sin citocinas de expansión (por ejemplo, IL-2, IL-7, IL-15, etc.).
      NOTA: La eficiencia de transducción de CAR se mide una vez al inicio del experimento. La relación efector-objetivo (E:T) deseada se establece según el número de células T CAR⁺ en relación con las células tumorales inicialmente placadas. Por ejemplo, para una proporción E:T 1:1 con un 50 % de células T CAR⁺ y 20.000 células tumorales BxPC3, se deben placar 40.000 células T en total. Por tanto, la relación E:T se refiere a la condición inicial al inicio del ensayo de asesinato en serie; a menos que se realicen mediciones adicionales, los cambios en E:T durante rondas posteriores permanecen desconocidos. Los cambios en la proliferación o supervivencia de las células T a lo largo del tiempo, y por tanto en la relación E:T, se consideran parte de la lectura de asesinatos en serie. Si las células T se reparten entre rondas, el E:T se recalcula proporcionalmente (por ejemplo, una división 1:1 tras la ronda 3 reduce un E:T inicial 2:1 a 1:1 para la ronda 4). Si la dinámica E:T entre rondas es de interés, se pueden cubrir pozos adicionales opcionales para mediciones intermedias del porcentaje CAR o de la función efectora. Eliminar las perlas de estimulación anti-CD3/CD28 de células T mediante separación magnética puede ayudar a reducir la muerte inespecífica. También se recomienda utilizar células T en la fase de crecimiento logarítmico (normalmente entre 5 y 20 días tras la estimulación) y expandir las células con citocinas al menos dos días antes del ensayo, en lugar de el día anterior.
    2. Ajustar la eficiencia de la transducción de CAR entre grupos experimentales al porcentaje común más bajo mezclando con células T no transducidas, basándose en el análisis de eficiencia de transducción.
      NOTA: Si todos los grupos tienen la misma eficiencia de transducción, no es necesario ajustar. Si los porcentajes de CAR⁺ difieren, se calcula el número de células T a placar de modo que cada grupo empiece con el mismo número efectivo de celdas CAR⁺ y células CAR- . Esto se hace multiplicando el número de células CAR⁺ deseado (basado en la proporción E:T y la siembra tumoral) por 100 y dividiendo por el porcentaje de CAR⁺ medido para cada grupo, añadiendo luego células T no transducidas si es necesario para igualar el número total de células T. Por ejemplo, si un grupo tiene un 50% de células T CAR⁺, se están plateadas 40.000 células T (20.000 CAR⁺ + 20.000 CAR-), mientras que un grupo con un 60% de células T CAR⁺ placaría 33.333 células T para proporcionar 20.000 células CAR⁺, sumando 6.667 células T no transducidas para igualar el número total de células T del primer grupo (total 40.000).
    3. Opcionalmente, si se va a investigar el tratamiento con citocinas o compuestos, añadir 20 μL de una solución compuesta por medio de células T humanas y la citocina o compuesto deseado a 11 veces la concentración final prevista. Este volumen se añade a los 200 μL estándar ya presentes en cada pozo (50 μL para el blanking, 50 μL para la siembra de células tumorales y hasta 100 μL para la adición de células T). Según el fabricante, la E-Plate 96 soporta un volumen máximo de 243 μL ± 5 μL por pozo, lo que hace que un volumen total de 220 μL sea aceptable para tratamientos opcionales.
  2. Siembra y medición de células T
    1. Retira la placa E desbloqueando la cuna solo cuando esté listo para añadir células T.
    2. La semilla preparó células T directamente sobre las células tumorales.
    3. Bloquea la cuna dentro del dispositivo de medición y aborta el Paso 2 en el software RTCA.
      NOTA: Si el paso 2 no se aborta, el sistema continuará midiendo el paso anterior y solo se detendrá cuando ese paso se complete, lo que resulta en la pérdida de puntos de datos.
    4. Espera a que el Paso 2 esté marcado como HECHO.
    5. Haz clic en el botón PLAY/RUN para iniciar el paso 3 (Tratamiento) y confirma la indicación haciendo clic en OK.
      NOTA: Permitir un periodo de equilibrio de 15-30 minutos tras la manipulación (por ejemplo, después de sembrar o transferir las células) antes de comenzar el siguiente paso de medición (antes del paso 3.2.5) ayuda a minimizar la deflexión inicial causada por fluctuaciones de temperatura o pH en las curvas de crecimiento.

4. Ronda 2: Siembra de células tumorales (Día 3)

  1. Prepara una nueva placa E xCELLigence de 96 pozos como se describe en los pasos 1.1 y 1.4.
  2. Semillas de células tumorales frescas como se describe en el paso 2.
  3. Incuba la placa E durante la noche para permitir la adherencia celular.

5. Ronda 2: Transferencia de células T CAR a la segunda placa E (Día 4)

  1. Transfiere el contenido de cada pozo a un pozo correspondiente de una placa de 96 pozos en U y fondo utilizando una pipeta multicanal. Ten cuidado de no tocar los electrodos en la parte inferior de la placa E.
  2. Centrifugar a temperatura ambiente, 400 × g durante 5 minutos.
  3. Aspira cuidadosamente el sobrenadante y retíralo para el ensayo inmunoenzimático (ELISA) si es necesario.
  4. Resuspende el pellet celular en 100 μL de medio fresco sin citocinas de expansión.
    NOTA (opcional): Las células T ahora pueden dividirse (por ejemplo, 50 μL = 1:2) y usarse para análisis posteriores, como la citometría de flujo. La división de células T ajusta su proliferación durante el ensayo de muerte xCELLigence. Ayuda a reducir el número de ciclos necesarios hasta que el cansancio se haga evidente. Se recomienda probar las proporciones de división entre 2 y 4.
  5. Añadir 100 μL/células T de pozo a la placa E de la segunda ronda tumoral (50 μL si se divide 1:2), asegurando que el medio y, si procede, la citocina/compuesto estén completamente repuestos.

   

6. Continuación del ensayo de asesinato en serie (Días 5 - 10 y siguientes)

  1. Repite los pasos 4 y 5 para rondas adicionales de asesinato según sea necesario, con intervalos de 48 horas.
  2. Monitorizar la actividad de emisión y la persistencia de las células T en cada etapa utilizando lecturas de xCELLigence y ensayos suplementarios como ELISA o citometría de flujo.

7. Recogida de datos y manejo de placas electrónicas

  1. Tras la duración deseada de la medición, pulsa STOP en el software.
  2. Exportar datos normalizados hasta el punto temporal de adición de celda efectora y no promediados para permitir un gráfico preciso de media ± SEM en el software de análisis (R, GraphPad Prism, etc.). Exporta el conjunto de datos promedio si lo deseas.
  3. Desbloquea y quita la placa E. Libera el experimento en el software.
  4. Limpia o almacena la placa E en la incubadora para análisis adicionales (por ejemplo, sobrenadante para ELISA o extracción celular para citometría de flujo).

8. Opcional: lavado de platos electrónicos para reutilización

NOTA: Este paso opcional permite reutilizar placas E xCELLigence para reducir los costes experimentales. La reutilización solo se recomienda si las propiedades eléctricas de la placa E permanecen estables durante los experimentos y hasta que los pozos individuales se encuentren dentro del rango base aceptable. Sigue todos los procedimientos de seguridad, especialmente al manipular hidróxido de sodio (NaOH). Inspecciona visualmente las placas E tras lavarlas para detectar posibles fallos en los electrodos.

  1. Desecha todo el contenido de la placa E sin tocar la parte inferior de la placa E.
  2. Lava cada pozo tres veces con agua desionizada de 200 μL.
  3. Añade 200 μL de 0,1 M NaOH a cada pozo.
    PRECAUCIÓN: NaOH es corrosivo. Asegúrate de que se sigan las normas de seguridad locales. Lleva guantes, abrigo y gafas de seguridad. Maneja 1 M NaOH en un armario de seguridad. Tira los residuos de NaOH en el fregadero con el agua corriendo para asegurar la dilución adecuada. Nunca mezcles ácidos y bases concentrados. No añadas agua al ácido; Solo ácido en agua.
  4. Incuba la placa E a temperatura ambiente durante 5 minutos.
  5. Lava cada pozo al menos tres veces con agua desionizada, asegurando que se elimine todo residuo de NaOH.
  6. Seca la placa E golpeándola suavemente sobre un pañuelo, seguida de secar al aire.
  7. Esteriliza la placa E bajo luz UV dentro de un armario de bioseguridad durante al menos 1 hora o un dispositivo de irradiación UV.
    NOTA: Coloca la placa E de modo que los pozos miren directamente hacia arriba. La luz UV no penetra en los fondos plásticos de los pozos.

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Resultados

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La ejecución exitosa del protocolo produce lecturas reproducibles basadas en impedancias que reflejan la viabilidad de las células tumorales y la citotoxicidad de las células CAR T a lo largo del tiempo. El crecimiento celular y la citotoxicidad se evaluaron utilizando el sistema RTCA comercial. Los datos se expresaron como índice celular normalizado (NCI), calculado dividiendo el IC en cada momento por el IC en un tiempo de normalización seleccionado. El tiempo de normalización se establece inmediatamente antes de la ad...

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Discusión

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Este protocolo describe un método para evaluar la citotoxicidad mediada por células CAR T durante múltiples rondas de exposición a antígenos utilizando la plataforma xCELLigence RTCA. Al permitir la medición longitudinal de la viabilidad de las células tumorales mediante impedancia, este enfoque captura respuestas citotóxicas repetitivas —conocidas como asesinato en serie— en un formato continuo y sin marcas. El protocolo está diseñado para monitorizar cómo cambia la función efectora de ...

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Divulgaciones

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SK ha recibido honorarios de Plectonic, TCR2 Inc., Miltenyi, Galápagos, Cymab, Novartis, Regeneron, BMS y GSK. SK es inventor de varias patentes en el campo de la inmunooncología. SK recibió tasas de licencia de TCR2 Inc y Carina Biotech. SK recibió apoyo de investigación de TCR2 Inc., Tabby Therapeutics, Catalym GmbH, Plectonic GmbH y Arcus Bioscience para trabajos no relacionados con el manuscrito. Todos los demás autores declaran no tener intereses en competencia.

Agradecimientos

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TT, SM y NTTN recibieron subvenciones de la Fundación Else-Kröner Fresenius (IOLIN). NTTN recibió subvenciones adicionales de Friedrich-Baur-Stiftung y German Cancer Aid (AvantCAR.de). El MPT cuenta con el apoyo de la Fundación Monika Kutzner y el Consejo Europeo de Investigación (MSCA Fellowship 101106951). SK cuenta con el apoyo del programa doctoral internacional 'i-Target: inmunotargeting del cáncer' (financiado por la Red Élite de Baviera), el Centro de Investigación del Cáncer de Baviera (BZKF) (TANGO to S.K.), la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, número de subvención: KO5055-2-1 y KO5055/3-1), la Melanoma Research Alliance (subvención número 409510), la Red de Formación Marie Sklodowska-Curie para la Optimización de la Terapia de Células T adoptivas contra el cáncer (financiada por el programa Horizon 2020 de la Unión Europea; subvención 955575). Red de Formación Marie Sklodowska-Curie para el seguimiento y control de células inmunitarias terapéuticas en cáncer (financiada por el Programa Horizon de la UE, beca 101168810), Else Kröner-Fresenius-Stiftung (IOLIN), German Cancer Aid (AvantCAR.de), Wilhelm-Sander-Stiftung, Ernst Jung Stiftung, Estrategia Institucional LMUexcellent de LMU Múnich (en el marco de la Iniciativa Alemana de Excelencia), la Go-Bio-Initiative, el m4-Award del Ministerio de Economía de Baviera, Bundesministerium für Bildung und Forschung, el Programa EUROSTAR, el Consejo Europeo de Investigación (Starting Grant 756017, PoC Grant 101100460 y CoG 101124203), por la SFB-TRR 338/1 2021-452881907, la Fundación Fritz-Bender, la Fundación Deutsche José Carreras Leukämie Stiftung, la Fundación Héctor, la Fundación Bávara para la Investigación (BAYCELLATOR), la Fundación Monika-Kutzner, la Fundación Bruno y Helene Jöster (360° CAR), la Fundación Dr. Rurainski y la Fundación Brigitte y Dr. Konstanze Wegener

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
BxPC3ATCCCRL-1687
E-Plate 96Agilent 300600910
RTCA software Pro (Básico) Agilent N/AVersión 2.6.1
xCELLigence RTCA MP - (Placas múltiples)Agilent N/A

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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