Artículo de método

Una plataforma novedosa para el estiramiento e imagen celular in vitro

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DOI:

10.3791/69779

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10 de marzo de 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Bioengineering, Northeastern University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí presentamos un dispositivo novedoso que aplica formas de onda de deformación isotrópicas y uniaxiales a las células, al tiempo que apoya el cultivo en sustratos con rigidez sintonizable y matrices proteicas personalizables. Esta plataforma sencilla y económica permite a los investigadores investigar cómo las señales mecánicas regulan la función celular tanto en estudios fundamentales como en contextos relevantes para enfermedades.

Resumen

Las células responden a señales mecánicas de su entorno, como cambios en la rigidez de la matriz extracelular (MEC) y la tensión cíclica, que regulan procesos celulares como la determinación del destino celular, la comunicación intercelular y el desarrollo. Las alteraciones en estas fuerzas contribuyen o impulsan la progresión de la enfermedad en condiciones como el asma, la hipertensión y el cáncer. Aunque los dispositivos de estiramiento in vitro existentes pueden imponer deformaciones uniaxiales o isotrópicas, a menudo utilizan rigidez no fisiológica, limitan la imagen en vivo o no pueden alcanzar amplitudes de deformación elevadas relevantes para condiciones fisiológicas y patológicas. Aquí presentamos un dispositivo compacto compatible con microscopio que aplica deformación isotrópica o uniaxial controlada a células adherentes en placas de cultivo elastoméricas. Estos platos cuentan con un módulo de Young ajustable y son compatibles con una variedad de recubrimientos proteicos matriciales para la adhesión celular, permitiendo una modulación independiente de la rigidez del sustrato y la composición de la ECM. Es importante destacar que la facilidad de funcionamiento del dispositivo se facilita gracias a su diseño accionado por un motor paso a paso, que permite la generación de formas de onda cíclicas programables. Demostramos la capacidad del dispositivo cuantificando la dinámica intracelular del calcio y las fuerzas de tracción celular en las células musculares lisas de las vías respiratorias primarias humanas bajo estiramiento mecánico. Esta plataforma proporciona una herramienta versátil para investigar el efecto de las señales mecánicas sobre la función celular tanto en contextos saludables como relacionados con enfermedades.

Introducción

Las células experimentan fuerzas mecánicas de su entorno que juegan un papel fundamental en la regulación de muchos aspectos de la función celular, incluyendo la determinación del destino celular 1,2, la comunicación intercelular 3,4 y el crecimiento saludable 2,5. Además, los cambios en estas fuerzas mecánicas pueden conducir a un aumento de la progresión de la enfermedad y su inicio, incluyendo la remodelación de la matriz extracelular(ECM) 6 y el crecimientotumoral 7,8,9,10. Las células pueden detectar y responder a estas señales mecánicas, que incluyen cambios en la rigidez de laECM 4, así como la tensión cíclica en órganos como el corazón, los pulmones y losmúsculos 11,12. Los estudios in vitro han demostrado que la rigidez y composición de la ECM pueden influir en la rigidez del citoesqueleto celular, tanto en reposo como tras la exposición a agonistascontráctiles 13. Numerosos estudios in vitro e in situ han examinado cómo las cepas transitorias, estáticas y cíclicas afectan a las células y tejidos, mostrando que las respuestas varían según el tipo, la velocidad y la amplitud de lacepa 14. Por ejemplo, estudios recientes han encontrado que un estiramiento temporal reduce la rigidez de las células adherentes en proporción a la deformación aplicada, en la que un aumento sostenido de la deformación resulta en un incremento inicial rápido de la rigidez, seguido de una relajación gradual15. Además, la señalización de calcio, el principal regulador molecular de la generación de fuerzas, se ve afectada por la estiración y otras fuerzasmecánicas 4,16,17,18,19,20. Estudiar cómo la rigidez y la tensión influyen en las vías mecanobiológicas requiere modular ambos factores mientras se monitorizan las respuestas celulares. Por ello, desarrollamos un novedoso estirador celular compatible con microscopio capaz de inducir estiramiento isotrópico o uniaxial, con control independiente sobre la rigidez del sustrato, el recubrimiento de proteínas matricial y una variedad de formas de onda programables.

En el pasado, los investigadores han creado dispositivos similares para imponer movimientos específicos y estiramientos mecánicos sobre cultivos celulares y tejidos21,22. El caso más simple, el movimiento uniaxial, es un estiramiento mecánico impuesto a una sola dimensión. Por ejemplo, se han desarrollado algunos dispositivos para imponer estiramiento y tensión mecánica sobre las tirastisulares 23 y las fibras de colágeno24, o para alinear la orientación celular e inducir la migracióncelular 25. El estiramiento isotrópico se refiere a un tipo de estiramiento en el que se aplica una fuerza igual a un gel o sustrato desde todas las direcciones, resultando en una tensión uniforme a lo largo del material. Este estiramiento simula la distribución uniforme de fuerzas que las células experimentan en ciertos entornos fisiológicos, como dentro de los alvéolos de los pulmones, donde las células están sometidas a expansión y contracción radial durante el procesorespiratorio 26,27.

Los dispositivos de bastidor existentes tienen varias limitaciones que limitan su uso en investigaciones relacionadas con la mecanobiología. Muchos diseños utilizan valores de rigidez del sustrato que superan el rango fisiológico típico para soportar la tensión mecánica y soportar el peso del medio de cultivocelular 28. Sin embargo, el uso de esta rigidez no fisiológica también puede afectar al comportamiento celular, limitando potencialmente la relevancia del modelo a ambientes tisularesnaturales 29. Además, algunos diseños de camillas obstruyen el objetivo o el camino de la luz, impidiendo la obtención de imágenes, mientras que otros utilizan membranas demasiado gruesas para una observaciónclara 28. Incluso cuando los estiradores son compatibles con microscopios y usan sustratos finos, problemas como el hundimiento de la membrana y la pérdida de enfoque son comunes. Plataformas comerciales como Flexcell utilizan deformación basada en vacío para estirar membranas flexibles. Aunque este enfoque puede generar campos de deformación estables y homogéneos, no está optimizado para microscopía de células vivas, y las configuraciones compatibles con microscopio requieren accesorios adicionales costosos. Además, estas plataformas pueden alcanzar una tensión máxima de solo el 21,8%, mientras que las líneas profundas pueden producir cepas superiores al 30%, observándose cepas aún más altas en enfermedades como el asma y laEPOC 31.

Por ello, diseñamos un novedoso dispositivo de estiramiento de celdas que permite un control preciso del material sobre la rigidez del sustrato y la composición de la ECM, al tiempo que permite aplicar deformaciones isotrópicas y uniaxiales variables a las células adherentes. Esta plataforma es muy adecuada para investigadores que investigan cuestiones mecanobiológicas que requieren imágenes en vivo durante la estimulación mecánica con sustratos con rigidez fisiológicamente relevante. El dispositivo utiliza un enfoque mecánico inspirado en la geometría de una esfera de Hoberman bidimensional, que se expande y contrae mediante juntas en forma de tijera (Figura 1, Figura suplementaria 1). Un único motor paso a paso acciona 16 brazos dispuestos radialmente a través de un mecanismo de enlace, produciendo expansión y contracción coordinadas de ocho postes de sujeción. Esta configuración genera una deformación homogénea en plano aplicando un desplazamiento radial igual a todos los postes simultáneamente. El diseño único y la huella compacta del dispositivo facilitan la obtención de imágenes de células vivas con un microscopio de fluorescencia invertida durante estiramientos isotrópicos y uniaxiales en plano, a una fracción del coste de las alternativas comerciales. El motor paso a paso lineal se controla con un código Arduino personalizado, que permite formas de onda cíclicas programables con periodos y amplitudes ajustables. En este estudio, demostramos que el dispositivo entrega cepas precisas y reproducibles que van desde menos del 1% hasta el 15%, con una capacidad geométrica superior al 200%. Además, cuantificamos los efectos del estiramiento mecánico sobre la dinámica intracelular del calcio y las fuerzas de tracción celular de las células musculares lisas primarias de las vías respiratorias humanas.

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Protocolo

Las células musculares lisas primarias de las vías respiratorias humanas (ASMC) utilizadas en este estudio se obtuvieron del ATCC (Virginia), y la información de los donantes fue desidentificada conforme a las directrices del NIH. Este estudio fue aprobado por el Comité de Bioseguridad de la Universidad Northeastern antes de la experimentación.

NOTA: Para instrucciones sobre la fabricación del dispositivo así como las dimensiones del dispositivo, consulte el archivo CAD disponible en nuestro repositorio de GitHub: https://github.com/Breathe-Lab/A-Novel-Platform-for-In-Vitro-Cellular-Stretching-and-Imaging.

1. Diseño de molde impreso en 3D

  1. Dimensiones del molde isotrópico
    1. El diámetro exterior del molde es de 37 mm.
    2. La altura exterior del molde es de 4,1 mm.
    3. El grosor de la pared exterior es de 2,1 mm.
    4. El grosor de la base del molde es de 2 mm.
    5. Los orificios de fijación están situados a 2 mm del borde.
    6. El área interna del pozo de cultivo celular tiene un diámetro de 20 mm y una profundidad de 1,9 mm.
      NOTA: El molde PDMS terminado debe tener un espesor de área de cultivo celular de 200 μm.
  2. Dimensiones del molde uniaxial
    1. Las dimensiones exteriores del molde son 41 mm x 12 mm x 4 mm (L x Anor x E).
    2. Los orificios de fijación están a 3 mm del borde ancho y a 4 mm del borde longitudinal, con una profundidad de poste de 1 mm.
    3. El grosor de la pared exterior es de 1,5 mm en el borde ancho y 2 mm en el borde longitudinal.
    4. Las dimensiones del pozo interior de cultivo celular son 26 mm x 5,5 mm x 1 mm (L x Anla x E).
    5. El grosor de la base es de 2 mm.
      NOTA: Los moldes fueron diseñados en SolidWorks, impresos en 3D usando un sistema de resina gris líquida de FormLabs y fabricados en el makerspace de la Universidad Northeastern.
  3. Solo instrucciones para el uso inicial del molde
    1. Lija los bordes ásperos de la impresión del molde.
    2. Recubre el molde negativo con esmalte transparente para facilitar la posterior eliminación del moho PDMS tras el curado. Deja que el moho se seque al aire durante 24 horas.

2. Fabricación de geles elásticos ópticamente transparentes con rigidez del sustrato ajustable para cultivo celular

NOTA: Usa el EPI adecuado (guantes, bata de laboratorio, protección ocular) al manipular PDMS y NuSil.

  1. Añade la base y el agente curador de Sylgard 184 en una proporción 10:1 en peso en una placa de plástico.
  2. Mezcla vigorosamente con un depresor de lengua (o herramienta similar) durante 2-3 minutos.
  3. Desgasifica la mezcla durante 1 h.
  4. Vierte la mezcla PDMS en el molde negativo personalizado (Figuras 2A,B).
    1. Añade 1,3 g al molde isotrópico.
    2. Añade 0,5 g para el molde uniaxial.
      NOTA: Procura repartir el gel de forma uniforme por el molde.
  5. Desgasifica el molde durante 1 hora.
  6. Deja que el gel del molde se asiente sobre una superficie plana a temperatura ambiente durante 2 horas.
  7. Curar a 60 °C durante la noche.
  8. Mezcla las partes A y B del NuSil Gel-8100 en proporciones iguales (1:1) durante 15 minutos.
    1. Mezclar con reticulador Sylgard 184 al 0,36% del volumen total para obtener un sustrato con una rigidez de 13 kPa 32.
    2. No añadir reticulador para producir un sustrato con rigidez de 0,3 kPa.
  9. Desgasifica la mezcla durante 30 minutos.
  10. Retira cuidadosamente el gel PDMS del molde personalizado. Coloca el gel sobre una cubierta de 40 mm.
    NOTA: Ten cuidado de no romper los geles, ya que son frágiles.
  11. Vierte la mezcla de NuSil sobre la zona negativa del gel PDMS.
    1. Gel isotrópico: 100 μL.
    2. Gel uniaxial: 50 μL.
  12. Recubre los respectivos geles PDMS con la mezcla NuSil utilizando un recubridor de spin durante 50 s a 7 x g para lograr un espesor uniforme del sustrato de 100 μm.
  13. Deja que el gel se asiente sobre una superficie plana y nivelada a temperatura ambiente durante 2 horas antes de curarse a 60 °C durante la noche.
    NOTA: Por favor, procure que todos los pasos de curado se realicen en una superficie nivelada. Un gel desigual no permitirá que toda la región de interés permanezca en el plano de imagen del microscopio. Si la imagen revela variaciones de enfoque a lo largo del campo visual, el gel puede haberse curado en una superficie no nivelada y debería ser rehecho.
  14. Almacenar los platos de cultivo celular terminados en placas de Petri cubiertas hasta su uso (Figura 2D-E).

3. Recubrimiento de proteínas matricial

  1. Añadir 500 μL de poli-L-lisina (PLL, 500 μg/mL) a cada sustrato.
  2. Incuba a temperatura ambiente durante 1 hora.
  3. Lava los sustratos 3 × con 1 mL de PBS, seguido de 3 × con 1 mL de tampón HEPES de 10 mM (pH 8,0).
  4. Añade 500 μL de mPEG-SVA (50 mg/mL) a cada sustrato.
  5. Incuba a temperatura ambiente durante 1 hora.
  6. Lava los sustratos 3 × con 1 mL de PBS.
  7. Sustituye PBS por 500 μL de PLPP (14,5 mg/mL).
  8. Utilizando el sistema de micropatrones PRIMO con el software Leonardo, proyecta el patrón predefinido sobre la superficie del sustrato con luz UV durante 30 segundos.
  9. Lava los sustratos 3 × con 1 mL de PBS y déjalos bajo UV durante 15 minutos para la esterilización.
  10. Añade 500 μL de gelatina conjugada con fluoresceína al 0,1% a cada sustrato.
  11. Incuba a temperatura ambiente durante 1 hora.
  12. Lava 3 × con 1 mL de PBS.
    NOTA: Para visualizar patrones, incuba con gelatina conjugada con fluoresceína al 0,1% durante 1 hora a temperatura ambiente.
  13. Procede con la imagen.

4. Cultivo celular de músculo liso en vías respiratorias humanas en platos elásticos

NOTA: Realizar todos los procedimientos de cultivo celular en una campana de bioseguridad utilizando la técnica aséptica estándar.

  1. Obtener células musculares lisas primarias de las vías respiratorias humanas (ASMC) del ATCC (Virginia) y asegurarse de que la información de los donantes se desidentifique conforme a las directrices del NIH. Confirmar la aprobación del Comité de Bioseguridad Institucional antes de la experimentación.
  2. Utiliza células de tres donantes humanos sanos de diferentes sexos y edades, sin antecedentes de asma o enfermedad. Ejemplo: una mujer (18 años) y dos hombres (34 y 59 años).
  3. Cultiva células bajo condiciones estándar (37 °C, 5% CO ₂) y utiliza células hasta el paso 6 para todos los experimentos.
  4. Cultiva las células en el siguiente medio de crecimiento completo:
    1. DMEM/F12 (500 mL)
    2. Suero fetal bovino al 10% (FBS) (50 mL)
    3. 1× penicilina/estreptomicina (5 mL)
    4. 1× aminoácidos no esenciales de MEM (5 mL)
    5. Anfotericina B (0,5 mL)
  5. Cambia las células a un medio sin suero al menos 24 horas antes de las mediciones. Prepara un medio sin sérum con:
    1. Ham 's F-12 medium (500 mL)
    2. 1 × penicilina/estreptomicina (5 mL)
    3. Anfotericina B (50 μg/L)
    4. 1× aminoácidos no esenciales de MEM (5 mL)
  6. Esteriliza con UV platos de cultivo celular elásticos durante 15 minutos.
  7. Incubar platos esterilizados con gelatina al 0,1% durante 1 hora a temperatura ambiente antes de la siembra (Figura 2F).
    1. Para sustratos con patrones:
      1. Las células semilla en cultivo celular elástico forman pozos a una densidad de 10,4 células/cm2.
      2. Incubar en un medio sérico al 10% durante 10 minutos para favorecer la adhesión a las zonas con patrones.
      3. Lava los pozos con PBS para eliminar las células que no están unidas.
      4. Llena los pozos con medio sérico al 10% e incuba durante 24 horas.
      5. Sustituye por un medio sin suero y incuba durante 24 horas antes de las mediciones.
    2. Para sustratos sin patrones:
      1. Células semilla a la densidad deseada: 102 celdas/cm 2 para celdas aisladas. 10celdas de 3 porcm, 2 para celdas dispersas. 104celdas/cm 2 para celdas confluentes.
      2. Incubar en un medio sérico al 10% durante 24 horas.
      3. Sustituye por un medio sin suero y incuba durante 24 horas antes de las mediciones.

5. Imagen y análisis de calcio fluorescente

  1. ASMC de vías respiratorias sin suero durante 24 horas.
  2. Prepara el tinte FLIPR Ca2+6 según las instrucciones del fabricante.
  3. Mezcla el tinte FLIPR Ca2+6 con un medio sin sérum en una proporción 1:1.
  4. Incubar las células con la solución FLIPR Ca ² ⁺ 6 a 37 °C y 5% de CO ₂ durante 2 horas.

6. Montaje de imágenes

  1. Utiliza un microscopio invertido Leica DMi8 equipado con:
    1. Cámara Leica DFC6000
    2. Motor ligero Leica LED8
    3. Objetivo en seco 5×/0,12
  2. Ajusta la excitación a 480/40 nm y la emisión a 527/50 nm.
  3. Adquirir imágenes de 16 bits a una tasa de 2 Hz durante experimentos de estiramiento.

7. Análisis de datos

  1. Importar secuencias de imágenes a Fiji (ImageJ) 33.
  2. Define manualmente las regiones de interés (ROI) en el citoplasma de cada célula.
  3. Extrae los valores medios de intensidad en escala de grises para cada ROI a lo largo del tiempo.
  4. Procesa los datos de intensidad de fluorescencia usando un script personalizado de MATLAB.
    NOTA: La intensidad de fluorescencia es proporcional a la citosólica [Ca2+].

8. Mediciones y análisis de la fuerza de tracción

NOTA: Todos los códigos, incluidos los de análisis de imágenes, microscopía de fuerza de tracción y control motor, están disponibles en nuestro repositorio de GitHub: https://github.com/Breathe-Lab/A-Novel-Platform-for-In-Vitro-Cellular-Stretching-and-Imaging

  1. Recubre los sustratos de gel PDMS-NuSil con una capa de perlas fluorescentes para servir como marcadores fiduciales para la microscopía de fuerza de tracción.
  2. Preparar una solución al 0,025% de microesferas modificadas con carboxilato fluorescente rojo de 1 μm de diámetro en HBSS diluyéndolas a una proporción de 1:4000.
  3. Vierte la solución de la cuenta durante 10 s.
  4. Añade la solución de la cuenta al gel.
    1. 880 μL a gel isotrópico.
    2. 420 μL a gel uniaxial.
  5. Incuba a temperatura ambiente durante 1 h para permitir que las perlas se adhieran.
  6. Después de 1 hora, retira cuidadosamente la solución.
    NOTA: Vierte suavemente la solución de la perla sobre geles blandos. Una retirada incorrecta impide la distribución adecuada de las cuentas.
  7. Seca suavemente cualquier solución residual con un bastoncillo o un Kimwipe.
  8. Fotografía las cuentas con un microscopio Leica DMi8 equipado con un objetivo seco 10x/0,32.
  9. Captura imágenes en la condición previa al estiramiento y de forma continua durante todo el protocolo de estiramiento.
    NOTA: Realizar todas las imágenes en el centro del sustrato, donde la uniformidad de la deformación es mayor. Si es necesario, reenfoca el microscopio en la posición estirada antes de capturar imágenes.
  10. Analizar las imágenes utilizando un código MATLAB personalizado basado en la microscopía de fuerza de tracción de Fourier para calcular los vectores de desplazamiento y los correspondientes campos de deformación planar 34.
  11. Representa los datos como la media de N ensayos.

9. Calibración del dispositivo de estiramiento celular

  1. Añade 500 μL de H₂O al pozo para simular el peso del medio de cultivo celular y mantener el patrón proteico húmedo.
  2. Para el protocolo relativo a la creación de patrones específicos de proteínas, consulte la sección 3 titulada "Recubrimiento de Matriz de Proteínas".
  3. Imagen de patrones fluorescentes cada 400 μm pasos de desplazamiento motor, aumentando hasta un máximo de 2800 μm, y luego volviendo a cero en incrementos inversos de 400 μm.
  4. Caracterizar la relación entre el desplazamiento lineal del motor paso a paso y la deformación isotrópica del plato de cultivo celular extensible tanto a escala macroscópica como regional midiendo los cambios en el área y la excentricidad de letras con patrón proteico fluorescente que deletrean "BREATHE" en el sustrato elástico durante el estiramiento. Utiliza una caja delimitadora rectangular que incluya todas las letras para calcular el área y la excentricidad de toda la palabra.
  5. Aplica segmentación de imagen en MATLAB para cuantificar estos parámetros para cada letra individual.
  6. Defina desplazamiento cero por las dimensiones no estiradas del plato de cultivo celular.
  7. Repite cada experimento en dos o tres pozos de cultivo celular extensible preparados de forma independiente para asegurar la reproducibilidad.

10. Presentación de datos y pruebas estadísticas

  1. Para experimentos de calibración de camillas, define ensayos como el número de ciclos.
  2. Mostrar cada ensayo por separado en lugar de combinarlos en una sola curva para demostrar la repetibilidad del sistema.
  3. Indica barras de error como desviación estándar.
  4. Utilizar una ANOVA unidireccional para comprobar diferencias significativas en conjuntos de datos con tres o más grupos influenciados por un factor independiente.
  5. Utiliza ANOVA bidireccional seguida de comparaciones post hoc por pares para comprobar diferencias significativas en conjuntos de datos influenciados por dos factores independientes.
  6. Aplica la prueba t para comparaciones por pares cuando los datos están normalmente distribuidos.
  7. Aplicar la prueba de suma de rangos de Mann-Whitney para comparar valores medianos cuando los datos no están distribuidos normalmente.
  8. Informa de las pruebas específicas utilizadas, el número de muestras y los valores P correspondientes, junto con los resultados.
  9. Utiliza un umbral de valor P de 0,05 para determinar diferencias estadísticamente significativas entre conjuntos de datos.
  10. Realiza pruebas estadísticas en SigmaStat.
  11. Figuras gráficas en GraphPad Prism y MATLAB.

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Resultados

El estirador celular induce cambios macroscópicos en el área que reflejan deformaciones localizadas. Para evaluar el comportamiento isotrópico, medimos los cambios en el área de un patrón de proteína de gelatina fluorescente que forma la palabra "BREATHE" en un pozo de cultivo celular extensible, junto con sus letras individuales, sobre un sustrato isotrópico. Nuestros resultados demostraron que tanto la palabra como las letras individuales presentaban cambios equivalentes en el área (Fi...

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Discusión

En este protocolo, describimos el diseño, desarrollo, validación e implementación de un novedoso estirador celular compatible con microscopios que puede imitar cepas isotrópicas y uniaxiales mientras simultáneamente se fotografían células vivas. Este dispositivo es compacto y puede caber en un escenario de microscopio Leica DMi8, confinando todas las partes móviles a un solo plano para permitir imágenes en vivo mientras mantiene el enfoque en el sustrato y las células subyacentes. Esto s...

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Divulgaciones

Ninguno de los autores tiene intereses en competencia que declarar.

Agradecimientos

Los autores agradecen al Sr. Noah Joseph su ayuda en la fabricación de los moldes. Los autores agradecen a Heitor Mourato y Glenn Thayer del Centro de Instrumentos Científicos de la Universidad de Boston por su ayuda en el mecanizado del dispositivo. Este trabajo fue apoyado por la beca de carrera #2047207 de la National Science Foundation (NSF) otorgada a Harikrishnan Parameswaran. H.P. concibió la investigación. S.E.S. y S.R.P. desarrollaron el diseño general del dispositivo, y S.E.S. y H.P. diseñaron los experimentos isotrópicos. S.E.S realizó los experimentos con moldes isotrópicos, analizó los datos experimentales e interpretó los resultados junto con H.P. V.C. diseñó los moldes uniaxiales, optimizó la preparación del gel y el amoldeado de cuentas. B.M.G llevó a cabo los experimentos con gel uniaxial, analizó los datos experimentales e interpretó los resultados junto con H.P. y V.C. S.E.S. y B.M.G. preparando las figuras. B.M.G, S.E.S, V.C. y H.P. contribuyeron a la redacción y edición del manuscrito. H.P. aprobó la versión final del manuscrito.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
  Dulbecco' s modificado Eagle' s media/F12Fisher Scientific12634010500 mL 
(4-benzoilbenzil) cloruro de trimetilatonio (PLPP)Alvé OleN/A14,5 mg/mL
0,1% gelatina conjugada con fluoresceína  InvitrogenG13187
Solución de gelatina al 0,1%Sigma-AldrichES-006500 mL 
1 & mu; Microsferas rojas fluorescentes modificadas con carboxilato de diámetro mFluoSpheresF8816
1 y veces; Solución de aminoácidos no esenciales de MEMSigma-AldrichM7145100 mL
1 y veces; Penicilina/estreptomicinaFisher Scientific15-140-122100 mL
Suero fetal bovino al 10%Termo-CientíficaA5256701500 mL 
Tubo de 15 mLFisher Scientific14-959-53A
1x glutamina y nbsp;Fisher ScientificMT10010CM
1x suplemento de crecimiento de insulina-transferrina y selenioCiencias de la Vida de Corning25-800-CR
Anfotericina BSigma-AldrichA294225 & mu; g/litro
Rodamientos de bolasMcMaster-Carr N/A
Dihidrato de cloruro de calcioSigma-Aldrich223506
Carril de vagonesMcMaster-Carr N/A
FLIPR Ca2+ 6Dispositivos molecularesR8190
GraphPad PrismDotmaticsN/A
Jamón' s F-12 mediano y nbsp;Sigma-AldrichN8641500 mL 
La solución salina equilibrada de Hanks Termo-Científica14025092500 mL 
HEPES buffer Termo-Científica15630080100 mL
Leonardo SoftwareAlvé OleN/A
MatlabMathworksN/A
metaxi polietilenglicol y línea de guiño; Succinimidil Valerato (mPEG-SVA)Laysan Bio IncN/A50mg/mL
Nusil Gel-8100Nusil N/A
Placas de PetriTermo-Científica26399190 mm 
solución salina tamponada con fosfato  Sigma-Aldrich10010023500 mL 
poli-L-lisina (PLL)Sigma-AldrichP8920500μ g/mL
Células musculares lisas de las vías respiratorias primarias humanas y nbsp;ATCCPCS-130-011
módulo óptico PRIMO  Alvé OleN/A
TornillosMcMaster-Carr N/A
SigmaStatSystat SoftwareN/A
Encoazador de hiloLaurellModelo WS-650MZ-23NPPB
Componentes de fijación para estirador y escenarios Instalación de Instrumentos Científicos de la Universidad de BostonN/AAcero inoxidable
Kit base de elastómero y agente de curado Sylgard 184DowH047J8Q026
Matraz de cultivo de tejidos T-25 - Tapa de ventilación, estérilCellTreat229331
Depresor de lengua y nbsp;Termo-Científica22-363-154

Referencias

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