Artículo de método

Un modelo de aterosclerosis en ratones inducido tanto por ligadura carótida parcial como por sobreexpresión de PCSK9

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DOI:

10.3791/69862

27 de febrero de 2026

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En este artículo

Resumen

Un modelo murino reproducible induce la aterosclerosis carotídea combinando el virus adenoasociado PCSK9 (PCSK9-AAV) - hipercolesterolemia mediada por una dieta alta en grasas y la ligadura carótida izquierda parcial (PCL), recapitulando la fisiopatología humana. Esto permite la inducción rápida de lesiones ateroscleróticas carotídeas similares a las humanas en ratones de tipo salvaje sin edición genómica, proporcionando una herramienta estandarizada para facilitar la investigación sobre la aterosclerosis carotídea.

Resumen

La falta de modelos rápidos y reproducibles específicos de aterosclerosis para carótidos en ratones salvajes limita los estudios traslacionales de biología y terapias de placas. Este protocolo describe un método no editado genómicamente y eficiente en tiempo para inducir la aterosclerosis carótida reproducible en ratones C57BL/6 combinando la sobreexpresión de PCSK9 mediada por el virus adenoasociado (AAV), una dieta aterogénica rica en grasas y ligadura parcial de la carótida izquierda (PCL). El objetivo es proporcionar un flujo de trabajo estandarizado que reproduzca características fisiopatológicas clave de la enfermedad carótida humana—hiperlipidemia—más flujo alterado—sin requerir animales genéticamente modificados. Los métodos incluyen la dosificación y administración de PCSK9-AAV, preparación perioperatoria, ligadura quirúrgica paso a paso de la carótida izquierda, cuidados postoperatorios, régimen dietético, recogida de tejidos y evaluación histológica que incluye la tinción con aceite rojo O y Verhoeff-Van Gieson. Los resultados indican niveles elevados de colesterol circulante y lipoproteínas de baja densidad en comparación con los valores de referencia. Se desarrollan placas ateroscleróticas pronunciadas en la arteria carótida ligada izquierda, con una acumulación de lípidos significativamente aumentada y un engrosamiento significativo de la arteria íntima media en relación con la arteria de control derecha no ligada. Este protocolo estandarizado mejora la reproducibilidad y accesibilidad para los investigadores que estudian la formación, progresión y estrategias de intervención de la placa carótida, y facilita comparaciones entre laboratorios de terapias experimentales.

Introducción

Las enfermedades cardiovasculares (ECV) siguen siendo la principal causa de mortalidad global, siendo la aterosclerosis su base patológicacomún 1. La arteria carótida es un lugar crítico para las lesiones ateroscleróticas; estudiar la aterosclerosis carotídea es esencial para comprender la patogénesis de las ECV y desarrollar estrategiasterapéuticas. Los modelos animales son herramientas indispensables para la investigación in vivo sobre aterosclerosis, aunque los modelos existentes a menudo presentan limitaciones en cuanto a conveniencia y capacidad para recapitular características fisiopatológicas humanas.

En comparación con la aterosclerosis en otros sitios arteriales (por ejemplo, aorta, arteria femoral), la formación de la aterosclerosis carotídea está más fuertemente influenciada por la hemodinámica. La arteria carótida experimenta un alto esfuerzo cortante (10-15 dyn/cm², dynes por centímetro cuadrado), solo superada por la arteria coronaria (6-45 dyn/cm²)3. Particularmente en la bifurcación de las carótidas, se produce un flujo de vórtice, que se caracteriza por una tensión de cizalladura oscilatoria perturbada. Este entorno hemodinámico anormal desencadena una activación proinflamatoria sostenida de las células endoteliales locales, caracterizada por una expresión aumentada de moléculas de adhesión y quimiocinas que facilitan el reclutamiento de monocitos y el inicio de laaterosclerosis 3. Además, las lesiones ateroscleróticas carótidas humanas de alto riesgo suelen mostrar un grado de estenosis superior al 70%, que se define como el porcentaje de reducción del diámetro luminal causado por laplaca 4. Por tanto, los modelos animales capaces de inducir estenosis aterosclerótica grave son importantes.

El modelo de ligadura carótida parcial (LCP) es un modelo de aterosclerosis inducido por alteraciones persistentes del flujo sanguíneo, que tiene la ventaja de un tiempo de modelado corto y lesionesgraves 5. La apolipoproteína E (ApoE) es una proteína clave implicada en el metabolismo y la eliminación de colesterol circulante y lipoproteínas ricas en triglicéridos, desempeñando un papel fundamental en el mantenimiento de la homeostasis lipídica plasmática. Sin embargo, el modelo tradicional PCL usando ratones ApoE-knockout (ApoE⁻/⁻) es difícil y costoso decrear 5. Cuando se requiere un knockout del gen objetivo, es necesario el knockout doble del gen (tanto del gen objetivo como del gen ApoE), lo que complica aún más el proceso de modelado. En cambio, cuando solo se utilizan ratones silvestres tipo C57BL/6 para el LCP, el modelo carece de hipercolesterolemia, un factor de riesgo central para la aterosclerosis humana, y rara vez presenta lesiones ateroscleróticas prominentes ricas enlípidos 6,7. Otros modelos, como ratones ApoE⁻/⁻ o LDLR-knockout (LDLR⁻/⁻) alimentados con una dieta alta en grasas (HFD), se utilizan ampliamente en la investigación de la aterosclerosis para estudiar la aterosclerosis aórtica. No obstante, estos modelos no incorporan el efecto de la alteración del flujo sanguíneo y no pueden formar aterosclerosis grave en un corto periodo de tiempo. Estudios previos han demostrado que, tras 3 meses de alimentación con ICD, los ratones ApoE⁻/⁻ o LDLR⁻/⁻ solo desarrollan placas ateroscleróticas leves en las regiones de las arterias aórtica o braquiocefálica, mientras que no se forman lesiones evidentes en las arteriascarótidas 8,9.

La subtilisina/kexin tipo 9 de proproteína convertasa (PCSK9) es un regulador clave del metabolismo del colesterol de lipoproteínas de baja densidad (LDL-C): promueve la degradación de los receptores de LDL, aumentando así los niveles séricos de LDL-C10. El virus recombinante adenoasociado que expresa PCSK9 (PCSK9-AAV) permite la hipercolesterolemia controlable por dosis en ratones WT sin necesidad de modificacionesgenéticas 11. La combinación de la hipercolesterolemia inducida por PCSK9-AAV, la HFD (que agrava aún más los trastornos del metabolismo lipídico) y el PCL (que induce alteraciones hemodinámicas locales) permite construir un modelo animal que incorpora dos factores clave de riesgo para la aterosclerosis humana: hipercolesterolemia y alteración del flujo.

Basándose en el progreso de investigaciónprevia 12, este protocolo establece un método estandarizado para inducir la aterosclerosis carotídea en ratones C57BL/6. En comparación con los protocolos modelo existentes, ofrece tres ventajas clave: (1) Relevancia fisiopatológica: simultáneamente reproduce la hipercolesterolemia y la alteración del flujo, resultando en lesiones carotídeas que presentan características similares a las aterosclerosis humanas en fase media o avanzada; (2) Reproducibilidad: La parametrización detallada de la dosis de AAV, procedimientos quirúrgicos y control dietético reduce la variabilidad entre laboratorios; (3) Puntualidad: El periodo total de modelado es de 5 semanas, lo que reduce significativamente el tiempo necesario para el establecimiento del modelo.

Este protocolo es adecuado para investigadores que estudian la biología de la pared vascular, evalúan la eficacia de fármacos antiateroscleróticos y exploran la interacción entre la hemodinámica y el metabolismo lipídico en la aterosclerosis. Cabe destacar que este protocolo es un modelo centrado en las carótidas, que no puede replicar completamente todos los aspectos de los factores de riesgo sistémicos humanos para la aterosclerosis, incluyendo, pero no limitándose a, el tabaquismo, la diabetes mellitus, la hipertensión y la obesidad. A continuación se presenta una guía paso a paso para el establecimiento del modelo y la evaluación de lesiones.

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Protocolo

Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Ética Animal del Comité de Ética en Experimentos Animales del Pekín Union Medical College (ACUC-A02-2024-006) y cumplen con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio.

1. Preparación experimental de animales

  1. Compra ratones machos C57BL/6 de edad entre 6 y 8 semanas (peso corporal: 22-25 g).
  2. Ratones domésticos en un entorno específico libre de patógenos (SPF) bajo condiciones estrictamente controladas: temperatura (23 ± 1°C), humedad (50 ± 5 %) y un ciclo de 12 horas luz/oscuridad (iluminación: 07:00-19:00).
  3. Antes del experimento, proporciona a los ratones una dieta estándar de comida (proporción de energía del 10% de grasas) y agua estéril, con acceso libre a comida y agua, durante un periodo de aclimatación de 1 semana.

2. Preparación y administración del PCSK9 - AAV

PRECAUCIÓN: Tratar el AAV como un peligro de bioseguridad y realizar todos los procedimientos bajo el nivel institucional adecuado de bioseguridad (normalmente BSL-2). Lleva guantes dobles, protección ocular y ropa protectora. Evita la generación de aerosoles durante la manipulación. Descontamina los materiales contaminados con AAV con desinfectantes adecuados (por ejemplo, lejía al 10%) y sigue protocolos claramente definidos de responsabilidad y respuesta a incidentes. Todos los residuos contaminados por virus deben ser inactivados mediante inmersión en desinfectantes que contengan cloro.

  1. Compra PCSK9-AAV recombinante (rAAV8-HCRApoE/hAAT-D377Y-mPCSK9).
  2. Verificar el título de AAV mediante PCR cuantitativa en tiempo real dirigida al promotor CMV: el título final fue de 6,10×10¹³ vg/mL (genomas del vector por mililitro). Almacena el AAV a -80°C y evita ciclos repetidos de congelación-deshielo (≤3 ciclos de congelación-descongelación).
  3. Descongela el AAV sobre hielo durante 15-20 minutos, luego invierte suavemente el tubo de la centrífuga 3-5 veces para mezclarlo (evitando el vórtice).
  4. Diluir PCSK9-AAV con solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS) hasta una concentración final de 2×10¹¹ vg/200 μL por ratón.
  5. Administrar mediante inyección en la vena caudal (IV): Fijar el ratón usando un soporte para inyección de cola que visualiza venas y inyectar lentamente 200 μL de AAV diluido usando una jeringuilla de insulina (tasa de inyección: 10 μL/s). El momento de la inyección es 1 semana antes del LCP (Figura 1A).

3. Preparación preoperatoria para la ligadura parcial de la carótida

PRECAUCIÓN: El tribromoetanol es un reactivo controlado con riesgo de sobredosis. Administra estrictamente según el peso corporal, evita inyecciones repetidas y documenta con precisión el tiempo y el volumen de dosificación. Guárdalos en un recipiente cerrado y asegúrate de que la preparación y el uso sean realizados únicamente por personal capacitado. En casos de sospecha de sobredosis, inicia la gestión de emergencias y documenta el incidente.

  1. Anestesiar a los ratones mediante inyección intraperitoneal (i.p.) de tribromoetanol (2,5% Avertin, 0,18 mL/10 g) hasta que se pierda el reflejo de enderezamiento (aproximadamente 2-3 minutos). Luego, pasa el ratón a una almohadilla térmica (37 ± 0,5°C). Comprueba el efecto anestésico pellizcando los dedos de los pies.
    NOTA: La anestesia es fundamental para un éxito en la cirugía. Para minimizar los riesgos anestésicos, se deben evitar múltiples inyecciones anestésicas. Antes de iniciar la cirugía, la dosis anestésica debe determinarse en función de la duración prevista de la cirugía. Además, se recomienda que la duración quirúrgica de cada ratón sea de <30 minutos para mitigar los riesgos asociados a procedimientos prolongados.
  2. Durante la cirugía, comprueba la frecuencia respiratoria del ratón (normal: 40-60 respiraciones/min) y el reflejo plantar pellizcando suavemente la almohadilla de la pata trasera con pinzas cada 5 minutos.
  3. Aplica la crema depilatoria cuidadosamente sobre la piel cervical anterior del ratón. Después de 2-3 minutos, retira el vello cervical anterior con hisopos de algodón y limpia el pelo residual con solución fisiológica normal. Desinfecta la piel expuesta con povidona-yodo al 5% tres veces.
  4. Realiza cirugías en un armario de bioseguridad en una sala aséptica de ratones. Esteriliza el espacio quirúrgico con luz ultravioleta para mantener la asepis tanto como sea posible y autoclave con todos los instrumentos metálicos.
    NOTA: Un ambiente aséptico y una desinfección exhaustiva son esenciales para garantizar la supervivencia postoperatoria y la estabilidad fisiológica del ratón.

4. Ligadura parcial de la carótida - procedimiento quirúrgico

  1. Realizar una incisión en la línea media (aproximadamente 1,0-1,5 cm de longitud) en el cuello del ratón usando tijeras quirúrgicas estériles; separar los tejidos subcutáneos y el músculo esternocleidomastoideo con pinzas romas para exponer la arteria carótida común izquierda (LCCA).
    NOTA: La zona operativa debe humedecer continuamente con solución salina normal calentada para evitar traumatismos adicionales causados por la desecación vascular o tisular.
  2. Separa de forma directa el LCCA del nervio vago (situado junto a la arteria) para evitar dañar el nervio vago (lo que puede causar depresión respiratoria).
  3. Disecciona hacia arriba a lo largo del LCCA para exponer la arteria carótida interna (ACI), la arteria carótida externa (ECA), la arteria occipital (OA) y la arteria tiroidea superior (STA) (Figura 1B).
  4. Utiliza suturas de seda 6-0 estériles para ligar la arteria carótida externa izquierda por encima de la ETS. Luego, utiliza otra sutura de seda estéril 6-0 para ligar simultáneamente las raíces de la ACI y la OA.
    NOTA: Evita ligar los nervios y otros tejidos circundantes. Bloquear completamente el flujo de derivación de ECA/ICA/OA mientras se conserva cierto grado de flujo retrógrado en LCCA. El efecto de la ligadura debe evaluarse observando el estado de sangrado/flujo sanguíneo y la pulsación arterial distal.
  5. Revisa si hay sangrado en el lugar de la cirugía. Si hay sangrado, presiona suavemente con hisopos de algodón estériles durante 30-60 segundos para lograr la hemostasia. Sutura la piel con adhesivo tisular o sutura quirúrgica.
    NOTA: Evitar que el exceso de adhesivo tisular se filtre en el tejido subcutáneo.

5. Cuidados postparciales de ligadura carotídea e intervención en dietas ricas en grasas

  1. Administrar 0,5 mL de solución fisiológica normal tibia mediante inyección intraperitoneal para reemplazo de líquido postoperatorio.
  2. Aliviar el dolor con una inyección subcutánea de meloxicam (0,1 mg/kg) inmediatamente después de la cirugía y 12 horas después de la operación.
  3. Coloca al ratón en una jaula de recuperación calentada (37°C) hasta que se recupere el reflejo de enderezamiento (aproximadamente 15-30 minutos). Vigila al ratón para detectar comportamientos anormales (por ejemplo, letargo, disnea) en las 24 horas posteriores a la operación.
  4. Administrar antibióticos para prevenir infecciones tras la cirugía, según lo recomendado por los veterinarios, como agua potable con antibióticos durante 7 días después de la cirugía.
  5. Alimentar con HCF estilo occidental (con una relación de grasa energética del 40% y un contenido de colesterol del 1,25%) hasta la evaluación de la lesión (4 semanas después de la operación).
    NOTA: Guarda el HFD a 4°C para evitar la oxidación de la grasa y úsalo en las 2 semanas siguientes a la apertura. Cambia el HFD cada 2 días para asegurar la frescura y controla la ingesta diaria de comida del ratón (ingesta normal de alimentos: aproximadamente 4-5 g por ratón al día). Sincronizar la alimentación con ICD con la hipercolesterolemia inducida por PCSK9-AAV maximiza la deposición lipídica en la arteria carótida; retrasar el inicio de la ICF reducirá la gravedad de la lesión.

6. Recogida y procesamiento de muestras

PRECAUCIÓN: El paraformaldehído emite vapores tóxicos. La preparación, uso y retirada deben realizarse en una campana extractora química mientras se lleva el EPI adecuado (guantes, gafas de seguridad y bata de laboratorio). Eliminar los residuos utilizando los procedimientos establecidos de neutralización y recogida de residuos químicos. Los fijadores deben neutralizarse y recogerse centralmente de acuerdo con los protocolos institucionales de eliminación de residuos líquidos.

NOTA: Las muestras de aterosclerotica carótida humana en este estudio se obtuvieron de pacientes con estenosis de la arteria carótida que se sometieron a endarterectomía carotídea. Este estudio cumple con la Declaración de Helsinki y fue aprobado por el Comité de Revisión Ética Institucional del Hospital de la Unión de Medicina de Pekín (PUMCH) (Nº JS-2966). Todos los participantes del estudio proporcionaron su consentimiento informado por escrito.

  1. A las 4 semanas de la operación, anestesiar a los ratones mediante una inyección intraperitoneal de tribromoetanol.
  2. Realizar toracotomía bilateral en ratones anestesiados y perforar el corazón para extraer muestras de sangre y analizar lípidos. Posteriormente, perfunde el ventrículo izquierdo con 20 mL de PBS helado para eliminar la sangre residual de los vasos sanguíneos en 3-6 mL/min. Observa cambios en el color del tejido como indicador visual de la perfusión completada.
    NOTA: Si lo permiten las normas o normativas institucionales, se pueden utilizar métodos alternativos si se establecen claramente y se realizan en cumplimiento con los requisitos del Comité Local de Cuidado y Uso Institucional de Animales (IACUC). Los cadáveres deben ser incinerados por el equipo veterinario institucional o contratistas autorizados siguiendo las normativas de residuos biológicos, o procesados mediante procedimientos aprobados para la eliminación de riesgos biológicos.
  3. Diseccionar y extraer las arterias carótidas junto con el corazón, aislar la arteria carótida bilateral bajo un microscopio y fijarla en paraformaldehído (PFA) al 4 % a 4 °C durante 24 horas.
  4. Transfiere la arteria carótida fija a una solución de sacarosa al 30% (disuelta en PBS) e incuba a 4°C durante 24 horas (hasta que el tejido se hunda). Incrusta la arteria en un compuesto de temperatura de corte óptima (OCT) y guárdalo a -80°C.
  5. Utilice un criostato para cortar secciones transversales de 5 μm de grosor de la arteria carótida común izquierda (ubicación de la sección: 1 mm proximal al sitio de ligadura; temperatura de corte: -20°C ~ -22°C, ajuste fino según el contenido de agua del tejido). Usando un cepillo fino preenfriado, transfiere suavemente la sección sobre la placa anti-rollo del criostat para asegurarse de que quede plana. Sujeta una corredera recubierta de poli-L-lisina en un ángulo casi vertical y ponla en contacto poco a poco con la sección.
    NOTA: El paso de perfusión es fundamental para eliminar la sangre residual; de lo contrario, interferirá con la tinción de la lesión. Fijación arterial completa en un plazo de 30 minutos tras la eutanasia para preservar la morfología tisular.

7. Evaluación de la lesión aterosclerótica 1 - Tinción con Rojo Óleo

  1. Secar al aire las secciones a temperatura ambiente (20-25 °C) durante 30 minutos; Remoja en isopropanol al 60% durante 1 minuto, luego incuba en una solución de trabajo de aceite rojo O (diluida 3:2 con 60% de isopropanol) a temperatura ambiente (20-25 °C) durante 10 minutos.
  2. Diferenciar sumergiendo completamente la lámina en un 60% de isopropanol a temperatura ambiente durante ~5-10 s con una agitación suave para eliminar el colorante no unido; tinción con hematoxilina durante 30 s; Enjuaga con agua del grifo durante 5 segundos (para azular los núcleos celulares).
  3. Capturar imágenes de sección usando escáner de portaobjetos o microscopio óptico con aumento 5x, 10x y 20x; Analizar cuantitativamente el área de deposición lipídica usando el software ImageJ (Versión 1.54p): calcular el porcentaje de área O-positiva en Oil Red respecto al área íntima total.
  4. Procedimientos de cuantificación de la imagen J
    1. Abre la imagen; selecciona la herramienta Selección a mano alzada para delimitar manualmente el área íntima-media. Navega a Herramientas de Análisis > > Gestor de ROI y haz clic en Añadir.
    2. Ve a Imagen > ajusta > umbral de color; ajusta los parámetros de tono y brillo para que coincidan con las regiones de O-positivo en Rojo Aceite. Haz clic en Seleccionar y luego Añadir al Gestor de ROI.
    3. Selecciona tanto el ROI de la intima-media como el ROI manchado, haz clic Y para obtener la zona de O-positivo de Oil Red dentro de la región de la íntima-media.
    4. Haz clic en Añadir y medir para calcular las áreas de las regiones de medios íntimos y Oil Red O-positivo.
    5. Fórmula de cálculo:
      Área O de Oil Red (%) = (Oil Red O_positive_area / intimal_media_area) × 100

8. Evaluación de lesiones ateroscleróticas 2 - Tinción de Van Gieson de Verhoeff

  1. Recuperar secciones congeladas incrustadas con compuestos OCT en diapositivas.
  2. Sumerge las láminas en agua destilada a temperatura ambiente (20-25°C) durante 10-15 minutos con una agitación suave (2-3 veces) para disolver completamente el compuesto OCT.
  3. Desecha el agua que contiene compuesto OCT y luego enjuaga las secciones con agua destilada fresca durante 2 minutos para eliminar el compuesto residual de OCT.
  4. Incuba las secciones en tinción de Verhoeff (que contiene hematoxilina, yodo y cloruro férrico) a temperatura ambiente (20-25°C) durante 15 minutos, agitando suavemente la rejilla de portaobjetos 2-3 veces durante la incubación para asegurar una tinción uniforme.
  5. Enjuaga rápidamente las secciones con agua destilada dos veces, 10 s cada vez.
  6. Diferenciar en solución de cloruro férrico al 2% durante 30-60 segundos; observa bajo el microscopio hasta que las fibras elásticas parezcan azul-negras y el fondo se vea gris. Enjuaga con agua destilada dos veces, 1 minuto cada vez.
  7. Trata las secciones con una solución de tiosulfato de sodio al 5% durante 1-2 minutos para eliminar el yodo residual.
  8. Enjuaga con agua destilada durante 2 minutos, luego contra-tinte con tinte Van Gieson (fucsina ácida + ácido pícrico) durante 5 minutos para teñir las fibras de colágeno de rojo brillante.
  9. Deshidratar secuencialmente en 95% etanol (dos veces, 1 min cada una) y 100% etanol (dos veces, 1 min cada una); limpiar en xileno durante 5 minutos; Las secciones se cubrían usando un medio de montaje de resina sintética.
  10. Capturar imágenes de secciones; Utiliza software de análisis de imágenes digitales para medir el grosor íntimo o íntimo de placas en cuatro direcciones (anterior, posterior, izquierda, derecha) utilizando la herramienta de medición de longitud, y luego calcula el valor medio.
    1. Abre la diapositiva, haz zoom hasta la sección transversal del recipiente objetivo y haz clic en la Herramienta de Medición.
    2. Haz clic secuencialmente en el borde interior de la íntima y en los bordes externos de la íntima/media en las direcciones anterior, posterior, izquierda y derecha, y anota los cuatro valores de grosor.
    3. Calcula el valor medio y registra las mediciones.
      Valor medio = (anterior + posterior + izquierdo + derecho) ÷ 4

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Resultados

Los resultados de la tinción con Oil Red O mostraron que las arterias ligadas presentaban formación severa de placa aterosclerótica, núcleos lipídicos evidentes y áreas necróticas. La proporción de regiones lipídicas fue significativamente mayor en la arteria carótida izquierda que en la arteria de control de la arteria carótida derecha (p < 0,001) (Figura 2A). La tinción con VVG reveló la destrucción o desaparición de fibras elásticas en la íntima, junto co...

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Discusión

Este protocolo describe un método estandarizado para establecer un modelo de aterosclerosis carotídea en ratones C57BL/6 combinando hipercolesterolemia inducida por PCSK9-AAV, dieta alta en grasas (HFD) y ligadura parcial de la arteria carótida común (PCL).

En comparación con modelos tradicionales como ApoE -/- o LDLR-/- o modelos PCL que utilizan ratónWT 5, este modelo ofrece ventajas únicas en la investigación de la ateroscle...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo recibió financiación de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82470516, 8227022021), el Fondo Especial de Investigación para Universidades Centrales, el Colegio Médico Unión de Pekín (3332025111), el Financiamiento Nacional de Investigación Clínica de Hospitales de Alto Nivel (2025-PUMCH-A-181, 2025-PUMCH-D-001) y la Fundación de Ciencias Naturales de la provincia de Sichuan (2024NSFC0715).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Sutura de nylon estéril 6-0Jinhuan MedicalF602NA
Ratones C57BL/6Centro de Organismos Modelo de Shanghái, Inc. (SMOC)SM-001NA
Chow deitBiografía de XietongNo. XT93GNA
Cryostat  Leica CM1950NA
Crema depilatoriaVeetRB Health LLCNA
Dieta alta en grasasBiografía de XietongXT108cNA
OCTSakura4582NA
Solución de Oil Red OServiceBio&NBSP;G1017-100mLNA
Microscopio ópticoLeicaDM4BNA
Paraformaldehído Servicebio G1101-500mLNA
PCSK9-AAVWZBioscience AV208001-AV8NA
Portaobjetos recubiertos de poli-L-lisinaSigmaP0425NA
Escáner de diapositivas3DHISTECHSCAN PanoramicNA
SulfametoxazolSelleckS1915 NA
Adhesivo de tejidoVetbond de 3 años1469SBNA
Soporte de inyección de cola de ratón que visualiza venas  Jinan Yiyan Ciencia y Ciencia Desarrollo Tecnológico Co., LtdYLS-Q9GNA

Referencias

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