Ensayo de citometría de flujo multiplex basado en perlas para el perfilado funcional de células T CAR

Resumen

Este artículo introduce un ensayo de citometría de flujo basado en perlas multiplex para cuantificar hasta 12 citocinas y moléculas efectoras de supernadadores derivados de células T del receptor de antígenos quiméricos (CAR)-T, permitiendo un análisis rápido y reproducible de la funcionalidad de células T modificadas con pequeños volúmenes de muestras.

Resumen

El perfilado de las células CAR T presenta desafíos debido a su heterogeneidad, respuestas inmunitarias complejas y disponibilidad limitada de muestras. Los ensayos multiplex permiten la evaluación funcional al permitir la detección simultánea de una amplia gama de moléculas efectoras, incluyendo citocinas, quimiocinas y mediadores citotóxicos. Aquí describimos un ensayo multiplex basado en perlas compatible con citometría de flujo para el análisis de la secreción de moléculas efectoras por parte de las células T del receptor quimérico de antígenos (CAR)-T humanas. Los supernadantes de células T CAR se incuban con una mezcla de perlas de captura que comprenden múltiples poblaciones codificadas por fluorescencia acopladas a anticuerpos específicos del analito. Estas perlas se unen a objetivos solubles en la muestra, formando complejos perla-analito que posteriormente se detectan mediante anticuerpos de detección marcados. El ensayo incluye un panel de mediadores inmunitarios como interferón (IFN)-γ, interleucina (IL)-2, factor de necrosis tumoral (TNF)-α, IL-6, IL-10, factor estimulante de colonias de granulocitos-macrófagos (GM-CSF) y Granzyme B. El uso de estándares predefinidos permite la medición cuantitativa de múltiples analitos de una sola muestra. La adquisición y el análisis de datos pueden realizarse utilizando enfoques automatizados de acceso proporcionados por herramientas de software asociadas a instrumentos o basadas en la web, facilitando el procesamiento de datos. En conclusión, el ensayo multiplex presentado permite el análisis multiparamétrico de la funcionalidad de las células CAR T y puede aplicarse en contextos como la investigación, las pruebas de control de calidad, los estudios mecanicistas y la caracterización funcional.

Introducción

La caracterización funcional es esencial en la prueba de células T con Receptor de Antígeno Quimérico (CAR), ya que proporciona información sobre la potencia, seguridad y mecanismos de acción de estas terapias. Comprender las citocinas y las firmas mediadoras citotóxicas ayuda a evaluar la eficacia terapéutica y los posibles efectos adversos, asegurando el desarrollo de tratamientos seguros y eficaces. Los ensayos tradicionales de un solo plex, como los ensayos inmunoabsorbentes enlazados por enzimas (ELISA), presentan limitaciones, como requerir altos volúmenes de muestras, tiempos de procesamiento largos y ejecuciones separadas para cada analito, mientras que ofrecen un rango dinámico limitado dentro de las muestras^{individuales 1,2}. En cambio, los ensayos basados en perlas multiplex permiten la detección simultánea de múltiples mediadores solubles, reduciendo el tiempo de procesamiento y los requerimientos de muestras, al tiempo que aumentan el rango dinámico ^1,2. Esta eficiencia y profundidad de análisis hacen que los ensayos multiplex sean herramientas valiosas para avanzar en la investigación y desarrollo de células CAR^{T 3,4,5}.

El ensayo multiplex presentado en este estudio utiliza perlas de captura, que presentan perfiles de fluorescencia definidos en los canales de fluoresceína isotiocianato (FITC) y ficoeritrina (PE), y están recubiertas con anticuerpos específicos contra analitos solubles. Durante la incubación con una muestra, estas perlas se unen selectivamente a sus analitos objetivo de la solución. Tras la captura del analito, se añaden anticuerpos de detección para formar complejos sándwich específicos del analito. Estos anticuerpos se conjugan directamente a la aloficocianina (APC) (detección directa) o a la biotina (detección indirecta). Para la detección indirecta, se requiere una incubación posterior con un anticuerpo antibiotina conjugado con APC (Figura 1). Los complejos resultantes —compuestos por perlas de captura, analitos y anticuerpos de detección— se analizan mediante citometría de flujo para cuantificar las concentraciones de los analitos. El ensayo multiplex es una tecnología basada en placas, que incluye estándares predefinidos usados para generar curvas estándar específicas de^{analito 1,2}.

Figura 1: Principio de la tecnología de citocinas y flujo de trabajo de ensayo. El ensayo se basa en 12 poblaciones de perlas de captura codificadas por fluorescencia acopladas a anticuerpos específicos del analito. Tras la incubación de la muestra, se forman complejos perlas-analito que pueden detectarse mediante citometría de flujo utilizando anticuerpos específicos de detección. El flujo de trabajo del ensayo incluye 1) la preparación de estándares de analito y muestras de interés en una placa filtrante, 2) incubación con perlas de captura, 3) incubación con anticuerpos antianalitos marcados con biotina para formar complejos sándwich, 4) incubación con anticuerpos antibiotina marcados con APC, 5) resuspensión en tampón para medición y 6) adquisición de muestras. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

El ensayo multiplex descrito en este estudio es compatible con citómetros de flujo estándar equipados con un blue (por ejemplo, 488 nm; canales FITC y PE) y un láser rojo (por ejemplo, 635 nm; canal APC). Como los citómetros de flujo están ampliamente disponibles en laboratorios de investigación, entornos clínicos y entornos de control de calidad, esta compatibilidad facilita su implementación sin requerir instrumentación especializada^{adicional 5}. En el contexto de las pruebas de funcionalidad de células CAR T, este enfoque permite la evaluación multiparamétrica de las respuestas funcionales dentro de flujos de trabajo analíticos^{comúnmente disponibles 6}. El ensayo ofrece ventajas significativas para la investigación con células CAR T al permitir la cuantificación simultánea de analitos clave, incluyendo GM-CSF, Granzyme B, interferón (IFN)-γ, interleucina (IL)-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, proteína quimioatrayente de monocitos-1 (MCP-1), perforina y factor de necrosis tumoral (TNF)-α (panel de citotoxicidad humana). Estos mediadores son fundamentales para entender la activación de las células CAR T, la función efectora y la liberación de citocinas relacionadas con la^seguridad 4,5,7,8.

El flujo de trabajo del ensayo incluye opciones para la automatización de gagging y análisis de datos utilizando software asociado al instrumento, así como herramientas de análisis web independientes del^{instrumento 5}. Estas características permiten un procesamiento simplificado de los datos de perfilado de moléculas efectoras de células CAR T al reducir el alcance de la intervención manual. El uso de análisis automatizado puede contribuir a una mayor consistencia en el manejo de datos y facilitar una evaluación más eficiente de las lecturas^{funcionales 8}.

El protocolo actual describe un método multiplex reproducible y escalable para el perfilado de mediadores inmunitarios de células CAR T. Al medir 12 analitos diferentes en una sola muestra, el enfoque resulta especialmente relevante para investigaciones mecanicistas, investigaciones en fases iniciales y estudios concomitantes. En las etapas avanzadas de la terapia con células CAR T, puede ser beneficioso reducir el número de citocinas medidas, especialmente en un entorno regulado y sensible al tiempo de control de calidad (QC) para las pruebas de liberación de fármacos. Para ello, se pueden reunir entre 1 y 7 citocinas del panel presentado para diseñar un ensayo de citocinas personalizado que pueda validarse para análisis de células T diseñadas. Esto hace que el protocolo descrito sea ideal para aplicaciones diversas tanto en investigación como en control de calidad en las etapas tempranas y avanzadas de la terapia con células^{CAR T} 3,4,5,9.

Protocolo

Todas las muestras humanas se recogieron de voluntarios anónimos sanos tras obtener el consentimiento informado por escrito. Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Ética del Ärztekammer Nordrhein (#2020272) y se llevaron a cabo de acuerdo con las normativas éticas y de bioseguridad requeridas.

1. Cocultivo de células CAR T

1. Preparar un cultivo celular de células CAR T humanas modificadas en ausencia y presencia de antígenos cognados, por ejemplo, células tumorales presentadoras de antígenos, en una proporción de 2,5:1 (efector: células objetivo).
2. Defina uno o varios puntos temporales para la recogida de sobrenadantes para analizar las citocinas secretadas una vez, o la cinética de las citocinas en un marco de tiempo definido, por ejemplo, a 4, 8, 16, 24 y 48 horas.
   NOTA: Los sobrenadantes pueden usarse directamente o congelarse para su uso posterior.

2. Preparación estándar y de muestras

1. Reconstituye el estándar del analito añadiendo 200 μL de tampón o medio de cultivo celular al pellet y mezclarlo suavemente. Preparar seis tubos de reactivo y realizar una serie de dilución 1:5 del estándar reconstituido, hasta 3,2 pg/mL o 0,6 pg/mL (según el analito), y preparar un en blanco.
2. Recoge supernadantes de co-cultura CAR T, por ejemplo, 16 horas o 24 horas después de la co-cultura. Opcionalmente, se extraen células CAR T para fenotipado paralelo mediante citometría de flujo.
3. Centrifuga las muestras a 10.000 × g durante 10 minutos a 4 °C. Usa los sobrenadantes limpios o dilúyelos para ajustarlos al rango estándar de curvas.

3. Flujo de trabajo de ensayo

1. Vierte la mezcla de cuentas de captura para resuspenderla completamente. Añadir 50 μL del estándar o muestra, junto con 20 μL de perlas prediluidas, a los pozos de una placa filtrante de 96 pozos.
2. Incubar durante 2 horas a temperatura ambiente, agitando a 450 rpm, en la oscuridad. Lava los pozos dos veces con 200 μL de tampón usando un colector de vacío o centrífuga.
3. Añadir 100 μL de reactivo de detección prediluido 1:50 (en buffer). Incuba durante 1 hora a temperatura ambiente, agitando a 450 rpm, en la oscuridad. Lávate dos veces.
4. Añadir 100 μL de reactivo de detección prediluido 1:50 2 (en buffer). Incuba durante 30 minutos a temperatura ambiente, agitando a 450 rpm, en la oscuridad. Lávate una vez.
5. Para la adquisición, resuspende las muestras en 200 μL de tampón. En la Figura 1 se muestra una visión general del flujo de trabajo del ensayo.

4. Adquisición y análisis de datos

1. Adquiere datos en un citómetro de flujo equipado con láseres azules y rojos (se requieren canales PE, FITC y APC). Al trabajar con citómetros de flujo MACSQuant, utiliza las plantillas Express Mode para gating y análisis de datos totalmente automatizados.
2. Alternativamente, sube archivos de datos FSC o MQD a la herramienta web InspectoR, que realiza mediciones cuantitativas automatizadas de citocinas y proporciona resultados listos para exportar independientemente del instrumento utilizado.
3. Asegúrate de verificar la separación adecuada de las 12 diferentes poblaciones de perlas de captura en el canal FITC frente al PE.
4. Aplicar la curva estándar para calcular las concentraciones de citocinas y exportar y visualizar los resultados.
5. Para la adquisición de datos en un citómetro de flujo MACSQuant, utiliza el código de barras 2D del frasco de las perlas de captura, que contiene todos los ajustes de adquisición relevantes.
   1. Después de iniciar sesión en el software, selecciona la Placa de Filtro MACSPlex como estante de muestras y haz clic en el botón Código de barras en la barra de herramientas para activar el lector de códigos 2D.
   2. Presenta el vial al lector, asegurándote de que el código mire hacia la luz intermitente a una distancia óptima de 0,5–2,5 cm.
   3. En la pestaña Autolabel , asigna las Capturas de Cuenta (MPx Cyt T-NK,h) y NoLabel. Para las diluciones en serie del estándar citotóxico de células T/NK, define las posiciones de grupo y, en la pestaña de Configuración , selecciona Modo Expreso con Tipo: Análisis y Modo: MACSPlex_Standard, aplicando una mezcla suave según sea necesario.
   4. Las muestras desconocidas se asignan de forma similar, con sus posiciones definidas, agrupación opcional y selección de Modo Exprés, Tipo: Análisis y Modo: MACSPlex_Sample en la pestaña Configuración , incluyendo identificadores y descripciones opcionales de muestras.
   5. Verifica que las definiciones de racks sean correctas en la tabla de experimentos , asegúrate de que los niveles adecuados de líquido en los pozos de la placa del filtro y luego comience la medición.

Resultados

Identificación de poblaciones representativas de perlas de captura que codifican para 12 analitos solubles

Las poblaciones de perlas de captura se identificaron utilizando los canales FITC y PE del citómetro de flujo. En el gráfico biaxial se resolvieron claramente los clústeres de perlas que representan a analitos individuales, incluyendo IL-10, Granzyme B, MCP-1, IL-17A, Perforin, IL-2, IL-6, IFN-γ, TNF-α, IL-21, IL-4 y GM-CSF (Figura 2). Cada población mostró una firma de fluorescencia única, confirmando la detección exitosa de multiplexes y la diferenciación clara de las citocinas medidas y moléculas efectoras.

Figura 2: Detección de poblaciones representativas de perlas de captura multiplex. Las perlas de captura contienen intensidades de fluorescencia inherentes que pueden utilizarse para distinguir las diferentes poblaciones específicas de analitos. El diagrama de dispersión muestra la separación de señales específicas del analito basada en la intensidad de fluorescencia en los canales FITC (B1) y PE (B2). La imagen muestra un perfil representativo de las 12 poblaciones de perlas de captura que codifican GM-CSF, Granzyme B, IFN-γ, IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, MCP-1 (CCL2), Perforin y TNF-α. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Perfil representativo de concentración de citocinas de células CAR T tras co-cultivo con células tumorales

Tras el co-cultivo de células CAR T con células tumorales objetivo, las concentraciones de citocinas se cuantificaron utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo multiplex (Figura 3). Las células T CAR secretaron altos niveles de Granzyme B (49.950,2 pg/mL), IFN-γ (48.367,8 pg/mL), TNF-α (7.055,2 pg/mL) y GM-CSF (6.653,5 pg/mL), lo que indica una activación potente y una función efectora citotóxica en respuesta al compromiso tumoral. Los niveles de IL-2 superaron el límite superior de detección (>10.000 pg/mL), consistente con una fuerte señalización proliferativa. La muestra no se diluyó ni se volvió a medir. En cambio, las citocinas asociadas a respuestas regulatorias u alternativas de células T ayudantes, incluyendo IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21 y MCP-1, estaban presentes en niveles bajos o casi indetectables. Estos resultados sugieren que las células CAR T presentaron una respuesta inmunitaria predominantemente tipo 1 (Th1/citotóxica) caracterizada por una alta actividad efectora y una producción limitada de citoquinas inmunosupresoras.

Figura 3: Perfil representativo de citocinas de las células CAR T tras co-cultivo con células tumorales. Las células T del Receptor de Antígenos Quiméricos (CAR) modificadas se co-cultivaron durante la noche con células tumorales JeKo-1. Los supernacionantes de cultivo celular se extrajeron tras 16 horas de incubación y se centrifugaron para eliminar partículas. Las muestras diluidas se analizaron utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo multiplex. Se realizaron dos curvas estándar y se determinaron las concentraciones de los 12 analitos. Se muestra una salida de datos representativa para el análisis y cálculo de concentraciones específicas del analito utilizando el Modo Express del citómetro de flujo. El gráfico de barras y la tabla adjunta muestran los niveles calculados (picogramo/mililitro) de las 12 moléculas efectoras. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Cinética de secreción de citocinas de las células CAR T tras la estimulación específica del antígeno

Tras el cocultivo de células CAR T con células objetivo que expresan (Antígeno⁺) o carecen de (Antígeno⁻) del antígeno cognado, la secreción de citocinas se monitorizó a lo largo del tiempo utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo multiplex. Las células CAR T mostraron una liberación rápida y robusta de citocinas al reconocer los objetivos Antigen⁺, con una fuerte regulación al alza de Granzyme B, IFN-γ, TNF-α, GM-CSF e IL-2 en un plazo de 8–24 horas, alcanzando niveles máximos a las 48 horas (Figura 4). Este patrón indica una activación potente y una función efectora citotóxica tras el compromiso del antígeno. También se observaron aumentos moderados en IL-6, IL-17A e IL-21, mientras que IL-4, IL-10, MCP-1 y Perforin se mantuvieron bajos o moderadamente elevados. En contraste, los cocultivos con dianas Antigen⁻ mostraron una inducción mínima de citocinas en todos los analitos (Figura 4). En conjunto, estos datos demuestran que la activación de las células CAR T y la producción de citocinas efectoras ocurren específicamente en respuesta al reconocimiento de antígenos y se intensifican con el tiempo.

Figura 4: Cinética de secreción de moléculas efectoras de células CAR T co-cultivadas con células objetivo antígeno-positivas o antígeno-negativas. Las células T del Receptor Quimérico de Antígenos (CAR) modificadas se cocultivaron con células objetivo que expresaban (Antígeno⁺) o carecían (Antígeno⁻) del antígeno cognado CAR T durante 4, 8, 16, 24 y 48 horas. En cada momento, se recogieron y analizaron los supernadantes de cultivo utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo multiplex para cuantificar un amplio panel de analitos efectores solubles a lo largo del tiempo. Se muestra la cinética de citocinas para 12 analitos (picogramo/mililitro). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Discusión

El ensayo multiplex se utilizó para perfilar respuestas mediadoras inmunitarias solubles en cocultivos de células CAR T. Las células CAR T co-cultivadas con células objetivo positivas para antígenos mostraron una mayor secreción de IFN-γ, TNF-α, GM-CSF, Granzyme B e IL-2, consistente con activación del efector y función ^{citotóxica 4,5,8}. En contraste, los controles antigénicos negativos mostraron baja producción de citocinas, demostrando la capacidad del ensayo para discriminar respuestas específicas de antígenos bajo las condiciones^{analizadas 5,8}. Estos resultados respaldan la aplicabilidad del ensayo para evaluar la funcionalidad de las células CAR T, incluyendo su uso en análisis relacionados con la potencia, perfiles asociados a la seguridad e investigaciones mecanicistas.

Aunque el panel fijo de 12 analitos ofrece una visión general amplia de la actividad inmunitaria a la CAR T, puede no ser práctico capturar toda la gama de analitos en todas las aplicaciones. Para flujos de trabajo enfocados como la validación de ensayos o el control de calidad (QC) de productos de células CAR T, el panel puede reducirse a un subconjunto reducido (por ejemplo, IL-2, IFN-γ y TNF-α) para agilizar el análisis manteniendo la sensibilidad^{funcional 1,2}.

Los pasos críticos del protocolo incluyen el diseño del cocultivo de células T CAR y la selección adecuada de las condiciones de muestreo. En particular, la duración del cocultivo y el número de células efectoras (relación E:T) determinan directamente la magnitud de las citocinas y deben definirse durante la configuración del^{ensayo 5,6}. Además, la dilución de la muestra debe ajustarse para asegurar que las concentraciones de analitos se encuentren dentro del rango^{dinámico 1,2} del ensayo. Por tanto, la resolución de problemas debe centrarse en verificar el rendimiento de las curvas estándar y ajustar las condiciones de cocultura o factores de dilución si las señales quedan fuera del rango^{cuantificable 1,2}.

En comparación con los ELISA tradicionales de un solo plex, la plataforma multiplex basada en citometría de flujo genera conjuntos de datos multi-analito de alta densidad a partir de volúmenes muestrales mínimos. Al permitir la medición simultánea de múltiples analitos dentro de una sola muestra, la multiplexación puede reducir el consumo total de reactivos, aumentar el rendimiento de la muestra y acortar el tiempo de ensayo en comparación con la realización de múltiples ensayos de un solo^{plexo 1,2}. Las opciones automatizadas de adquisición y análisis estandarizado pueden potencialmente reducir la variabilidad dependiente del usuario y soportar la reproducibilidad y escalabilidad en entornos experimentales o de fabricación ^5,8. La sensibilidad estándar de detección ELISA suele oscilar entre 16 y 2000 pg/mL (puede ser menor en kits de alta sensibilidad⁾⁷. Dentro de la plataforma presentada en este estudio, las concentraciones detectables más bajas oscilan entre 0,05 pg/mL en los analitos más sensibles y aproximadamente 93,8 pg/mL en aquellos con sensibilidad inherentemente baja al ensayo. En las evaluaciones internas, más del 74% de los analitos medidos mostraron límites de detección por debajo de 5 pg/mL, y el 38% fueron detectables por debajo de 1 pg/mL, lo que subraya la sensibilidad general del sistema. Dado que la sensibilidad al multiplex puede variar según la citocina, la posible competencia entre epítopos sigue siendo una consideración importante. Para minimizar dichas interferencias, el ensayo emplea epítopos no solapados para la captura y detección de cada analito, reduciendo así el sesgo relacionado con la competencia y mejorando la fiabilidad de la medición en condiciones multiplexadas.

El rendimiento del ensayo multiplex puede variar entre analitos dependiendo de la sensibilidad y el contexto biológico, y bajo ciertas condiciones, las concentraciones de analitos pueden acercarse al límite superior de detección y, por tanto, deben evaluarse durante la preparación del ensayo. Por el contrario, algunos analitos (por ejemplo, MCP-1 e IL-4 en este estudio) pueden permanecer indetectables dependiendo de las condiciones experimentales. Además, factores preanalíticos como el manejo de muestras pueden influir en las mediciones de citocinas, y deben mantenerse condiciones de procesamiento consistentes para garantizar la comparabilidad.

En conjunto, este enfoque multiplex permite una caracterización eficiente y cuantitativa de la funcionalidad de las células CAR T. En comparación con la mayoría de las plataformas existentes de detección de citocinas multiplexadas, el ensayo es compatible con los citómetros de flujo estándar e incluye una herramienta de software asociada al instrumento que facilita la adquisición y el análisis de datos más eficientes. Aunque la detección de citocinas multiplexadas se ha utilizado en otros entornos inmunitarios, el presente trabajo demuestra su aplicación al perfilado funcional de células CAR T dentro de un flujo de trabajo estandarizado. El formato basado en perlas permite la detección simultánea de múltiples analitos, soportando un mayor rendimiento en comparación con los métodos de un solo plex. Las aplicaciones potenciales incluyen la evaluación funcional del producto farmacéutico, como la evaluación de aglutinantes CAR, la optimización de vectores y el desarrollo de procesos. La escalabilidad y las capacidades de análisis automatizado del ensayo también apoyan pruebas de potencia, perfiles de seguridad y estudios mecanicistas orientados a comprender el comportamiento y la funcionalidad de las células T^{CAR 5,7,8}.

Aunque los perfiles de secreción de citocinas proporcionan información valiosa sobre la activación de las células CAR T y su potencia funcional in vitro, no pueden replicar completamente la compleja biología que determina la eficacia terapéutica en los pacientes. Factores como el microambiente tumoral, la densidad de antígenos, la regulación inmunitaria y la persistencia in vivo influyen en el rendimiento de las células CAR T más allá de lo que puede medirse en ensayos^{controlados 6,8,10}. No obstante, establecer ensayos funcionales robustos y estandarizados, como el perfilado multiplex de citocinas, representa un paso importante hacia la caracterización funcional del producto^{farmacéutico 3,4}. Los patrones de citocinas no solo indican la actividad de las células CAR T, sino que también están estrechamente asociados con fenómenos de toxicidad, incluyendo el síndrome de liberación de citocinas (CRS) y el síndrome de neurotoxicidad asociada a células efectoras inmunes (ICANS^)3,6,7. Actualmente, la variabilidad en los métodos de medición y en la presentación de informes limita la comparabilidad entre ensayos, lo que pone de manifiesto en la necesidad de un perfilado estandarizado y reproducible de mediadores ^{inmunitarios 1,2,3}. A medida que las tecnologías analíticas y los conjuntos de datos clínicos continúan avanzando, el objetivo final es definir firmas predictivas de secreción que reflejen de forma fiable tanto el potencial terapéutico como la seguridad del paciente, cerrando la brecha entre los ensayos preclínicos de potencia y la eficacia clínica.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
MACSPlex Cytotoxic T/NK Cell Kit, human	Miltenyi Biotec	130-125-800	Ensayo de citocina múltiple basado en bead para citometría de flujo
MACSPlex InspectoR Tool	Miltenyi Biotec	\	Herramienta basada en web para gating y análisis automatizados de datos MACSPlex
MACSQuant Analyzer 10 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-096-343	Instrumento de citometría de flujo para medición de datos múltiples
MACSQuant Analyzer 16 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-109-803	Instrumento de citometría de flujo para medición de datos múltiples
MACSQuant Express Mode	Miltenyi Biotec	\	Software para gating y análisis automatizados
TexMACS Medium	Miltenyi Biotec	130-097-196	Medio de cultivo celular optimizado libre de suero desarrollado para el cultivo y expansión de células T humanas y de ratón