Ensayo de citometría de flujo múltiple basado en cuentas para el perfil funcional de las células T CAR

Summary

Este artículo presenta un ensayo de citome-tría de flujo basado en múltiples cuentas para cuantificar hasta 12 citocinas y moléculas efectoras de sobrenadantes derivados de células T con receptor de antígeno quimérico (CAR), permitiendo un análisis rápido y reproducible de la funcionalidad de las células T modificadas con pequeños volúmenes de muestra.

Abstract

El perfil de las células T CAR presenta desafíos debido a su heterogeneidad, complejas respuestas inmunes y disponibilidad limitada de muestras. Los ensayos múltiplex permiten la evaluación funcional al permitir la detección simultánea de una amplia gama de moléculas efectoras, incluyendo citocinas, quimiocinas y mediadores citotóxicos. Aquí, describimos un ensayo múltiplex basado en bead compatible con la citome­tría de flujo para el análisis de la secreción de moléculas efectoras por las células T receptoras de antígeno quimérico (CAR) humanas. Los sobrenadantes de células T CAR se incuban con una mezcla de bead de captura que comprende múltiples poblaciones codificadas por fluorescencia acopladas a anticuerpos específicos del analito. Estos bead se unen a los objetivos solubles en la muestra, formando complejos bead-analito que son detectados posteriormente mediante anticuerpos de detección marcados. El ensayo incluye un panel de mediadores inmunes como interferón (IFN)-γ, interleucina (IL)-2, factor de necrosis tumoral (TNF)-α, IL-6, IL-10, factor estimulante de colonias de granulocitos-macrófagos (GM-CSF) y Granzima B. El uso de estándares predefinidos permite la medición cuantitativa de múltiples analitos a partir de una sola muestra. La adquisición y análisis de datos puede realizarse mediante enfoques de gating automatizados proporcionados por herramientas de software asociadas al instrumento o basadas en web, facilitando el procesamiento de datos. En conclusión, el ensayo múltiplex presentado permite el análisis multiparamétrico de la funcionalidad de las células T CAR y puede aplicarse en contextos como investigación, pruebas de control de calidad, estudios mecanicistas y caracterización funcional.

Introduction

La caracterización funcional es esencial en las pruebas de células T con Receptor de Antígeno Quimérico (CAR) ya que proporciona información sobre la potencia, seguridad y mecanismos de acción de estas terapias. La comprensión de las firmas de citocinas y mediadores citotóxicos ayuda a evaluar la eficacia terapéutica y los posibles efectos adversos, asegurando el desarrollo de tratamientos seguros y eficaces. Los ensayos single-plex tradicionales como los ensayos inmunoabsorbentes ligados a enzimas (ELISA) tienen limitaciones, como requerir grandes volúmenes de muestra, tiempos de procesamiento prolongados y ejecuciones separadas para cada analito, mientras que ofrecen un rango dinámico limitado dentro de muestras individuales^1,2. En contraste, los ensayos de perlas múltiples permiten la detección simultánea de múltiples mediadores solubles, reduciendo el tiempo de procesamiento y los requisitos de muestra mientras aumentan el rango dinámico^1,2. Esta eficiencia y profundidad de análisis hacen de los ensayos múltiples herramientas valiosas para avanzar en la investigación y desarrollo de células T CAR^3,4,5.

El ensayo múltiple presentado en este estudio utiliza perlas de captura, que exhiben perfiles de fluorescencia definidos en los canales de isotiocianato de fluoresceína (FITC) y ficoeritrina (PE) y están recubiertas con anticuerpos específicos contra analitos solubles. Durante la incubación con una muestra, estas perlas se unen selectivamente a sus analitos objetivo de la solución. Tras la captura del analito, se añaden anticuerpos de detección para formar complejos tipo sándwich específicos del analito. Estos anticuerpos están directamente conjugados a aloficocianina (APC) (detección directa) o a biotina (detección indirecta). Para la detección indirecta, se requiere una incubación posterior con un anticuerpo anti-biotina conjugado a APC (Figura 1). Los complejos resultantes – que comprenden perlas de captura, analitos y anticuerpos de detección – se analizan mediante citometría de flujo para cuantificar las concentraciones de analitos. El ensayo múltiple es una tecnología basada en placas, que incluye estándares predefinidos utilizados para generar curvas estándar específicas del analito^1,2.

Figura 1: Principio de la tecnología de citocinas y flujo de trabajo del ensayo. El ensayo se basa en 12 poblaciones de perlas de captura codificadas por fluorescencia acopladas a anticuerpos específicos del analito. Tras la incubación de la muestra, se forman complejos perla-analito que pueden detectarse mediante citometría de flujo utilizando anticuerpos de detección específicos. El flujo de trabajo del ensayo incluye 1) la preparación de estándares de analito y muestras de interés en una placa de filtro, 2) incubación con perlas de captura, 3) incubación con anticuerpos anti-analito marcados con biotina para formar complejos tipo sándwich, 4) incubación con anticuerpos anti-biotina marcados con APC, 5) resuspendido en tampón para la medición y 6) adquisición de la muestra. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

El ensayo múltiple descrito en este estudio es compatible con citometría de flujo estándar equipada con un láser azul (por ejemplo, 488 nm; canales FITC y PE) y un láser rojo (por ejemplo, 635 nm; canal APC). Como los citómetros de flujo están ampliamente disponibles en laboratorios de investigación, entornos clínicos y entornos de control de calidad, esta compatibilidad facilita la implementación sin requerir instrumentación especializada adicional⁵. En el contexto de las pruebas de funcionalidad de células T CAR, este enfoque permite la evaluación multiparamétrica de las respuestas funcionales dentro de los flujos de trabajo analíticos comúnmente disponibles⁶. El ensayo ofrece ventajas significativas para la investigación de células T CAR al permitir la cuantificación simultánea de analitos clave, incluyendo GM-CSF, Granzima B, interferón (IFN)-γ, interleucina (IL)-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, proteína quimioatrayente de monocitos-1 (MCP-1), Perforina y factor de necrosis tumoral (TNF)-α (panel de citotoxicidad humana). Estos mediadores son críticos para comprender la activación de las células T CAR, la función efectora y la liberación de citocinas relacionadas con la seguridad^4,5,7,8.

El flujo de trabajo del ensayo incluye opciones para la segmentación automatizada y el análisis de datos utilizando software asociado al instrumento, así como herramientas de análisis basadas en la web independientes del instrumento⁵. Estas características apoyan el procesamiento simplificado de datos de perfilado de moléculas efectoras de células T CAR al reducir el alcance de la intervención manual. El uso de análisis automatizado puede contribuir a una mayor consistencia en el manejo de datos y facilitar una evaluación más eficiente de los resultados funcionales⁸.

El presente protocolo describe un método múltiple reproducible y escalable para el perfilado de mediadores inmunes de células T CAR. Al medir 12 analitos diferentes en una sola muestra, el enfoque es particularmente relevante para investigaciones mecanísticas, investigación en etapa temprana y estudios concomitantes. En etapas posteriores de la terapia de células T CAR, puede ser beneficioso reducir el número de citocinas medidas, especialmente en un entorno de control de calidad (QC) regulado y sensible al tiempo para pruebas de liberación de medicamentos. Para este propósito, se pueden ensamblar de 1 a 7 citocinas del panel presentado para diseñar un ensayo de citocinas personalizado que puede validarse para análisis de células T diseñadas. Esto hace que el protocolo descrito sea idealmente adecuado para diversas aplicaciones tanto en entornos de investigación como de control de calidad en etapas tempranas y tardías de la terapia de células T CAR^3,4,5,9.

Protocol

Todas las muestras humanas fueron recolectadas de voluntarios anónimos sanos después de obtener el consentimiento informado por escrito. Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Ética de la Ärztekammer Nordrhein (#2020272) y se llevaron a cabo de acuerdo con las regulaciones éticas y de bioseguridad requeridas.

1. Co-cultivo de células CAR T

1. Prepare una cultura celular de células CAR T ingenieradas humanas en ausencia y en presencia de antígeno cognado, por ejemplo, células tumorales presentadoras de antígenos en una proporción de 2.5:1 (células efectoras : células objetivo).
2. Defina uno o varios puntos de tiempo para la recolección del sobrenadante para analizar citocinas secretadas una vez, o la cinética de citocinas en un marco de tiempo definido, por ejemplo, a 4, 8, 16, 24 y 48 h.
   NOTA: Los sobrenadantes pueden usarse directamente o pueden congelarse para su uso posterior.

2. Preparación estándar y de muestra

1. Reconstituya el estándar analito añadiendo 200 µL de tampón o medio de cultivo celular al pelete y mezcle suavemente. Prepare seis tubos de reactivo y realice una serie de diluciones 1:5 del estándar reconstituido, hasta 3.2 pg/mL o 0.6 pg/mL (dependiendo del analito), y prepare un blanco.
2. Recoja los sobrenadantes de co-cultivo CAR T, por ejemplo, 16 h o 24 h después de la co-cultivo. Opcionalmente, recolecte células CAR T para fenotiparlas en paralelo mediante citometría de flujo.
3. Centrífugue las muestras a 10,000 × g durante 10 min a 4 °C. Use los sobrenadantes tal cual o diluya para que encajen en el rango de la curva estándar.

3. Flujo de trabajo del ensayo

1. Vortexee la mezcla de cuentas de captura para resuspenderla completamente. Agregue 50 µL del estándar o de la muestra, junto con 20 µL de cuentas prediluidas, a los pocillos de una placa de filtro de 96 pocillos.
2. Incube por 2 h a temperatura ambiente, agitando a 450 rpm, en la oscuridad. Lave los pocillos dos veces con 200 µL de tampón usando un colector de vacío o centrífuga.
3. Agregue 100 µL de reactivo de detección 1 prediluido 1:50 (en tampón). Incube por 1 h a temperatura ambiente, agitando a 450 rpm, en la oscuridad. Lave dos veces.
4. Agregue 100 µL de reactivo de detección 2 prediluido 1:50 (en tampón). Incube por 30 min a temperatura ambiente, agitando a 450 rpm, en la oscuridad. Lave una vez.
5. Para la adquisición, resuspenda las muestras en 200 µL de tampón. Un resumen del flujo de trabajo del ensayo se muestra en la Figura 1.

4. Adquisición y análisis de datos

1. Adquiera datos en un citómetro de flujo equipado con láseres azul y rojo (se requieren canales PE, FITC y APC). Cuando trabaje con citómetros de flujo MACSQuant, use las plantillas de Modo Express para gating y análisis de datos completamente automatizados.
2. Alternativamente, cargue los archivos de datos FSC o MQD en la herramienta web InspectoR, que realiza mediciones cuantitativas automatizadas de citocinas y proporciona resultados listos para exportar independientes del instrumento utilizado.
3. Asegúrese de verificar la separación adecuada de las 12 poblaciones diferentes de cuentas de captura en el canal FITC frente a PE.
4. Aplique la curva estándar para calcular las concentraciones de citocinas y exporte y visualice los resultados.
5. Para la adquisición de datos en un citómetro de flujo MACSQuant, use el código de barras 2D del vial de cuentas de captura, que contiene todas las configuraciones de adquisición relevantes.
   1. Después de iniciar sesión en el software, seleccione el MACSPlex Filter Plate como el estante de muestras y haga clic en el botón Código de barras en la barra de herramientas para activar el lector de códigos 2D.
   2. Presente el vial al lector, asegurándose de que el código mire hacia la luz parpadeante a una distancia óptima de 0.5–2.5 cm.
   3. En la pestaña Autolabel, asigne las Capture Beads (MPx Cyt T-NK,h) y NoLabel. Para las diluciones seriadas del estándar de células T/NK citotóxicas, defina las posiciones del grupo y, en la pestaña Configuración, seleccione Modo Express con Tipo: Análisis y Modo: MACSPlex_Standard, aplicando un mezclado suave según sea necesario.
   4. Las muestras desconocidas se asignan de manera similar, con sus posiciones definidas, agrupación opcional y selección de Modo Express, Tipo: Análisis y Modo: MACSPlex_Sample en la pestaña Configuración, incluyendo opcionalmente ID y descripciones de muestras.
   5. Verifique que las definiciones de rack sean correctas en la tabla Experimento, asegúrese de que los niveles de líquido sean adecuados en los pocillos de la placa de filtro y luego inicie la medición.

Results

Identificación de poblaciones representativas de microesferas de captura que codifican 12 analitos solubles

Las poblaciones de microesferas de captura se identificaron utilizando los canales FITC y PE del citómetro de flujo. Los grupos de microesferas distintas que representan analitos individuales se resolvieron claramente en el gráfico axial, incluyendo IL-10, Granzima B, MCP-1, IL-17A, Perforina, IL-2, IL-6, IFN-γ, TNF-α, IL-21, IL-4 y GM-CSF (Figura 2). Cada población exhibió una firma de fluorescencia única, confirmando la detección múltiplex exitosa y la clara diferenciación de los citocinas y moléculas efectoras medidos.

Figura 2: Detección de poblaciones representativas de microesferas de captura múltiplex. Las microesferas de captura contienen intensidades de fluorescencia inherentes que pueden usarse para distinguir las diferentes poblaciones específicas de analitos. El gráfico de dispersión muestra la separación de las señales específicas de los analitos basadas en la intensidad de fluorescencia en los canales FITC (B1) y PE (B2). La imagen muestra un perfil representativo de las 12 poblaciones de microesferas de captura que codifican para GM-CSF, Granzima B, IFN-γ, IL-2, IL-4, IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21, MCP-1 (CCL2), Perforina y TNF-α. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Perfil representativo de concentración de citocinas de células T CAR después del cocultivo con células tumorales

Después del cocultivo de células T CAR con células diana tumorales, las concentraciones de citocinas se cuantificaron utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo múltiplex (Figura 3). Las células T CAR secretaron altos niveles de Granzima B (49.950,2 pg/mL), IFN-γ (48.367,8 pg/mL), TNF-α (7.055,2 pg/mL) y GM-CSF (6.653,5 pg/mL), lo que indica una potente activación y función efectora citotóxica en respuesta al compromiso tumoral. Los niveles de IL-2 superaron el límite de detección superior (>10.000 pg/mL), lo que es consistente con una fuerte señal proliferativa. La muestra no se diluyó más ni se midió de nuevo. En contraste, las citocinas asociadas con respuestas reguladoras o de células T auxiliares alternativas, incluyendo IL-6, IL-10, IL-17A, IL-21 y MCP-1, estaban presentes en niveles bajos o casi indetectables. Estos resultados sugieren que las células T CAR montaron una respuesta inmune predominantemente de tipo 1 (Th1/citotóxica) caracterizada por una alta actividad efectora y una producción limitada de citocinas inmunosupresoras.

Figura 3: Perfil representativo de citocinas de células T CAR después del cocultivo con células tumorales. Las células T con Receptor Antigénico Quimérico (CAR) diseñadas fueron cocultivadas durante la noche con células tumorales JeKo-1. Los sobrenadantes de cultivo celular se cosecharon después de 16 horas de incubación y se centrifugaron para eliminar partículas. Las muestras diluidas se analizaron utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo múltiplex. Se llevaron a cabo dos curvas estándar y se determinaron las concentraciones de todos los 12 analitos. Se muestra una salida de datos representativa para el análisis y cálculo de concentraciones específicas de analitos utilizando el Modo Exprés del citómetro de flujo. El gráfico de barras y la tabla adjunta muestran los niveles calculados (picogramos/mililitro) de las 12 moléculas efectoras. Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Kinética de secreción de citocinas de células T CAR ante la estimulación específica del antígeno

Después del cocultivo de células T CAR con células diana que expresan (Antigeno⁺) o carecen (Antigeno⁻) el antígeno cognado, la secreción de citocinas se monitoreó a lo largo del tiempo utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo múltiplex. Las células T CAR exhibieron una liberación rápida y robusta de citocinas ante el reconocimiento de los objetivos de Antigen⁺, con una fuerte regulación al alza de Granzima B, IFN-γ, TNF-α, GM-CSF e IL-2 dentro de 8–24 h, alcanzando niveles máximos a las 48 h (Figura 4). Este patrón indica una potente activación y función efectora citotóxica tras el compromiso del antígeno. También se observaron aumentos moderados en IL-6, IL-17A e IL-21, mientras que IL-4, IL-10, MCP-1 y Perforina permanecieron bajos o moderadamente elevados. En contraste, los cocultivos con objetivos de Antigen⁻ mostraron una inducción mínima de citocinas en todos los analitos (Figura 4). Juntos, estos datos demuestran que la activación de las células T CAR y la producción de citocinas efectoras ocurren específicamente en respuesta al reconocimiento del antígeno e intensifican con el tiempo.

Figura 4: Kinética de secreción de moléculas efectoras de células T CAR cocultivadas con células diana positivas o negativas para el antígeno​. Las células T con Receptor Antigénico Quimérico (CAR) diseñadas fueron cocultivadas con células diana que expresaban (Antigeno⁺) o carecían (Antigeno⁻) el antígeno cognado de las células T CAR durante 4, 8, 16, 24 y 48 h. En cada punto de tiempo, se recogieron los sobrenadantes de cultivo y se analizaron utilizando el panel de citotoxicidad humana del ensayo múltiplex para cuantificar un amplio panel de analitos efectores solubles a lo largo del tiempo. Se muestran las cinéticas de citocinas para 12 analitos (picogramos/mililitro). Por favor, haga clic aquí para ver una

Discussion

El ensayo múltiplex se utilizó para perfilar las respuestas de mediadores inmunes solubles en cocultivos de células T CAR. Las células T CAR cocultivadas con células diana positivas para el antígeno mostraron una mayor secreción de IFN-γ, TNF-α, GM-CSF, Granzima B e IL-2, consistente con la activación efectora y la función citotóxica^4,5,8. En contraste, los controles negativos para el antígeno exhibieron una baja producción de citocinas, demostrando la capacidad del ensayo para discriminar respuestas específicas del antígeno en las condiciones probadas^5,8. Estos resultados respaldan la aplicabilidad del ensayo para evaluar la funcionalidad de las células T CAR, incluido el uso en análisis relacionados con la potencia, perfilado asociado a la seguridad e investigaciones mecanicistas.

Aunque el panel fijo de 12 analitos proporciona una visión general amplia de la actividad inmune de las células T CAR, puede no ser práctico capturar el rango completo de analitos en todas las aplicaciones. Para flujos de trabajo enfocados, como la validación del ensayo o las pruebas de control de calidad (QC) de los productos de células T CAR, el panel puede reducirse a un subconjunto (por ejemplo, IL-2, IFN-γ y TNF-α) para agilizar el análisis mientras se mantiene la sensibilidad funcional^1,2.

Los pasos críticos en el protocolo incluyen el diseño del cocultivo de células T CAR y la selección apropiada de las condiciones de muestreo. En particular, la duración del cocultivo y el número de células efectoras (relación E:T) determinan directamente la magnitud de las citocinas y deben definirse durante la configuración del ensayo^5,6. Además, la dilución de la muestra debe ajustarse para garantizar que las concentraciones de analitos caigan dentro del rango dinámico del ensayo^1,2. Por lo tanto, la resolución de problemas debe centrarse en verificar el rendimiento de la curva estándar y ajustar las condiciones de cocultivo o los factores de dilución si las señales están fuera del rango cuantificable^1,2.

En comparación con los ELISAs simples tradicionales, la plataforma múltiplex basada en citometría de flujo genera conjuntos de datos de múltiples analitos de alta densidad a partir de volúmenes mínimos de muestra. Al permitir la medición simultánea de múltiples analitos dentro de una sola muestra, el multiplexing puede reducir el consumo general de reactivos, aumentar el rendimiento de las muestras y acortar el tiempo del ensayo en relación con la realización de múltiples ensayos simples^1,2. Las opciones de adquisición automatizada y análisis estandarizado pueden reducir potencialmente la variabilidad dependiente del usuario y respaldar la reproducibilidad y escalabilidad en entornos experimentales o de fabricación^5,8. La sensibilidad de detección típica del ELISA estándar oscila entre 16 y 2000 pg/mL (puede ser menor para kits de alta sensibilidad)⁷. En la plataforma presentada en este estudio, las concentraciones detectables más bajas oscilan entre 0,05 pg/mL para los analitos más sensibles y aproximadamente 93,8 pg/mL para aquellos con sensibilidad intrínseca del ensayo más baja. En las evaluaciones internas, más del 74% de los analitos medidos mostraron límites de detección por debajo de 5 pg/mL, y el 38% eran detectables por debajo de 1 pg/mL, lo que subraya la sensibilidad general del sistema. Como la sensibilidad del multiplex puede variar según la citocina, la competencia potencial por el epítopo sigue siendo una consideración importante. Para minimizar tal interferencia, el ensayo emplea epítopos no superpuestos para la captura y detección de cada analito, reduciendo así el sesgo relacionado con la competencia y mejorando la fiabilidad de la medición en condiciones multiplexadas.

El rendimiento del ensayo múltiplex puede variar entre analitos dependiendo de la sensibilidad del ensayo y el contexto biológico, y en ciertas condiciones, las concentraciones de analitos pueden acercarse al límite superior de detección y, por lo tanto, deben evaluarse durante la configuración del ensayo. Por el contrario, algunos analitos (por ejemplo, MCP-1 e IL-4 en este estudio) pueden permanecer indetectables dependiendo de las condiciones experimentales. Además, factores preanalíticos como el manejo de la muestra pueden influir en las mediciones de citocinas, y se deben mantener condiciones de procesamiento constantes para garantizar la comparabilidad.

En general, este enfoque múltiplex permite la caracterización eficiente y cuantitativa de la funcionalidad de las células T CAR. En comparación con la mayoría de las plataformas de detección de citocinas múltiplex existentes, el ensayo es compatible con citometría de flujo estándar e incluye una herramienta de software asociada al instrumento que facilita la adquisición y el análisis de datos optimizados. Aunque la detección de citocinas múltiplex se ha utilizado en otros entornos inmunes, el presente trabajo demuestra su aplicación al perfil funcional de las células T CAR dentro de un flujo de trabajo estandarizado. El formato basado en cuentas permite la detección simultánea de múltiples analitos, lo que respalda un mayor rendimiento en comparación con los métodos simples. Las posibles aplicaciones incluyen la evaluación funcional del producto farmacéutico, como la evaluación del enlace CAR, la optimización del vector y el desarrollo del proceso. Las capacidades de escalabilidad y análisis automatizado del ensayo también respaldan las pruebas de potencia, el perfil de seguridad y los estudios mecanicistas destinados a comprender el comportamiento y la funcionalidad de las células T CAR^5,7,8.

Aunque los perfiles de secreción de citocinas proporcionan información valiosa sobre la activación y la potencia funcional de las células T CAR in vitro, no pueden replicar completamente la biología compleja que determina la eficacia terapéutica en los pacientes. Factores como el microambiente del tumor, la densidad del antígeno, la regulación inmune y la persistencia in vivo influyen en el rendimiento de las células T CAR más allá de lo que se puede medir en ensayos controlados^6,8,10. No obstante, establecer ensayos funcionales robustos y estandarizados, como el perfilado de citocinas múltiplex, representa un paso importante hacia la caracterización funcional del producto farmacéutico^3,4. Los patrones de citocinas no solo son indicativos de la actividad de las células T CAR, sino que también están estrechamente asociados con fenómenos de toxicidad, incluido el síndrome de liberación de citocinas (CRS) y el síndrome de neurotoxicidad asociado a células efectoras inmunes (ICANS)^3,6,7. Actualmente, la variabilidad en los métodos de medición y los límites de informe limita la comparabilidad entre ensayos, lo que destaca la necesidad de un perfilado estandarizado y reproducible de mediadores inmunes^1,2,3. A medida que las tecnologías analíticas y los conjuntos de datos clínicos continúan avanzando, el objetivo final es definir firmas de secreción predictivas que reflejen de manera confiable tanto el potencial terapéutico como la seguridad del paciente, cerrando la brecha

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
MACSPlex Cytotoxic T/NK Cell Kit, human	Miltenyi Biotec	130-125-800	Ensayo multiplex de citocinas basado en microesferas para citome&tiacute;a de flujo
MACSPlex InspectoR Tool	Miltenyi Biotec	\	Herramienta basada en web para gating y análisis automatizado de datos MACSPlex
MACSQuant Analyzer 10 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-096-343	Instrumento de citome&tiacute;a de flujo para medición de datos multiplex
MACSQuant Analyzer 16 Flow Cytometer	Miltenyi Biotec	130-109-803	Instrumento de citome&tiacute;a de flujo para medición de datos multiplex
MACSQuant Express Mode	Miltenyi Biotec	\	Software para gating y análisis automatizado
TexMACS Medium	Miltenyi Biotec	130-097-196	Medio de cultivo celular libre de suero optimizado desarrollado para el cultivo y expansión de células T humanas y de ratón