Artículo de método

Investigación de los mecanismos a nivel de red de la estimulación palidal profunda del cerebro utilizando matrices de microelectrodos de alta densidad

212 vistas

⸱

DOI:

10.3791/70507

⸱

16 de junio de 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Oscar Langendorff Institute of Physiology, University Medical Center Rostock, 2Institute of General Electrical Engineering, University of Rostock, 3Institute for Pharmacology, Pharmacy and Toxicology, University of Leipzig, 4Institute of Applied Microelectronics and Computer Engineering, University of Rostock

En este artículo

Resumen

Aquí describimos un protocolo para grabaciones ex vivo de matrices de microelectrodos de alta densidad de cortes cerebrales cerebelosos agudos de un modelo de hámster distónico que recibieron in vivo. estimulación continua pálida profunda del cerebro durante 11 días.

Resumen

La distonía es un trastorno neurológico del movimiento caracterizado por un control muscular anormal que afecta a los movimientos voluntarios y a las posturas sostenidas. Aunque la distonía se asocia con la disfunción de los ganglios basales, cada vez hay más evidencias que sugieren que el cerebelo está implicado en su fisiopatología. Este protocolo presenta estimulación cerebral pálida profunda in vivo (DBS) en un modelo distónico de hámster (hámsterdt sz ) combinado con registros ex vivo de matriz de microelectrodos de alta densidad (HD-MEA) para investigar la actividad cerebelosa. El protocolo incluye (1) cirugía DBS para implantación de electrodos y estimuladores, (2) preparación aguda de cortes cerebelosos, (3) registros electrofisiológicos de alta resolución y (4) análisis de datos. Los resultados representativos indican que 11 días de DBS pálida restauraron la actividad del pico a niveles normales en las capas molecular, de Purkinje y granular, consistente con la implicación de la red cerebelosa en la distonía. Este protocolo permite un análisis detallado de la actividad cerebelosa y su modulación mediante DBS, proporcionando una plataforma para investigar los mecanismos a nivel de red que subyacen a las terapias de neuromodulación.

Introducción

La distonía es el tercer trastorno del movimiento máscomún 1, caracterizado por signos y síntomas clínicosdistintos 2,3, aunque a veces puede confundirse con otros trastornos motores 4,5,6. Las características clínicas más destacadas incluyen contracciones musculares involuntarias, movimientos repetitivos y postura anormal y/otorcida. Estas características pueden ir acompañadas de síntomas como dolor, deterioro del rendimiento motor y fatiga, que pueden empeorar durante periodos de estrés, ansiedad o agotamientofísico 8,9,10,11. La fisiopatología de la distonía sigue sin comprenderse del todo12,13. Aunque los estudios tradicionalmente se han centrado en los ganglios basales, cada vez hay más evidencia que respalda un concepto a nivel de red del trastorno, que involucra múltiples regiones cerebrales, incluyendo elcerebelo 14,15,16,17. Este protocolo tiene como objetivo investigar la actividad de redes extracelulares a través de capas distintas de la corteza cerebelosa para dilucidar su papel en la fisiopatología de la distonía y comprender los mecanismos a nivel de red de estimulación cerebral profunda (DBS).

La estimulación cerebral profunda (DBS), dirigida al globo pálido interno (GPi) o al núcleo subtalámico (STN), se utiliza a menudo para tratar ciertas formas dedistonía 18,19, especialmente aquellas resistentes a los fármacos. Además, el resultado del tratamiento es heterogéneo e impredecible, ya que los pacientes con manifestaciones clínicas similares pueden responder de forma diferente al mismo enfoqueterapéutico 20. Una comprensión más completa de la red neuronal subyacente a la distonía podría mejorar los resultados del tratamiento21. Por ello, se necesitan enfoques a gran escala y experimentales, que solo pueden lograrse mediante estudios preclínicos en modelos animales. Combinar experimentos in vivo con DBS con registros ex vivo de matriz de microelectrodos de alta densidad (HD-MEA) permite monitorizar en alta resolución la actividad de la red neuronal (casi) fisiológica para comprender mejor la fisiopatología de la distonía y los mecanismos de la DBS.

Los ganglios basales y el cerebelo influyen en el control motor, al menos en parte, a través de sus conexiones con la corteza motora primaria (M1)22. Un estudio anatómico con una lesión estriatal y la extirpación quirúrgica del cerebelo apoya estaidea 23. En nuestro estudio, utilizamos el modelo animal del hámster distónicodt sz 24,25, que presenta anomalías cerebelosas asociadas a la distonía26. Utilizando matrices de microelectrodos de alta densidad (HD-MEAs), investigamos la actividad de la red cortical cerebelosa en hámsters distónicos y sanos. Sin embargo, los enfoques electrofisiológicos convencionales carecen de la resolución espacial necesaria para capturar dinámicas de redes específicas de capa, mientras que este método aborda esta limitación. Por otro lado, investigamos el efecto de la estimulación cerebral profunda en el globo pálido interno sobre las redes corticales cerebelosas.

El sistema HD-MEA ofrece la ventaja de registros electrofisiológicos detallados en paralelo, permitiendo el análisis a lo largo de las capas de la corteza cerebelosa (capas granular, de Purkinje y molecular), con cada capa desempeñando un papel esencial en el procesamiento de secuenciasde movimiento 27. La capa granular, densamente repleta de células granulosas, recibe y transmite información sensorial y motora de fibras musgosas, permitiendo la integración inicial de la señal antes de un procesamientoposterior 27. La capa de Purkinje, que contiene células de Purkinje, transmite señales inhibitorias a los núcleos cerebelosos profundos, donde las capas granular y molecular modulan la señal saliente. La capa molecular, rica en dendritas e interneuronas, soporta una modulación compleja mediante interacciones sinápticas con células de Purkinje, ajustando finamente la salidamotora 28. HD-MEA, a diferencia de otras técnicas de registro, no está limitada por la resolución espacial ni el área de muestreo, permitiendo captar las contribuciones únicas de cada capa en la dinámica neural alterada observada en la distonía15. Este enfoque proporciona una mayor resolución espacial y capacidades de grabación paralela en comparación con los métodos de registro de un solo electrodo o de baja densidad. Existen sistemas HD-MEA basados en la tecnología complementaria de semiconductores de óxido metálico (CMOS)29,30, combinada con el concepto de Sensor de Píxeles Activos (APS), que proporcionan imágenes funcionales para visualizar la actividad eléctrica de grandes poblaciones de neuronas a lo largo deltiempo 31,32. Con esta técnica, se puede monitorizar la dinámica de cada capa de la corteza cerebelosa y se pueden investigar procesos específicos de transmisión sináptica lavándolos con diversas sustancias. Este método es especialmente adecuado para estudios que investigan la actividad de redes neuronales complejas y alteraciones específicas de capas en modelos de enfermedades neurológicas.

Este trabajo aborda desafíos técnicos relacionados con la encapsulación del sistema de estimulación, así como la preparación del tejido, la adquisición de datos y el análisis de un amplio conjunto de datos electrofisiológico. Con este trabajo, presentamos una opción para la investigación in vitro de procesamiento neuronal altamente complejo que, en nuestro caso, por un lado, contribuye a una comprensión más diferenciada de la dinámica fisiopatológica en redes neuronales distónicas y, por otro, proporciona conocimiento sobre el mecanismo terapéutico de acción de la DBS.

Protocolo

Usa hámsters DTsz distónicos y controla hámsters dorados sirios para losexperimentos 26. En total, en el presente estudio se examinaron cuatro grupos experimentales: (1) hámsters control no distónicos (tipo salvaje, WT), (2) hámsters nativos dedt sz no tratados, (3) dt sz-Sham (sometido a implantación, pero sin estimulación activa) y (4) dtsz-DBS (con DBS continuo in vivo durante 11 días antes de la preparación de la rebanada). Todos los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con la Directiva de la UE 2010/63/UE y las leyes federales para la protección de animales, bajo la licencia 7221.3-1-029/20.

1. Animales

  1. Alojar a los animales bajo condiciones estándar de GV Solas33 con un ciclo de 14 horas de luz y 10 horas de oscuridad, y con acceso libre a agua y comida (hámster de dieta estándar, Altromin).
  2. Haz pruebas de los hámsters mutantes DTsz para detectar síntomas distónicos usando la técnica de tripleestimulación 26, a los 20 ± 1 y 27 ± 4 días
    NOTA: Este procedimiento estandarizado de estrés leve consiste en sacar al hámster de su jaula de origen y trasladarlo a una nueva jaula vacía, seguido de una inyección intraperitoneal o subcutánea de solución fisiológica y privación de sueño a corto plazo. Esta secuencia de estímulos leves que provocan ansiedad induce de forma fiable ataques distónicos con latencia reproducible y, por tanto, se utiliza para el cribado fenotípico antes de su inclusión en grupos experimentales. Los hámsters control no distónicos se someten al mismo procedimiento para asegurar condiciones experimentales comparables entre grupos.
  3. Para la analgesia, tratar los animales de los grupos dtsz-Sham y dtsz-DBS con metamizol peroral (p.o.) de 100 mg·kg-1 . Implanta ambos grupos según el procedimiento quirúrgico descrito a continuación.

2. Encapsulación del sistema de estimulación STELLA

  1. Los sistemas de estimulación de STELLA están encapsulados mediante un enfoque biocompatible para proteger los dispositivos de la penetración de líquidos durante la implantación crónica. El dispositivo electrónico está alojado en una cápsula personalizada de PETG impresa en 3D.
    1. Sella entre la tapa y la cápsula usando silicona.
    2. Además, sella la carcasa con silicona en la salida del cable.
    3. Si se ven huecos en la silicona tras secarse, repite los pasos 1 y 2.
    4. Tras la solidificación completa de la silicona, preparar la resina epoxi en una proporción de mezcla de 100:35 (peso).
    5. Elimina las burbujas de aire de la resina bajo vacío (Vevor RS-1.5).
    6. Antes del montaje del molde, aplica una capa fina de vaselina sobre la superficie de acoplamiento del molde de silicona personalizado para mejorar el sellado y facilitar el desmoldeo tras el curado con epoxi. Coloca la cápsula del estimulador en el molde de silicona y llena lentamente el molde con resina epoxi hasta que las uniones del estimulador y el cable estén completamente cubiertas. Evita las burbujas de aire durante el llenado.
    7. Una vez que la resina ha curado, retira la cápsula del molde y alisa la superficie epoxi usando una lima fina o una herramienta de pulido para eliminar los bordes afilados.
    8. Aplica un recubrimiento final fino de silicona sobre la cápsula epoxi curada, sumergiéndola en silicona líquida. Usa una pipeta de plástico para aplicar silicona adicional alrededor del cable cerca de la zona de la conexión. La acumulación excesiva de silicona debe eliminarse con un palo antes de curar para evitar el grosor del recubrimiento.
    9. Finalmente, realizar una prueba de funcionalidad post-encapsulación para verificar la salida correcta de la estimulación antes de la implantación o el uso experimental. Coloca el sistema de estimulación STELLA en la solución de Ringer y activa la función magnética BIST. Confirma el patrón de parpadeo correcto del LED (2 × 2), indicando la salida adecuada de estimulación y la ausencia de cortocircuitos, circuitos abiertos o condiciones de bateríabaja 34.

3. Procedimiento quirúrgico para implantar un sistema de estimulación

  1. Preparar instrumentos quirúrgicos (Figura 1) y el sistema de estimulación STELLA (plataforma modular implantable definida por software) 34.
    1. Esteriliza los instrumentos metálicos de la Figura 1 durante aproximadamente 5 minutos a 200 °C, por ejemplo, con el Esterilizador FST 250. Ten en cuenta que los instrumentos están calientes al retirarlos.
    2. Desinfecta el sistema de estimulación de STELLA con los dos electrodos DBS con etanol al 70%. Coloque el sistema de estimulación seco en un Falcon (tubo cónico de 50 mL) lleno de solución de Ringer durante la noche.
  2. Preparar al animal (entre los 25 y 32 días)
    1. Coloca la cámara de anestesia (hecha por ti mismo) en la jaula del hámster. El hámster entrará voluntariamente en el tubo tras poco tiempo (Figura 2A).
    2. Cuando el hámster esté en el tubo, cierra el tubo al final y conecta el tubo a la salida de isoflurano volátil durante 1-2 minutos (inducción de anestesia con isoflurano al 4 %) (Figura 2B).
    3. Saca al animal del cilindro con cuidado. Coloca al animal sobre la zona de control de temperatura
      superficie (aproximadamente 38 °C) y ajustada con mascarilla respiratoria (GM-4; mantenimiento de anestesia con isoflurano al 3 %; prueba de profundidad de anestesia con reflejo interdigital).
    4. Afeita la zona quirúrgica de la cabeza con una máquina de cortar el pelo adecuada (Figura 2C). Limpia la zona con un hisopo húmedo e inyecta 500 μL de bupivacaína al 0,25 % de forma subcutánea (s.c.) en el cuero cabelludo para una anestesia local adicional del periostio. Espera al menos 5 minutos antes de abrir el cuero cabelludo.
    5. Transfiere el animal con cuidado al marco estereotáxico y fijal con las barras auriculares para que bregma y lambda estén a la misma altura (reduce el isoflurano al 1,5–2,5 % para mantener la anestesia).
    6. Protege los ojos con un sustituto para las lágrimas (TVM Ocry-Gel).

4. Implantar el sistema de estimulación STELLA

  1. Haz una incisión de piel de 2 cm de largo en la zona del cuero cabelludo. Un separador (Figura 1, nº 14 y Figura 2D) retira la piel. Prepara el cráneo retirando localmente el periosteo con la hoja rayando. Detener posibles hemorragias con hisopos.
  2. Aplica un 3% deH2O2 con un aplicador de punta de algodón para la rugosidad.
  3. Tome el sistema de estimulación de la solución de Ringer y proteja los electrodos de la DBS con parafilm.
  4. Introduce unas tijeras romas a través de la incisión cutánea que acaba de hacer en la cabeza y forma un bolsillo cutáneo de 5 cm de forma subcutánea hacia el cuello y el costado.
  5. Inserta el estimulador, que ha sido retirado del Falcon y remojado en desinfección dérmica.
  6. Aplica aproximadamente 500 μL de antibiótico (10 mg·g-1 ácido fusídico) en la bolsa de la piel con un aplicador de punta de algodón.
  7. Perforar dos agujeros de 7 mm (con FST#19007-07) en el cráneo para electrodos DBS a AP: −0,6 mm y ML: ± 2,2 mm según el bregma.
  8. Perfora dos agujeros más (9 mm; FST#19007-09) lateralmente en cada orificio del electrodo. Atornille cuatro tornillos (DIN 84 A2 M1x2) en los agujeros preparados (Figura 2D).
  9. Implanta dos electrodos DBS (SNEX-100) con DV: 6,0 mm según el bregma. Ten en cuenta que el soporte del electrodo de tu marco estereotáctico específico determina en qué lado se implanta primero el electrodo (la distancia entre los electrodos es de 4,4 mm).
  10. Fija el electrodo con una unión de curado a luz ultravioleta (Heliobond) a los dos tornillos. Cuando ambos electrodos se implantan, se aplica una capa final con unión de curado de luz UV entre ellos. Finalmente, los electrodos se cementan con flujo de Compoglass (Figura 2E).
  11. Activa magnéticamente el estimulador del grupo DBS tras al menos tres días de recuperación durante 11 días continuos de DBS. En este estudio, utilizamos parámetros de estimulación similares a los empleados en clínicas (130 Hz, 50 μA y 60 μs).
  12. Comprueba el patrón de luz del estimulador deslizando diariamente un imán sobre el costado del hámster (Figura 2F).

5. Preparación de cortes cerebelosos agudos

  1. Prepara 1 L de líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF) y 0,5 L de sacarosa para cada animal (véase la Tabla 1 y la Tabla 2 para más detalles).
  2. Utiliza solución de sacarosa a aproximadamente 4 °C durante la extracción y corte cerebral, con carbogenación continua. Además, prepara sacarosa con nieve fría para mantener una temperatura tisular baja durante la disección rápida.
  3. Prepara el lugar de trabajo con herramientas de disección, solución de sacarosa, placas de Petri y configuración de vibratomos (véase la Figura 3A).
  4. El sacrificio de los animales debe realizarse aproximadamente 15 minutos después de la eliminación de la DBS, y la extracción cerebelosa debe comenzar inmediatamente después. Decapitar al animal en anestesia profunda inducida con isoflurano volátil. Coloca la cabeza en una placa de Petri más alta llena de sacarosa helada.
  5. Disecciona el cerebro evitando cortes mediales a través del canal espinal para proteger el tejido cerebeloso del daño.
  6. Transfiere el cerebro a una nueva placa de Petri llena de sacarosa helada y granizado, con un papel de filtro en la parte inferior para evitar que el cerebelo se deslice durante la sección.
  7. Primero, retirar el cerebelo mediante un corte coronal a través de la protuberancia con una hoja (Figura 3B). Luego, se extraen los hemisferios cerebelosos mediante cortes parasagitiales con una hoja (Figura 3C).
  8. Prepara la placa de vibratome con una gota de superglue. Retira cuidadosamente la vermis cerebelosa de la placa de Petri. Aplica el plano de la sección parasagital sobre un papel de filtro para que seque antes de pegar este lado (Figura 3D).
  9. Coloca la placa de vibratomo en la bandeja y llénala con suficiente sacarosa (mitad granizado, mitad solución) para sumergir completamente los vermis. No olvides gastar carbogen (CB).
  10. Cortar cortes parasagitiales cerebelosos con un grosor de 200 μm a una velocidad constante de 0,08 mm·s-1 (Figura 3E). Guarda las rodajas en ACSF en un vaso de precipitados constantemente gaseado con CB a temperatura ambiente (Figura 3F).
  11. Deja que las rodajas se recuperen en ACSF carbonatado a temperatura ambiente durante aproximadamente 40 minutos antes de transferirlas al HD-MEA, que sirve como periodo de recalentamiento y estabilización antes de la grabación. Durante este periodo, mantener el ACSF a temperatura ambiente.

6. Preparación del pozo únicoCorePlate TM del sistema BioCAM DupleX MEA para la grabación

  1. Activa el sistema de grabación BioCAM DupleX con el software Brainwave 5 (BW5) al menos 30 minutos antes de comenzar los experimentos.
  2. Antes de colocar la lona de tejido en el Single-Well deCorePlate TM para grabar, evalúa el nivel de ruido de fondo insertando el single well en el montaje de grabación. El nivel óptimo de ruido para una grabación de alta calidad debe ser de 9-20 μV.
  3. Limpia las almohadillas bañadas en oro con etanol al 100 % (Figura 4A-1), la matriz de electrodos con etanol al 70 % y un cepillo suave (Figura 4A-2). Finalmente, enjuaga la matriz de electrodos con agua MilliQ.
  4. Conecta el HD-MEA/CorePlate TM Single-Well al sistema de grabación (Figura 4D-1).
  5. Pipetear aproximadamente 2 mL de ACSF en el pozo. Asegúrate de que no haya burbujas de aire en los electrodos ni en el suelo (Figura 4D-2).
  6. Comienza la adquisición en vivo y graba durante al menos 30 segundos con BW5.

7. Analizar la amplitud pico a pico

  1. Para analizar la interfaz de ruido, abre el archivo *.bxr grabado, que contiene 30 segundos de grabación de ruido intrínseco (generados por los componentes resistivos de los electrodos y los circuitos amplificadores).
  2. Selecciona "Activity Map" y, en "Metric", elige Amplitud pico a pico. La escala está ajustada a 500 μV, permitiendo visualizar la variabilidad de la señal a lo largo de la matriz de electrodos (Figura 5A).
  3. En la ventana de "Mapa de actividad", coloca el puntero del ratón sobre el electrodo grabado para mostrar el valor de amplitud "Media de Pozo".
  4. Alternativamente, puedes determinar el valor medio de amplitud creando un archivo de Excel (*.xlsx) en "Exportar Grafos". Luego abre ese archivo de Excel y calcula el valor medio de amplitud [=Average(Number1; Número 2;...)].

8. Analizar el ruido base (desviación estándar de la señal)

  1. Analiza el ruido de base haciendo clic en "Reproducir" para generar el archivo *.brw. Luego, selecciona "Activity Map" y en "Metric" selecciona "Desviación estándar". La escala se ajusta automáticamente a 30 μV, permitiendo visualizar la variabilidad de la señal a lo largo de la matriz de electrodos (Figura 5B).
  2. En la ventana de "Mapa de actividad", pasa el cursor con el puntero del ratón sobre el electrodo grabado para mostrar la desviación estándar de la "Media de Pozo Ancho".
  3. Alternativamente, puedes determinar la desviación estándar media usando "Exportar gráficos" y crear el archivo de Excel *.xlsx. Luego, abre el archivo de Excel y calcula la desviación estándar media [=Average(Number1; Número 2;...)].

9. Para evaluar la calidad de la señal:

  1. Calcular la relación señal-ruido (SNR)
    figure-protocol-1
    SNR ≥ 5: Buena calidad
    SNR entre 2 y 5: Calidad moderada
    SNR < 2: Calidad de mala calidad

10. Posicionamiento de cortes en un solo pozo CorePlate para adquisición de datos

  1. Con la ayuda de una pipeta Pasteur, posiciona la corte en la matriz de electrodos de modo que la región de interés quede cubierta por electrodos de registro (Figura 4 B-1). Retirar la solución del pozo (Figura 4 B-2). Haz una foto con un microscopio vertical.
  2. Fija el tejido con el ancla de corte (Figura 4C).
  3. Usando una pipeta Pasteur de 3 mL, añade una gota de ACSF a la rodaja.
  4. Retira el líquido usando una pipeta Pasteur con un volumen menor. Retira el líquido restante con un trozo de papel retorcido (repite esto 7-10 veces) (Figura 4C-2).
  5. Para la perfusión durante las grabaciones, usa ACSF a temperatura ambiente y ajusta la velocidad a 2 mL·min-1. La posición de entrada está por encima de la sección de tejido y la salida está en la pared del pozo (Figura 4D).
  6. Se recomienda una conexión a tierra adicional de la entrada y salida para minimizar el ruido inducido por la perfusión, lo que se puede lograr conectándolos al sistema de grabación mediante un cable (Figura 4D-1).
  7. Para reducir las molestias, apaga el microscopio y las luces de la habitación.

11. Grabaciones de la actividad de la red con el PozoÚnico CorePlate TM

  1. Ajusta los parámetros de grabación a una frecuencia de muestreo de 20.000 Hz con un filtro pasa altos a 100 Hz.
    1. En el software BrainWave 5, ve a Archivo y abre una nueva sesión de grabación.
    2. Haz clic en "Fuente".
    3. Abrir: chip pilot y seleccionar para los siguientes ajustes:
      Registro de actividad neuronal espontánea a una frecuencia de muestreo: 20.000 Hz/electrodo.
      Corte del filtro pasa-altos por hardware: 100 Hz.
      Compensación de la luz Tasa: corta (estimulación directa con luz).
  2. Para seleccionar el canal de calibración del chip y el tipo de traza en bruto.
    1. Abre: Señal de control, y selecciona: En calibración interna del chip, selecciona canal de salida: 1.1.
    2. Haz clic en "+" y "Gráficos".
    3. Abierto: Configuración de gráficos.
    4. Selecciona las pistas en bruto: en bruto y en picos.

12. Insertar y alinear la imagen del microscopio en el mapa de actividad

  1. Haz clic en "+".
  2. "Superposiciones y Anotaciones" para insertar la imagen del microscopio en el mapa de actividad de BW5:
  3. Ir a capas de pozo:
    1. Selecciona gestionar capas y la imagen cerebelosa.
    2. Alinear la capa de imagen seleccionada: haz clic en inicio.
    3. Haz clic en las cuatro esquinas de la imagen siguiendo la secuencia numérica y aplica.

13. Configuración de compresión de datos antes de grabar

  1. Para comprimir los datos, ve a la primera página de RECORDER:
    1. Modo cabina: avanzado
    2. Guarda comprimido en bruto: compresión wavelet + eventos: picos.
    3. Toca durante 10 minutos antes de empezar la grabación.
  2. Limpia las almohadillas chapadas en oro con etanol al 100 % después de terminar las grabaciones. Después, llena el pozo con agua pura y cepillo durante 30 segundos.
  3. A continuación, llena el pozo con etanol al 70 % y cepilla suavemente la matriz de electrodos durante aproximadamente 30 segundos. Finalmente, llena el pozo con agua pura y cepílalo suavemente durante 30 segundos (repite este paso 2 o 3 veces).
  4. Mantén elCorePlate TM Single-Well seco en el recipiente adecuado.

14. Análisis offline de los datos grabados

  1. Abre el archivo deseado con el BW5.
  2. Dividir la corteza cerebelosa en tres grupos seleccionando electrodos según la asignación anatómica de la capa (capa molecular, capa celular de Purkinje, capa celular granulada).
    NOTA: El número de electrodos dentro de las regiones de interés (ROI) por capa dependía de la actividad espontánea detectada en cada capa y, por tanto, variaba entre registros. Normalmente, se analizaban entre 25 y 250 electrodos por ROI a partir de una sola rebanada. Se excluyeron los electrodos situados en regiones que abarcan dos capas anatómicas para evitar ambigüedades en la asignación de las capas. Solo se incluyeron electrodos claramente atribuibles a una capa cerebelosa específica para una evaluación adicional.
    1. Selección y agrupación: Ve a grupos de unidad.
    2. En Gestionar grupos de unidades, haz clic en "+" para formar un grupo y ponerle nombre.
    3. Para incluir más electrodos en el grupo, selecciona los electrodos y haz clic en "añadir o eliminar unidades seleccionadas".
  3. Analizar las trazas en bruto utilizando el método de detección de picos, conocido como detección de picos de temporización precisa (TEPT). Se centra en detectar máximos y mínimos relativos con amplitudes pico a pico que superan un umbral predefinido, asegurando una identificación precisa y exata de los picos.
    1. Procesamiento de datos: Ve a detección de picos y pon el modo en avanzado.
    2. Utiliza datos de: Raw.
    3. Algoritmo: TEPT (detección precisa de picos temporales).
    4. Factor de desviación estándar: 8,0.
    5. Periodo máximo de vida: 2,0 ms.
    6. Periodo refractario: 1,0 ms.
    7. Asignación de pico: pico negativo.
    8. Duración de la onda antes del pico: 1,0 ms.
    9. Duración posterior al pico de onda: 1,5 ms.
  4. Ve a Clasificación de Picos y pon el modo en avanzado. Ajusta el siguiente parámetro:
    1. Duración de la onda pre-pico: 0,5 ms.
    2. Duración de la onda postpico: 1,0 ms.
    3. Algoritmo de extracción de características: momentos Legendre.
    4. Número de características: 3.
    5. Algoritmo de agrupamiento: K-Means y Silueta.
    6. Número mínimo de picos por cúmulo: 20.
    7. Número máximo de grupos: 3.
    8. Umbral de esquema: 2.
  5. Exportar datos a Excel.
    1. Haz clic en "Gráficos".
    2. Ve a Exportación de gráficos.
    3. Selecciona la hoja de cálculo y exporta.

Resultados

La DBS palidal aumentó el número de picos a niveles normales en las capas corticales entre grupos.

Analizamos el número total de picos en tres capas de la corteza cerebelosa —capa molecular (ML), capa celular de Purkinje (PL) y capa celular granular (GL)— en cuatro grupos experimentales: tipo salvaje (WT, N = 8), dtsz (N = 8), dtsz-Sham (N = 7) y dtsz-DBS (N = 7), realizando análisis en cortes obtenidos de estos animales.

Mientras que el tejido distónico (dtsz) generó significativamente menos picos, la DBS pálida aumentó el número de picos a niveles comparables a los de los controles sanos (Tabla 3). La prueba Kruskal-Wallis H confirmó esto aún más, mostrando un aumento estadísticamente significativo en el número de picos en el ML para el grupo DBS dtsz en comparación con los grupos dtsz y dt sz-Sham (χ2(3) = 20,728, p = 0,001; Figura 6A). El grupo dtsz-DBS también mostró un aumento similar en picos en PL (χ2(3) = 16,855, p = 0,001; Figura 6B) y GL (χ2(3) = 13,164, p. = 0,004; Figura 6C), alcanzando valores comparables a los del grupo WT (Tabla 3).

figure-results-1
Figura 1. Resumen de los instrumentos quirúrgicos. La imagen muestra una bandeja dispuesta que contiene un conjunto de instrumentos quirúrgicos y microquirúrgicos diseñados explícitamente para procedimientos que implican la implantación de electrodos profundos y estimuladores. Los instrumentos están organizados en orden secuencial de uso, mejorando la eficiencia procedimental. Se colocan sobre un papel de tela para mantener la limpieza y garantizar un fácil acceso durante el procedimiento. Este arreglo se centra en la precisión, la esterilidad y la preparación para flujos de trabajo quirúrgicos complejos. (1) Tijeras romas/romas, (2) Tijeras para sutura, (3) Tijeras afiladas/afiladas, (4) Soporte para agujas, (5) Pinzas para atar suturas, (6) Pinzas esquiradas/curvas, (7) Pinzas dentadas, (8) Pinzas estándar cortas, (9) Pinzas estándar largas, (10) Microespátula, (11) Electrodo reutilizado, (12) Tornillos, (13) Accesorios para taladro, (14) Punta/abrazadera del separador, (15) Bloque de cavidad de vidrio que se rellenará con 0,9 % de NaCl y xilocaína. Para más información, consulta la lista de materiales. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

figure-results-2
Figura 2. Montaje experimental para anestesiar y posicionar al animal en el aparato estereotáxico para la implantación de electrodos de DBS y el estimulador. (A) El animal se coloca suavemente dentro de una cámara de inducción hecha a medida para iniciar la anestesia. (B) La cámara de inducción está conectada a una mascarilla respiratoria para garantizar la administración adecuada de la anestesia (inducción con isoflurano al 4%) manteniendo la seguridad durante el manejo. (C) Una vez anestesiado, el animal se traslada a una placa calefactora con una mascarilla respiratoria conectada (mantenimiento con isoflurano al 3%) para prevenir la hipotermia y asegurar anestesia continua durante el afeitado. (D) El animal está cuidadosamente posicionado en el marco estereotáxico. Se realiza una incisión longitudinal y se utilizan pinzas para retraer la piel. Cuatro puntos indican la colocación de los tornillos. Se insertan tornillos en las zonas marcadas y se marcan dos puntos adicionales para la colocación de electrodos. (E) El electrodo se inserta en el GPi y se asegura con pegamento antes de retirar el soporte estereotáxico. Para una mejor fijación, se aplica cemento alrededor de los electrodos. Se utilizan suturas longitudinales interrumpidas para cerrar el sitio quirúrgico y (F) el estimulador se coloca en la zona subcutánea del flanco del animal. El animal permanece vivo tras la cirugía, y la flecha indica la ubicación del estimulador. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

figure-results-3
Figura 3. Ilustración de seccionar y cortar el cerebro. (A) instrumentos quirúrgicos para el procedimiento de disección. (1*) Plato casero de agar Petri, (2*) plato de agar Petri, (3*) pinza que fija el tubo de carbogénico, (4*) filtro de papel, (5*) cuchilla, (6*) supercola, (7*) placa/soporte vibratome, (8*) pinzas curvas, (9*) tijeras, filo/romo. (B) Preparación de la muestra cerebral: tras la disección, se corta el cerebro y las líneas discontinuas indican la orientación de la sección del plano coronal. (C) Sección parasagital: el cerebro se corta a lo largo del plano parasagital especificado. (D) Fijación del tejido: El tejido cerebral resultante se fija a una placa/soporte con pegamento para asegurarlo y facilitar una sección precisa. (E) Sección de vibratomos: La placa con tejido unido se transfiere a un vibratomo, donde se obtienen cortes ultrafinos (200 μm). (F) Cortes finales: Se producen cortes parasagitales cerebelosos precisos, listos para el registroelectrofisiológico 35. Para más información, consulta la lista de materiales. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

figure-results-4
Figura 4. Ejemplo de los pasos para conseguir una buena actividad celular. ( A) Limpieza: Este paso consiste en preparar el HD-MEA limpiando su superficie para asegurarse de que ninguna suciedad interfiera con el acoplamiento (almohadilla de contacto, A-1) o el proceso de grabación (área plana, A-2). (B) Posición del corte: El corte de tejido se posiciona cuidadosamente sobre el HD-MEA (B-1), asegurando una alineación adecuada para un contacto efectivo con el electrodo (B-2). Se utiliza una punta fina de la pipeta (flecha) para retirar el ACSF restante, permitiendo insertar el ancla. (C) Fijación de la rebanada: la rebanada se posiciona de forma segura en el HD-MEA usando el ancla. En este paso, es crucial colocar una gota de ACSF y luego retirar cuidadosamente el exceso de líquido usando una pipeta (C-1; flecha) y un trozo retorcido de papel de limpieza de precisión (C-2). Esto garantiza que la sección permanezca estable y bien conectada a los electrodos para un registro preciso. (D) Perfusión: Finalmente, se conecta e inicia un sistema de perfusión para mantener la viabilidad del corte tisular durante el experimento, donde el flujo de entrada debe estar sobre el corte y el flujo de salida cerca de la pared (D-2). También es esencial eliminar todas las burbujas del suelo para minimizar el ruido durante la grabación (indicado por la flecha). Se conecta una toma de tierra adicional tanto a la tubería de entrada como a la de salida (D-1). Las barras de escamas rojas miden 1,5 mm de largo. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

figure-results-5
Figura 5. Métricas de amplitud y desviación estándar en grabaciones HD-MEA utilizando el software Brain Wave 5 (BW5) para evaluar la calidad de la señal. (A) Métrica de amplitud pico a pico seleccionada para extraer valores intrínsecos de amplitud de electrodos (escala: 500 μV). (B) Métrica de desviación estándar seleccionada para cuantificar el ruido de referencia entre electrodos (escala: 30 μV). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

figure-results-6
Figura 6: Efectos de la DBS palidal sobre la actividad de los picos a lo largo de las capas corticales cerebelosas: (A) capa molecular (ML), (B) capa celular de Purkinje (PL) y (C) capa granular (GL). Los gráficos Box-Whisker muestran la media y la mediana con una línea cruzada y horizontal, respectivamente, junto con los percentiles 25 y 75. Los grupos respectivos son tipo salvaje (WT, n = 22 rebanadas), dtsz sin cirugía (n = 20 rebanadas), dtsz DBS inactivo (Sham, n = 20 rebanadas) y dt sz-DBS activo (n = 20 rebanadas). La significación estadística se determinó mediante la prueba de Kruskal-Wallis, seguida de las comparaciones por pares de Dunn (*p .< 0,05). Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

NombrePeso molecular [g/mol]Concentración final [mol/ l]
NaCl58.440.124
KCl74.550.003
Glucosa180.160.01
CaCl2 (sin agua)110.980.0025
NaHCO384,0070.026
NaH 2PO4119.980.00125
pH7,35 a 7,40 (ajustable con HCl)
Osmolalidad [mosmol/ kg]290 a 300

Tabla 1: Solución de líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF): Composición y concentraciones molares finales de los componentes utilizados para preparar el ACSF para experimentos con cortes cerebelosos. El pH se ajustó a 7,35–7,40 con HCl, y la osmolalidad se mantuvo entre 290–300 mOsm·kg-1.

NombrePeso molecular [g/mol]Concentración final [mol/L]
Sacarosa342.300.075
KCl74.550.0025
NaCl58.440.087
CaCl2 (sin agua)110.980.0005
MgCl295.210.007
Glucosa180.160.01
NaHCO384.010.025
NaH 2PO4119.980.00125
pH7,35 a 7,40 (ajustable con HCl)
Osmolalidad [mosmol/ kg]320 a 330

Tabla 2: Solución de sacarosa. Composición y concentraciones molares finales de la solución de sacarosa utilizada durante la preparación de la labra cerebelosa. El pH se ajustó a 7,35–7,40, y la osmolalidad se mantuvo entre 320–330 mOsm·kg-1.

Grupos:WTDTSZ dtsz-ShamDTSZ-DBS
n22202020
Coeficiente de varianza
ML0.530.550.60.35
PL0.570.570.520.46
GL0.480.660.610.51
Número de pinchos
ML287240±32605163434±19998234209±31284345915±27113
PL413223±50171194277±24786304568±35692412707±42509
GL390817±40139211274±31193325533±44318373208±42220

Tabla 3: Resumen de las métricas de pico entre capas cerebelosas y grupos experimentales. WT – hámsters de control salvajes, no distónicos; DTSZ - hámsters nativos DTSZ; DTSZ-DBS - DTSZ hámsters estimulados continuamente durante 11 días; dtsz-Sham - hámsters dtsz sometidos a la cirugía, sin embargo, sin DBS activo; ML – capa molecular; PL – Capa celular de Purkinje; GL. – capa celular granular.

Discusión

Describimos un enfoque metodológico para investigar los mecanismos de estimulación cerebral profunda (DBS) en la red neuronal distónica patofisiológica del hámsterdt sz . Los pasos críticos incluyen la implantación precisa de electrodos, la preparación rápida de cortes cerebelosos y condiciones estables de registro HD-MEA para garantizar una adquisición fiable de datos. Demostramos el procedimiento quirúrgico, la preparación de cortes cerebelosos, técnicas de registro y análisis para explorar la actividad cerebelosa ex vivo y su modulación mediante DBS. Las mediciones electrofisiológicas utilizando HD-MEA proporcionaron registros en tiempo real de la actividad espontánea cerebelosa con alta resolución temporal yespacial 36, que consideramos necesarios para investigar los mecanismos de la estimulación pálida profunda del cerebro en el tratamiento de la distonia.

Actualmente, la distonía se conoce como un trastorno de red caracterizado por una salida motora anormal derivada de interacciones disfuncionales entre los ganglios basales, cerebelosos ycorticales 37,38. Se ha demostrado que las anomalías cerebelosas desempeñan un papel significativo en la distonía, como respaldan tanto estudios clínicos comoexperimentales 15,22,39. Además, un estudio anatómico que implica la inyección del virus de la rabia retrógrada (VR) en la corteza cerebelosa de monos cebus muestra que el núcleo subtalámico de los ganglios basales tiene una proyección sustancial respecto a la cortezacerebelosa 40. Estos hallazgos subrayan la importancia de explorar los circuitos cerebelosos junto con las redes ganglionares basales al estudiar los mecanismos terapéuticos de DBS 40,41,42. Este método es especialmente adecuado para estudios que investigan interacciones neuronales y efectos de neuromodulación en trastornos del movimiento.

En cuanto a los mecanismos a nivel de red de la DBS pálida, los estudios han demostrado que la DBS del segmento interno del globo pálido (GPi) induce cambios generalizados en la actividad cerebral, no solo dentro de los ganglios basales sino también en regiones interconectadas como la redcortico-estriatal 43, eltálamo 44 y elcerebelo 15. Estas observaciones apoyan la hipótesis de que la DBS palidal puede modular la actividad a lo largo de la red basales-cerebelosa, contribuyendo a su eficacia terapéutica en la distonía. Esto demuestra la necesidad de estudios preclínicos para investigar los mecanismos de la DBS y la ventaja de las grabaciones HD-MEA para capturar cambios electrofisiológicos a nivel de red. Además, el estudio de Kotyra et al. (2025) apoya la presencia de remodelación neuroplástica duradera inducida por la GPi-DBS a largo plazo dentro de la red motoradistónica 45. Los hallazgos in vivo mostraron que la estimulación palidal redujo progresivamente la gravedad de la distonía en hámstersdt sz y que el efecto beneficioso persistió tras dejar la estimulación, lo que sugiere que los efectos inducidos por DBS no se limitan solo a la estimulaciónaguda 45. Además, estudios electrofisiológicos recientes demostraron la modulación a nivel de red de la plasticidad sináptica y los patrones de picos tras DBS a largo plazo, incluyendo un aumento de la actividadcerebelosa 15, una mayor entrada excitatoria a neuronas talámicas motoras y una entrada excitatoria más agrupada a M1 corticalM1 46.

Resultados representativos indican un impacto a nivel de red de la estimulación cerebral profunda (DBS), como lo evidenció la normalización de la actividad de los picos en las capas molecular, celular de Purkinje y celular granular de la corteza cerebelosa en hámsters distónicos (Figura 6). El aumento de la actividad de picos observado en el grupo DBS dtsz alcanzó niveles comparables a los controles de tipo salvaje. Esta normalización de la actividad de los picos apoya el potencial terapéutico de la DBS para tratar la distonía. Cabe destacar que el grupo dtsz-Sham mostró valores intermedios de pico en comparación con el grupo WT en todas las capas cerebelosas, lo que sugiere que la implantación de electrodos por sí sola puede influir en la actividad de la red cerebelosa. Esta interpretación es coherente con el efecto clínicamente descrito de la microlesión en la distonía, donde la implantación de electrodos puede mejorar temporalmente los síntomas antes del inicio de laestimulación 47. Aunque el hámster dtsz reproduce características clave de la distonía paroxística generalizada, no refleja completamente la heterogeneidad clínica observada en los síndromes de distonia humana. Por lo tanto, hay que tener precaución al trasladar estos hallazgos a la distonía humana.

Este trabajo aborda desafíos técnicos relacionados con la encapsulación de estimuladores, la cirugía DBS, la preparación de cortes y el análisis a gran escala de datos electrofisiológicos. La combinación de la tecnología HD-MEA basada en CMOS proporciona una plataforma robusta para la investigación in vitro de interacciones neuronales altamentecomplejas 48. Nuestros resultados contribuyen a una comprensión más matizada de la dinámica fisiopatológica subyacente a la distonía, ofreciendo valiosas perspectivas sobre los mecanismos a nivel de red de la terapia DBS. Facilitar un análisis funcional detallado de regiones cerebrales específicas y sus interacciones contribuye a una comprensión más diferenciada de la dinámica fisiopatológica en las redes neuronales distónicas y, por otro lado, proporciona una visión del mecanismo terapéutico de acción de la DBS.

En este estudio, problemas técnicos provocaron un aumento del ruido de fondo y interrumpieron la adquisición estable de señales durante las grabaciones HD-MEA. Los pasos habituales de solución de problemas incluyen abordar las fuentes de ruido, asegurar una puesta a tierra adecuada y mantener un contacto estable entre tejido y electrodo. En casos de altos niveles de ruido o mediciones inestables, primero se debe comprobar la conexión a tierra, las conexiones de cables y los dispositivos eléctricos cercanos. Las burbujas de aire en la matriz de electrodos también pueden afectar el contacto tejido y la estabilidad del registro y deben eliminarse cuidadosamente (Figura 4). Además, debe asegurarse una transmisión de datos estable desde el amplificador al ordenador mediante un cable USB-C a USB-C de alta calidad. Los electrodos con ruido persistente deben excluirse de análisis posteriores. Aunque la grabación de señales extracelulares con HD-MEA permite una alta resolución espacial de la actividad de la red y, junto con la imagen microscópica superpuesta, la asignación a las capas individuales de la corteza cerebelosa, no se puede descartar que la actividad extracelular detectada haya sido generada cruzando axones desde una capa distinta a la asignada. Además, se realizaron análisis estadísticos a nivel de corte, ya que cada corte representaba un registro electrofisiológico independiente bajo condiciones experimentales estandarizadas, aunque algunos cortes se originaron en el mismo animal.

Durante la DBS, pueden surgir más problemas debido a un aflojamiento del electrodo o a un defecto técnico en el estimulador. Para minimizar estos problemas, asegura una fijación adecuada de los electrodos y mantén condiciones de manipulación estériles durante todo el procedimiento. Esto ocurrió en el 5% de todos los ensayos del presente estudio. Para minimizar el aflojamiento de los electrodos, la superficie del cráneo debe secarse antes de fijar el electrodo con adhesivo o cemento dental para mejorar la adhesión y evitar que se deslize. Para garantizar la esterilidad y evitar contaminaciones mecánicas, el estimulador, la punta del electrodo y el hilo monofilamento solo deben manipularse con pinzas o pinzas de hemostasia. Además, los guantes deben desinfectarse con etanol y secarse antes de manipular al animal para minimizar el riesgo de infección. La preparación rápida de las secciones cerebrales cerebelosas es esencial para registros electrofisiológicos de alta calidad. Sin embargo, esto significaba que la posición de los electrodos DBS implantados no podía verificarse a posteriori. En otro estudio que investigó el efecto de diferentes parámetros de estimulación sobre la gravedad de la distonía en el dt sz-Hamster, se utilizaron los mismos electrodos de estimulación y técnicas quirúrgicas. Aquí pudimos confirmar la posición correcta del electrodo en el 94 % de losensayos 37.

En conclusión, este protocolo proporciona una plataforma poderosa para estudiar los mecanismos electrofisiológicos de la DBS y aporta valiosos conocimientos sobre su mecanismo de acción. El hámster dtsz permite de forma única estudios preclínicos sobre los efectos de la DBS pálida sobre el fenotipo distónico, junto con el registro ex vivo de alta resolución de la actividad de la red neuronal. Nuestros resultados apoyan el concepto de implicación cerebelosa en la distonía y destacan la importancia del análisis a nivel de red para comprender y optimizar las terapias de neuromodulación.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este estudio cuenta con el apoyo de la Fundación Alemana de Investigación (DFG) dentro del Centro de Investigación Colaborativa (SFB 1270/1,2 ELAINE 299150580).

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
3% H2O2Caelo15301730
50 ml conical tubeGreiner Bio-OneTubo cónico tipo Falcon
Plato de agar PetriHecho a mano
Unidad de anestesiaBioMedical InstrumentsUniventor 1200
BioCam DupleX3BrainBioCAM DupleXPlataforma CMOS-HD-MEA
Cuchilla (5*)Apollo Herkenrath09-025-056
Brainwave Software 53BrainVersión 5Plataforma CMOS-HD-MEA
Máscara de respiraciónNarishigeGM-4
Flowable Bulk Fill: Compula RefillDentsply Sirona267-0195Para cemento
Pistola dispensadora de cápsulasDentsply Sirona296-0003Para cemento
CarbogenAir LiquideAir Liqiuide (sistema de casa)
Cavity Block GlassAIMAIM40 mm x 40 mm
Pinza (3*)DIEFFENBACH12-1003-04acero inoxidable 4cm
ComputadoraDellPrecission 3431
CorePlateTM 1W 38/603BrainAccura HD-MEAChip CMOS-HD-MEA
Accesorio de taladro (13)FST19007-07Punta: 7mm
Accesorio de taladro (13)FST19007-09Punta: 9mm
Eco wipes - despachador de toallitasDr Schumacher00-915SE001 (1x1)
Eco wipes - rollos de toallitasDr Schumacher00-915SE001 (6x1)
ELASTOSILWackerRT 601 A/B
ElectrodoMicroprobesSNEX-100
EtanolCarl Roth GmbH + Co. KGArt-Nr. T913.3
Excavador (10)HLW Dental-Instruments GermanyS-10.28-6
Pinza (5)FST18025-10Acero inoxidable 10cm
Pinza (6)AesculapBD311R9cm
Pinza (7)FST91100-12Acero inoxidable 12cm
Pinza (8)FST11231-20Acero inoxidable 11cm
Pinza (8*)Karl Hammacher9.160 160Wironit 10,5cm
Pinza (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Pinza (9)FST11200-33Dumoxel 13,5cm
Mesa quirúrgica con calefacción+gas de escape integradoBioMedical InstrumentsBioMedical Instruments
heliobondIvoclar Vivadent42040
Máquina de hieloScotsmanAF 80 AS / WS
Agujas de entrada y salidaBD Microlance1,25 x70mm
Isathal 10mg/gDechraZul.-Nr. 400216.00.00Fucidin
IsofluranoSedana medicalN001254
Filtro de agua Mili-QElgaPURELAB flex 3
Portaagujas (4)FST12501-13Carburo de tungsteno 13cm
OcteniseptSchülke & MayrSolución antiséptica
Filtro de papel (4*)Carl Roth GmbH + Co. KGAP75.1
ParafilmSigma AldrichHS234526C
Ancla de platino3Brain3Brain
Punta retractora (14)FST18200-102.5mm
Electrodo reutilizado (11)MicroprobesSNEX-100Para coordenadas
RingerB. Braun3570030
Tijera (1)FST14078-10Acero inoxidable 10cm
Tijera (2)AesculapBC144R
Tijera (3)FST14058-09Acero inoxidable 9cm
Tijera (9*)FST91401-12Acero inoxidable 12cm
Tornillo (12)Online-Schrauben.deDIN 84 A2 M 1x2
AfeitadoraExactaGT415
Sistema de estimulación STELLA (plataforma modular implantable definida por software)No comercial; desarrollo de la Universidad de Rostockopen source (https://github.com/SFB-ELAINE/STELLA)Estimulador DBS impulsado por batería
Esterilizador 250FST18000-45
EstereotaxicNarishigeModelo SR-AR
Super glueUHU64212
Crema para las lágrimas (Crema nasal de pantenol)Jenapharm5541249
VibratomoLaicaVT12005
Xylocain Gel 2%Aspen Pharma1138060
Barco de pesajeCarl Roth GmbH + Co. KGHYT9.1
BalanzaVoltcraftTS-5000/1
Compuestos utilizados para la preparación de soluciones
Cloruro de calcio (CaCl2)Sigma-Aldrich10043-52-4
D-Glucosa(C6H12O6)Sigma-Aldrich50-99-7
Cloruro de magnesio (MgCl2)Sigma-Aldrich7786-30-3
Cloruro de potasio(KCl)Sigma-Aldrich7447-40-7
Bicarbonato de sodio (NaHCO3)Sigma-Aldrich144-55-8
Cloruro de sodio (NaCl)Sigma-Aldrich7647-14-5

Referencias

  1. Beylergil, S. B., et al. Tremor in cervical dystonia. Dystonia. , (2024).
  2. Stephen, C. D., et al. Dystonias: Clinical recognition and the role of additional diagnostic testing. Semin Neurol. , (2023).
  3. Fung, V. S. C., Jinnah, H. A., Bhatia, K., Vidailhet, M. Assessment of the patient with isolated or combined dystonia: An update on dystonia syndromes. Mov Disord. , (2013).
  4. Klepitskaya, O., Neuwelt, A. J., Nguyen, T., Leehey, M. Primary dystonia misinterpreted as Parkinson disease. Neurol Clin Pract. , (2013).
  5. Drivenes, B., et al. A child with myoclonus-dystonia (DYT11) misdiagnosed as atypical opsoclonus myoclonus syndrome. Eur J Paediatr Neurol. , (2015).
  6. Valeriani, D., Simonyan, K. A. Microstructural neural network biomarker for dystonia diagnosis identified by a DystoniaNet deep learning platform. Proc Natl Acad Sci U S A, , (2020).
  7. Albanese, A., et al. Definition and classification of dystonia. Mov Disord. , (2025).
  8. Balint, B., et al. Dystonia. Nat Rev Dis Primers. , (2018).
  9. Bohne, P., et al. Cerebellar α1D-adrenergic receptors mediate stress-induced dystonia in totteringtg/tg mice. Cell Mol Life Sci. , (2025).
  10. Gwinn-Hardy, K. A., et al. Effect of hormone variations and other factors on symptom severity in women with dystonia. Mayo Clin Proc, , (2000).
  11. Kim, J. E., et al. Cerebellar 5HT-2A receptor mediates stress-induced onset of dystonia. Sci Adv. , (2021).
  12. Vitek, J. L. Pathophysiology of dystonia: A neuronal model. Mov Disord. , (2002).
  13. Rissardo, J. P., et al. Neurobiology of dystonia: Review of genetics, animal models, and neuroimaging. Brain Sci. , (2025).
  14. Bologna, M., Berardelli, A. The cerebellum and dystonia. Handb Clin Neurol. , (2018).
  15. Kragelund, F. S., et al. Network-wide effects of pallidal deep brain stimulation normalised abnormal cerebellar cortical activity in the dystonic animal model. Neurobiol Dis. , (2025).
  16. Löscher, W., Hörstermann, D. Abnormalities in amino acid neurotransmitters in discrete brain regions of genetically dystonic hamsters. J Neurochem. , (1992).
  17. Lüttig, A., et al. Short-term stimulations of the entopeduncular nucleus induce cerebellar changes of c-Fos expression in an animal model of paroxysmal dystonia. Brain Res. , (2024).
  18. Yousef, O., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus internus deep brain stimulation in the treatment of dystonia: A systematic review and meta-analysis of safety and efficacy. J Clin Neurosci. , (2025).
  19. Lin, S., et al. Globus pallidus internus versus subthalamic nucleus deep brain stimulation for isolated dystonia: A 3-year follow-up. Eur J Neurol. , (2023).
  20. Liker, M. A., et al. Stereotactic awake basal ganglia electrophysiological recording and stimulation (SABERS): A novel staged procedure for personalized targeting of deep brain stimulation in pediatric movement and neuropsychiatric disorders. J Child Neurol. , (2024).
  21. Hock, A. N., et al. A randomised double-blind controlled study of deep brain stimulation for dystonia in STN or GPi: A long-term follow-up after up to 15 years. Parkinsonism Relat Disord. , (2022).
  22. Shakkottai, V. G., et al. Current opinions and areas of consensus on the role of the cerebellum in dystonia. Cerebellum. , (2017).
  23. Neychev, V. K., et al. The basal ganglia and cerebellum interact in the expression of dystonic movement. Brain. , (2008).
  24. Fredow, G., Löscher, W. Effects of pharmacological manipulation of GABAergic neurotransmission in a new mutant hamster model of paroxysmal dystonia. Eur J Pharmacol. , (1991).
  25. Löscher, W., et al. The sz mutant hamster: A genetic model of epilepsy or of paroxysmal dystonia? Mov Disord. , (1989).
  26. Richter, A., Löscher, W. Pathophysiology of idiopathic dystonia: Findings from genetic animal models. Prog Neurobiol. , (1998).
  27. Hull, C., Regehr, W. G. The cerebellar cortex. Annu Rev Neurosci. , (2022).
  28. van der Heijden, M. E., Sillitoe, R. V. Interactions between Purkinje cells and granule cells coordinate the development of functional cerebellar circuits. Neuroscience. , (2021).
  29. Emery, B. A., et al. High-resolution CMOS-based biosensor for assessing hippocampal circuit dynamics in experience-dependent plasticity. Biosens Bioelectron. , (2023).
  30. Viswam, V., et al. Impedance spectroscopy and electrophysiological imaging of cells with a high-density CMOS microelectrode array system. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. , (2018).
  31. Imfeld, K., et al. Large-scale, high-resolution data acquisition system for extracellular recording of electrophysiological activity. IEEE Trans Biomed Eng. , (2008).
  32. Berdondini, L., et al. Extracellular recordings from locally dense microelectrode arrays coupled to dissociated cortical cultures. J Neurosci Methods. , (2009).
  33. Busch, M., et al. Species-appropriate housing of laboratory rats. , GV-SOLAS Committee for Laboratory Animal Husbandry. (2019).
  34. Plocksties, F., et al. The software defined implantable modular platform (STELLA) for preclinical deep brain stimulation research in rodents. J Neural Eng. , (2021).
  35. Kragelund, F. S. Illustration of brain sectioning and slicing. , BioRender. (2026).
  36. Schröter, M., et al. Advances in large-scale electrophysiology with high-density microelectrode arrays. Lab Chip. , (2025).
  37. Paap, M., et al. Deep brain stimulation by optimized stimulators in a phenotypic model of dystonia: Effects of different frequencies. Neurobiol Dis. , (2021).
  38. Takada, M., et al. Two separate neuronal populations of the rat subthalamic nucleus project to the basal ganglia and pedunculopontine tegmental region. Brain Res. , (1988).
  39. Filip, P., Lungu, O. V., Bareš, M. Dystonia and the cerebellum: A new field of interest in movement disorders? Clin Neurophysiol. , (2013).
  40. Bostan, A. C., Strick, P. L. The basal ganglia and the cerebellum: Nodes in an integrated network. Nat Rev Neurosci. , (2018).
  41. Bostan, A. C., Dum, R. P., Strick, P. L. The basal ganglia communicate with the cerebellum. Proc Natl Acad Sci U S A, , (2010).
  42. Middleton, F. A., Strick, P. L. Basal ganglia and cerebellar loops: Motor and cognitive circuits. Brain Res Rev. , (2000).
  43. Heerdegen, M., et al. Mechanisms of pallidal deep brain stimulation: Alteration of cortico-striatal synaptic communication in a dystonia animal model. Neurobiol Dis. , (2021).
  44. Pralong, E., et al. Effect of deep brain stimulation of GPI on neuronal activity of the thalamic nucleus ventralis oralis in a dystonic patient. Neurophysiol Clin. , (2003).
  45. Kotyra, M., et al. Effects of longer-term pallidal stimulation on the severity of dystonia in a phenotypic animal model. Exp Neurol. , (2026).
  46. Franz, D., et al. Network-wide modulation of synaptic plasticity and spike patterns in motor circuits after pallidal deep brain stimulation in a dystonia model. Neurobiol Dis. , (2025).
  47. Cersosimo, M. G., et al. Micro lesion effect of the globus pallidus internus and outcome with deep brain stimulation in patients with Parkinson disease and dystonia. Mov Disord. , (2009).
  48. Blotter, M. L., et al. High-quality seizure-like activity from acute brain slices using a complementary metal-oxide-semiconductor high-density microelectrode array system. J Vis Exp. (211), e67065(2024).

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Etiquetas

Modelo de diston aactividad cerebelosaregistros electrofisiol gicosganglios basalesred cerebelosacirug a de DBSc lulas de Purkinjeterapias de neuromodulaci n
Video próximamente

Artículos relacionados