Síntesis verde de nanopartículas de magnesio de plantas nativas neotropicales de la sabana para formulaciones nanofitocosméticas escalables

Resumen

Este trabajo describe un protocolo para la síntesis verde de nanopartículas de magnesio utilizando extracto vegetal de Stryphnodendron adstringens , una especie de la sabana neotropical nativa, seguido de su incorporación y evaluación en una formulación de suero cosmético.

Resumen

Este estudio describe un protocolo para la síntesis verde de nanopartículas basadas en magnesio utilizando extractos de etanol de Stryphnodendron adstringens, una especie vegetal nativa de la sabana neotropical, y su incorporación en formulaciones nanofitocosméticas. El procedimiento incluye la recogida y preparación de material vegetal, seguida de la extracción con etanol, en la que los fitoquímicos actúan como agentes reductores y estabilizadores para los iones de magnesio. Las nanopartículas se sintetizan en condiciones controladas utilizando cloruro de magnesio y extractos vegetales, lo que permite un proceso respetuoso con el medio ambiente sin el uso de agentes reductores tóxicos. Las propiedades de las nanopartículas se caracterizan mediante dispersión dinámica de la luz y microscopía de fuerza atómica para evaluar la distribución de tamaños, la morfología y el comportamiento coloidal. El protocolo describe además la incorporación de las nanopartículas sintetizadas en una formulación de suero cosmético. La estabilidad se evalúa bajo condiciones de almacenamiento controladas mediante el monitoreo de propiedades organolépticas, pH y viscosidad. Este método proporciona un enfoque reproducible y sostenible para producir nanopartículas de magnesio mediadas por plantas y evaluar su aplicación en formulaciones cosméticas.

Introducción

El dominio fitogeográfico del Cerrado, que comprende la mayor formación de sabana neotropical de Sudamérica, representa la región de sabana tropical más biodiversa del mundo. Este ecosistema alberga miles de especies vegetales ricas en metabolitos secundarios como flavonoides, polifenoles, terpenos y ácidos fenólicos, muchos de los cuales muestran actividades documentadas de antioxidantes, antiinflamatorios y fotoprotectores de interés para las industrias cosmética^{y farmacéutica} 1,2,3,4 . Estos fitoquímicos se incorporan ampliamente como ingredientes activos de alto valor en formulaciones cosméticas funcionales. Además de su actividad biológica, los grupos funcionales hidroxilo y carbonilo presentes en muchos polifenoles y flavonoides les permiten actuar como agentes naturales reductores y estabilizadores para los iones metálicos en la solución ^5,6. Esta propiedad química se ha explorado cada vez más en la nanotecnología verde para la síntesis de nanopartículas metálicas, representando una oportunidad prometedora y poco explorada para desarrollar formulaciones cosméticas sostenibles derivadas de la biodiversidad neotropical 2,3,4,5,6.

Tradicionalmente, las nanopartículas (NP) se han producido mediante enfoques de arriba hacia abajo, en los que los materiales a granel se descomponen en partículas de tamaño nano mediante métodos físicos como la ablación láser o el sputtering, y enfoques de abajo hacia arriba, en los que los NPs se construyen a partir de unidades más pequeñas mediante vías químicas o^{biológicas 7}. Aunque los métodos químicos y físicos son efectivos, a menudo dependen de reactivos tóxicos, un alto consumo energético y equipos complejos. Esto ha dado lugar al auge de enfoques de química ecológica, que enfatizan la sostenibilidad, el respeto ecológico y la seguridad en la producción de^{nanomateriales 6}.

Dentro de este marco, la síntesis verde de NPs ha recibido una atención significativa. La capacidad de los fitoquímicos vegetales para actuar simultáneamente como agentes reductores, estabilizadores y tapadores, permitiendo la síntesis eficiente de minerales nucleares de metal y óxidos metálicos, combinada con las limitaciones de los métodos convencionales, que requieren equipos especializados, condiciones extremas y generan residuos tóxicos, justifica el desarrollo de un protocolo de síntesis verde que opere bajo condiciones moderadas, es escalable. y no produce subproductos^peligrosos 6,7,8,9. Entre los NP de óxido metálico explorados mediante esta estrategia, las nanopartículas de magnesio (MgNPs) presentan ventajas significativas sobre las nanopartículas de plata (AgNPs) y las nanopartículas de óxido de zinc (ZnO NPs), ya que los MgNPs no muestran tendencia a la bioacumulación, presentan una citotoxicidad menor en células humanas y son reconocidos por la Administración de Alimentos y Medicamentos de Estados Unidos (FDA) como sustancias generalmente seguras para aplicaciones^{humanas. 11}. Además, se espera que los MgNP sintetizados con extractos vegetales de Cerrado combinen las propiedades antioxidantes y antibacterianas del magnesio con los fitoquímicos bioactivos presentes en el extracto, aumentando así su valor funcional cosmético en comparación con los equivalentes sintetizados^{convencionalmente 10}.

En la industria cosmética, la aplicación de la nanotecnología ha revolucionado el desarrollo de productos al mejorar la entrega, estabilidad y eficacia de los ingredientes activos¹¹. Las NP pueden penetrar más profundamente en la piel, proporcionar una liberación controlada y proteger los compuestos sensibles de la degradación, lo que las hace muy valiosas para formulaciones que tratan el envejecimiento de la piel, la pigmentación, el acné y la protección solar¹⁰. A pesar de estas ventajas documentadas, la síntesis verde de MgNPs utilizando plantas autóctonas de sabanas neotropicales como agentes reductores para aplicaciones cosméticas sigue siendo en gran medida inexplorada y carece de estandarización metodológica, en contraste con lo que se ha reportado ampliamente para plantas de Asia, África y^Europa 11,12,13,14 . La mayoría de los estudios existentes prestan una atención limitada a la incorporación de NPs en formulaciones cosméticas funcionales y a su estabilidad bajo condiciones de almacenamiento^controlado 11,14,15. El protocolo actual ayuda a cubrir esta carencia metodológica integrando, en una única metodología reproducible, la síntesis verde de MgNPs de flora neotropical, su incorporación en un suero facial nanofitosmético y la evaluación integral de su estabilidad fisicoquímica y funcional.

El objetivo general de este protocolo es describir una metodología estandarizada, reproducible y escalable para la síntesis verde de MgNP utilizando astringentes de Stryphnodendron, una planta nativa de las sabanas neotropicales del Cerrado, tanto como agente reductor como estabilizador, aprovechando así sus propiedades bioactivas intrínsecas en una formulación de suero facial. El desarrollo de MgNPs sintetizados a partir de S. adstringens para aplicaciones tópicas en humanos constituye una nanoformulación novedosa actualmente protegida bajo la solicitud de patente brasileña (BR 10, 2025 015416 1). El diseño experimental propuesto representa un enfoque sostenible y biocompatible para la producción de NP, evitando el uso de agentes reductores tóxicos comúnmente empleados en la síntesis convencional de NP, al tiempo que facilita la incorporación de fitoquímicos con potencial actividad biológica. Este protocolo es especialmente adecuado para investigadores que buscan métodos ecológicos para la fabricación de nanopartículas para aplicaciones cosméticas, farmacéuticas o biomédicas, especialmente cuando existen extractos vegetales ricos en flavonoides y polifenoles. Dado que estos compuestos actúan como agentes reductores y estabilizadores naturales, el protocolo puede adaptarse fácilmente a otras especies de plantas con perfiles fitoquímicos comparables, permitiendo su aplicación a flora autóctona de diferentes regiones biogeográficas según la disponibilidad local de material vegetal.

Protocolo

1. Material vegetal

1. Selección y documentación
   1. Selecciona plantas sanas de S. adstringens que crecen en áreas representativas del entorno natural para la recogida de corteza. Registra el lugar de muestreo, la fecha de la recogida, las coordenadas geográficas usando un dispositivo GPS y las condiciones ambientales locales en el momento de la recogida.
   2. Realizar la identificación botánica utilizando literatura taxonómica especializada para especies de sabana neotropical. Confirma la identificación consultando con un taxónomo^{cualificado 17}.
   3. Recoger y separar material vegetal representativo para la documentación del herbario, incluyendo estructuras vegetales y reproductivas (por ejemplo, hojas, flores, frutos y ramas pequeñas).
      NOTA: Recoge el material del herbario por separado de la corteza utilizada para procedimientos experimentales. Prensado y seco el material vegetal utilizando técnicas estándar de herbario, monta ejemplares de valle y deposita en un herbario reconocido para garantizar la trazabilidad.
2. Recogida de corteza
   1. Recoger la corteza del tronco del árbol S. adstringens en las etapas 31–39 de BBCH (Biologische Bundesanstalt, Bundessortenamt y Chemische Industrie), correspondientes a la fase de crecimiento vegetativo descrita en estudios fenológicos^{previos 16,17}.
      NOTA: Almacenar el material recolectado en una bolsa oscura para evitar la degradación de metabolitos secundarios y evitar la degradación de los metabolitos secundarios.
3. Determinación de humedad
   1. Pesa las muestras de corteza usando una balanza analítica. Divide el material en tres réplicas y registra los pesos iniciales.
   2. Coloca las muestras de corteza en un horno a 105 °C. Seca las muestras hasta que alcancen un peso constante.
      NOTA: El peso constante se logra cuando dos mediciones consecutivas difieren en no más de 1 mg, lo que indica la eliminación completa de humedad.
   3. Saca las muestras del horno, déjalas enfriar a temperatura ambiente y registra el peso final. Calcula el contenido de humedad y la materia seca usando las siguientes ecuaciones:
      
      Materia seca (%) = 100 - Humedad (%)
      Donde:
      W1 = peso del contenedor vacío
      W2 = peso del recipiente + muestra antes de secar
      W3 = peso del recipiente + muestra tras el secado

2. Preparación del extracto

NOTA: Todos los procedimientos relacionados con materiales peligrosos se llevaron a cabo conforme a las directrices de seguridad química reconocidas^{internacionalmente 18}.

1. Enjuaga la corteza recién recogida con agua corriente para eliminar la tierra, el polvo y las impurezas superficiales.
2. Coloca las muestras de corteza en un horno a 36 °C durante 72 horas. Muele la corteza seca usando un molino de cuchillos para obtener un polvo fino.
3. Pesa 200 g de corteza en polvo y transfiere a un frasco Erlenmeyer. Añade 1000 mL de etanol al 98%.
   PRECAUCIÓN: El etanol es altamente inflamable. Maneja la mano alejada de las fuentes de encendido y trabaja en un lugar bien ventilado.
4. Sella el matraz y mantenlo a temperatura ambiente durante 72 horas, protegido de la luz. Agita la mezcla una vez cada 24 horas.
5. Filtra el extracto primero a través de una malla metálica y luego a través de algodón usando un embudo para eliminar los restos residuales.

3. Evaluación de la actividad antioxidante

1. Prepare una solución de 100 mM de DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidrazil) en metanol.
   PRECAUCIÓN: El metanol es tóxico y altamente inflamable. Maneja la manga en una campana extractora y lleva el equipo de protección personal adecuado. La DPPH es irritante y puede ser perjudicial si se inhala o ingiere. Evita el contacto directo e inhalar.
   NOTA: Protege la solución de la luz realizando el ensayo en condiciones de poca luz y con precaución con el manejo de metanol y DPPH, siempre con guantes.
2. Diluir el extracto de corteza etanolica de S. adstringens en metanol para obtener concentraciones que oscilan entre el 0,1% y el 5% (v/v). Prepara soluciones de vitamina C a las mismas concentraciones que un control positivo.
3. Dispensar 100 μL de solución DPPH en cada pozo de una placa de 96 pozos.
4. Añade 50 μL de extracto o solución de vitamina C a cada pozo.
   NOTA: Usa DPPH + metanol como control negativo y metanol solo como el blank. Realiza todas las mediciones en cuadruplicación.
5. Incuba la placa durante 30 minutos a temperatura ambiente en la oscuridad.
6. Mide la absorbancia a 515 nm usando un espectrofotómetro.
7. Calcula la actividad de saqueo radical usando la siguiente ecuación:
   
   Donde:
   Control ABS = absorbancia de DPPH + metanol
   Muestra ABS = absorbancia de DPPH + extracto

4. Análisis de viabilidad celular

1. Cultivar fibroblastos dérmicos humanos normales (NHDF) en medio RPMI-1640 suplementado con suero bovino fetal al 10% y 1% penicilina-estreptomicina. Mantener las células a 37 °C con un 5% de CO₂.
2. Semillas de células en placas de 96 pozos a 3 × 10⁴ células por pozo e incubar durante 24 horas.
3. Sustituye el medio por 100 μL de medio fresco y añade 50 μL de solución extractiva. Incuba durante 24 horas.
4. Retira el medio y añade 10 μL de solución MTT a cada pozo. Incubar durante 4 horas para permitir la formación de formazan.
   PRECAUCIÓN: El reactivo MTT es tóxico y debe tratarse con guantes y el equipo de protección adecuado. Evita el contacto visual con la piel.
5. Añade 60 μL de solución de solubilización (HCl en isopropanol) para disolver los cristales.
   PRECAUCIÓN: El ácido clorhídrico es corrosivo y puede causar quemaduras graves. Manipula con el equipo de protección adecuado y trabaja en una campana extractora. El isopropanol es inflamable y debe manipularse lejos de las fuentes de inflamación en un lugar bien ventilado.
6. Mide la absorbancia a 540 nm usando un espectrofotómetro.
   NOTA: Los ensayos de viabilidad celular se realizaron con grupos de control tratados y no tratados, analizando cada condición en pozos cuadruplicados.
7. Calcular la viabilidad celular usando:
   Viabilidad celular (%) = (Extracto de muestra ABS/Control celular ABS) x 100
   Donde:
   Control de células ABS = absorbancia de pozos de control sin tratar que contienen solo células y medio de cultivo.
   Extracto de muestra ABS = absorbancia de pozos que contienen células tratadas con extracto vegetal.

5. Síntesis verde de nanopartículas de magnesio

1. Añade 9890 μL de agua destilada a un tubo de reacción estéril.
2. Añade 100 μL de extracto vegetal.
3. Añadir 10 μL de 1 M MgCl₂ para obtener una concentración final de 10 mM.
   PRECAUCIÓN: El cloruro de magnesio puede causar irritación. Manipula con el equipo de protección adecuado y evita el contacto con los ojos y la piel.
   NOTA: La reacción de base consiste en extracto del 1% (v/v) + 10 mM de MgCl₂ en un volumen total de 10 mL. Para optimizar la formación de NP, la concentración del extracto puede ajustarse manteniendo el volumen final y la concentración de MgCl₂.
4. Mezcla bien para homogeneizar la solución.
5. Incubar a 75 °C durante 18 horas.
   PRECAUCIÓN: Las temperaturas elevadas pueden causar quemaduras. Utiliza el equipo de protección adecuado al manipular muestras calentadas.
   NOTA: Un cambio de color puede indicar la formación de nanopartículas.
6. Deja que la mezcla se enfríe a temperatura ambiente antes de caracterizarla.

6. Caracterización de nanopartículas

1. Dispersión dinámica de la luz (DLS)
   1. Transfiere ~750 μL de suspensión de nanopartículas a una celda de medición.
   2. Coloca la celda en el instrumento y realiza mediciones a 25 °C.
   3. Obtener datos sobre el tamaño de las partículas utilizando un modo de detección adecuado.
   4. Analizar cada muestra en triplicado con cinco subpruebas por medición.
2. Microscopía de fuerza atómica (AFM)
   1. Depositar 10 μL de suspensión de nanopartículas sobre mica recién cortada.
   2. Seca la muestra en un desecador durante 2 horas.
   3. Enjuaga suavemente la lámina de mica tres veces con 20 μL de agua destilada filtrada. Devuelve la muestra al desecador y déjala secar a temperatura ambiente durante 2 horas adicionales.
      NOTA: El enjuague elimina el exceso de sales y mejora la calidad de la imagen.
   4. Configura el microscopio de fuerza atómica realizando la configuración del instrumento y la alineación del láser según las instrucciones del fabricante. Adquirir imágenes superficiales de los NPs con un área de escaneo de 500 × 500 nm.
      NOTA: AFM se utiliza para evaluar cualitativamente la rugosidad superficial y visualizar las características morfológicas de los MgNPs sintetizados a partir de S. adstringens, generando imágenes superficiales tridimensionales de alta resolución.

7. Formulación de nano-fitocosméticos

1. Fase calentada
   1. Pesa 29,7 g de agua purificada, 0,50 g de hidroxietilcelulosa (HEC) y 3 g de glicerina en recipientes separados.
   2. Coloca el agua en un agitador magnético y calienta a 70–75 °C con una suave agitación.
   3. Añade HEC poco a poco al agua caliente mientras remueves para evitar que se formen grumos.
      NOTA: La hidratación puede requerir entre 15 y 30 minutos.
   4. Añade glicerina y mezcla hasta que esté homogéneo.
2. Fase de enfriamiento
   1. En vasos separados, pesa 30 g de agua purificada, 3 g de niacinamida, 33,3 g de MgNPs sintetizados a partir de S. adstringens, 0,3 g de ácido hialurónico de bajo peso molecular y 0,2 g de alcohol bencecílico y ácido deshidroacético para formar la fase de enfriamiento.
   2. Disuelve la niacinamida completamente en agua a temperatura ambiente.
   3. Añade ácido hialurónico y mezcla hasta que quede uniforme.
   4. Añade MgNPs a S. adstringens y mezcla suavemente.
   5. Añade conservante y mezcla.
3. Mezcla
   1. Enfría la fase caliente a ~40 °C.
   2. Añade la fase de enfriamiento lentamente a la fase de calentamiento mientras se remueve.
   3. Mide el pH de la formulación. Para formulaciones séricas que contienen niacinamida, es apropiado un pH objetivo de 5,0–6,5.
      NOTA: La niacinamida es estable entre pH neutro o ligeramente ácido. Utiliza pequeñas cantidades de ácido cítrico o hidróxido de sodio para ajustar el pH si es necesario.

8. Evaluación de estabilidad estética

1. Estabilidad preliminar (12 días)
   1. Prepara cuatro muestras réplicas del sérum cosmético en recipientes sellados.
   2. Someter las muestras a seis ciclos consecutivos de congelación-deshielo. Almacenar las muestras a 50 °C durante 24 horas y luego a −5 °C durante 24 horas, completando un ciclo completo cada 48 horas.
   3. Tras cada ciclo, registra las características organolépticas inspeccionando visualmente la formulación para detectar cambios en apariencia, color, olor y separación de fases.
   4. Mide el pH de las cuatro muestras a temperatura ambiente, utilizando un medidor de pH digital calibrado. Determina la viscosidad usando un viscosímetro rotacional según las instrucciones del fabricante del equipo.
      NOTA: Las variaciones ≤10% son aceptables. Los cambios que superen este umbral pueden indicar inestabilidad en la formulación y deben investigarse más a fondo. Si la formulación pasa el estudio preliminar, se realiza un ensayo acelerado de estabilidad.
2. Estabilidad acelerada (90 días)
   1. Prepara ocho muestras de la formulación cosmética. Almacena cuatro muestras a 50 °C y cuatro a 4 °C.
   2. Evalúa a 0, 1, 7, 15, 30, 60 y 90 días.
   3. Evalúa y registra las características organolépticas inspeccionando visualmente la formulación para detectar cambios en la apariencia, color, olor y separación de fases.
   4. Mide el pH de las muestras a temperatura ambiente utilizando un medidor de pH digital calibrado. Determina la viscosidad usando un viscosímetro rotacional según las instrucciones del fabricante del equipo.
      NOTA: La evaluación de estabilidad se realizó de acuerdo con las directrices establecidas por la Agencia Brasileña de Vigilancia de la Salud¹⁹. En Estados Unidos, las pruebas de estabilidad siguen las recomendaciones de^{la FDA 20}. En la Unión Europea, la evaluación de estabilidad cumple con el Reglamento (CE) nº 1223/2009²¹, que exige la inclusión de un Informe de Seguridad de Productos Cosméticos (CPSR). El Anexo I de esta regulación requiere datos documentados de estabilidad para respaldar la seguridad y la vida útil de la formulación cosmética, con pruebas generalmente realizadas de acuerdo con la directriz armonizada ISO/TR 18811:2018²², "Directrices para pruebas de estabilidad de productos cosméticos".

Resultados

El proceso de secado de la corteza vegetal es un paso crucial para preservar compuestos bioactivos y garantizar su aplicabilidad en las industrias alimentaria, farmacéutica y cosmecéutica. Por el contrario, un secado insuficiente puede provocar un oscurecimiento excesivo, pérdida de aroma, contaminación microbiana y degradación de compuestos bioactivos, comprometiendo así la calidad de la corteza cruda. La Tabla 1 resume los criterios utilizados para distinguir material ...

Discusión

El protocolo presentado aquí describe un flujo de trabajo reproducible para la síntesis verde de MgNPs utilizando extracto de S. adstringens y su incorporación en una formulación de suero nanofitocosmético. Varios pasos son fundamentales para garantizar resultados fiables. En primer lugar, la recogida y documentación del material vegetal debe estar cuidadosamente estandarizada, incluyendo el registro preciso de coordenadas geográficas, condiciones ambientales y etapa fenológica,...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Placas de 96 pozos	Sigma-Aldrich	M0812	Ensayos en celda
Alcohol benzílico y alcohol Ácido deshidroacético	Sigma-Aldrich	1,09,626	Conservante
Tubos de centrifugación (15 mL / 50 mL)	Halcón (Corning)	430766	Manejo de muestras
Ácido cítrico	Sigma-Aldrich	C0759	Ajuste del pH
Incubadora CO2	ThermoFisher Scientific	3110	Incubadora CO2 utilizada para cultivo celular
Material de filtro de algodón	Proveedor local	LH R/260	Filtración
Desecador	merck	BAF424002141	Secado
DPPH (2,2-difenil-1-picrilhidril)	Sigma-Aldrich	D9132	Ensayo antioxidante
Horno de secado	Nova & Eacute; TICA	400/5NDR	Horno para secar material vegetal
Horno fácil	SolidSteel	SSE-85L	Horno utilizado para ensayos de estabilidad estética
Matraces Erlenmeyer 1000 mL	VIDROLABOR	76200B01000	Extracción
Etanol (98%)	Dinamica-Quimica contemporanea	P.10.0051.015.36	Disolvente de extracción
Suero fetal bovino (FBS)	Gibco (Thermo Fisher)	ES-009-C	Suplemento
Congelador	Gelopar	GTPC-575	Congelador utilizado para ensayos de estabilidad
Glicerina	Bottica botanika	TBV084.003904.086	Humectant
Ácido hialurónico (bajo peso molecular)	Bottica botanika	J201220136	Agente hidratante
Ácido clorhídrico (HCl)	Sigma-Aldrich	1,00,317	Solubilización MTT
Hidroxietilcelulosa (HEC)	Bottica botanika	AH230641697	Espesante
Isopropanol	Sigma-Aldrich	100995	Solubilización MTT
Aserradero de cuchillos	7LAB	920Willye 4 veces; 4 cuchillas	Moliendo hojas, raíces, semillas y tubérculos
Cloruro de magnesio (MgCl2)	Sigma-Aldrich	1,01,872	Síntesis de nanopartículas
Agitador magnético y guion; Placa eléctrica	IKA	5030000	Mezcla
Metanol	Sigma-Aldrich	900641	Ensayo DPPH
Láminas de mica	ThermoFisher Scientific	NC9655733	Preparación AFM
Lector de microplacas	ThermoFisher Scientific	Multiskan GO 1510-03581	Lector de microplacas
Reactivo MTT	Sigma-Aldrich	CT01-5	Ensayo de viabilidad celular
Células NHDF	BCRJ	0089	Fibroblastos dérmicos humanos
Niacinamida	Bottica botanika	211847	Principio activo
Horno	Termo Scientific	PR305225M	Secado
Penicilina– Estreptomicina	Gibco (Thermo Fisher)	15140122	Antibiótico
Metro	Digimed	DM-220	Utilizado para la monoturación del pH en ensayos de estabilidad
Pipetas y puntas	Eppendorf	30078551	Manipulación de líquidos
Agua purificada/destilada	Merck (Milli-Q)	ZIX7010T0C	Uso general
Frigorífico	Metalfrio	VB40W	Frigorífico utilizado para ensayos de estabilidad
Viscosímetro rotatorio	Novotest	VISC-5SA	Utilizado para medir la visosidad en ensayos de estabilidad
Medio RPMI-1640	Gibco (Thermo Fisher)	11875093	Cultivo celular
Escala	Ingeniería BEL	HPBG-2285	Báscula para pesar materiales
Microscopio de sonda de barrido	SHIMADZU	SPM-9700HT	AFM, microscopio de sonda de barrido
Hidróxido de sodio (NaOH)	Dinamica-Quimica contemporanea	P.10.0594.024.00	Ajuste del pH
Espectrofotómetro	ThermoFisher Scientific	A51119700C	Absorbancia
Vitamina C (ácido ascórbico)	Sigma-Aldrich	PHR1008	Control positivo
Zetasizer Pro	Malvern Panalytical	Zetasizer Pro	Para dispersión dinámica de luz y tamaño zeta