$$\rightleftharpoonup{xx}$$
$$\longleftharp{xx}$$,
$$\longrightharp{xx}$$,
Declaración ética
Este estudio no involucró directamente a ningún participante humano ni a sujetos animales.
Adquisición de objetivos de BaP
BaP se caracterizaba por integrar datos de múltiples bases de datos. La base de datos PubChem (https://pubchem.ncbi.nlm.nih.gov/) fue consultada usando la palabra clave "Benzo[a]pyrene" para obtener su estructura química y la estructura canónica 2D (cadena SMILES: C1=CC=C2C3=C4C(=CC2=C1)C=CC5=C4C(=CC=C5)C=C3)14. Los posibles objetivos de BaP se recuperaron de las bases de datos ChEMBL (https://www.ebi.ac.uk/chembl/), SEA (https://sea.bkslab.org/) y PharmMapper (http://lilab-ecust.cn/pharmmapper)15, 16 y 17. Todos los objetivos previstos se restringieron al proteoma de Homo sapiens. La lista completa de objetivos BaP predichos (n = 474) se proporciona en la Tabla Suplementaria S1. El flujo de trabajo analítico completo se representa esquemáticamente en la Figura 1.

Figura 1. Diagrama de flujo del análisis de conjuntos de datos en este artículo, que ilustra el flujo de trabajo general incluyendo adquisición de datos, preprocesamiento, análisis de expresiones diferenciales, construcción de redes y pasos de validación. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Adquisición de objetivos relacionados con la AR
En este estudio, se adquirieron cinco conjuntos de datos de ARA de la base de datos Omnibus de Expresión Génica (GEO) del NCBI (https://www.ncbi.nlm.nih.gov/gds/) utilizando las palabras clave "Artritis reumatoide" y "Homo sapiens"18. Basándose en el tamaño del conjunto de datos y el diseño experimental, GSE77298 (RA: 16 muestras; Control: 7 muestras), GSE1919 (RA: 5 muestras; Control: 5 muestras), y GSE55235 (RA: 10 muestras; Control: 10 muestras) formaron el conjunto de entrenamiento para identificar genes expresados diferencialmente (DEGs), mientras que GSE12021 (RA: 24 muestras; Control: 13 muestras) y GSE55457 (RA: 13 muestras; Control: 10 muestras) sirvieron como conjunto de validación. Más detalles sobre estos conjuntos de datos, como plataformas, muestras y series GSE, pueden encontrarse en la Tabla 1.
Los datos se estandarizaron utilizando la herramienta online GEO2R, generando matrices de expresión transformadas en log2 para análisis posteriores. Para eliminar interferencias de diferentes lotes experimentales, se corrigieron sesgos sistemáticos entre conjuntos de datos utilizando la función ComBat del paquete SVA basada en un marco empírico paramétrico de Bayes. Posteriormente, se utilizó el Análisis de Componentes Principales (PCA) para verificar el efecto de corrección, mostrando una mejora significativa en el agrupamiento entre lotes de muestras y, por tanto, la eliminación efectiva de los efectos por lotes. La matriz de datos fusionada y corregida se utilizó para el análisis diferencial posterior.
| Serie GSE | Muestras | Andén | Grupo |
| GSE77298 | 16 controles RA y 7 | GPL570 | Cohorte de formación |
| GSE1919 | 5 RA y 5 controles | GPL91 | Cohorte de formación |
| GSE55235 | 10 RA y 10 controles | GPL96 | Cohorte de formación |
| GSE12021 | 24 controles RA y 13 | GPL96 | Cohorte de validación |
| GSE55457 | 13 controles RA y 10 | GPL9 | Cohorte de validación |
Tabla 1: Resumen de los cinco conjuntos de datos GEO utilizados en este estudio.
La tabla proporciona el número de acceso GEO (serie GSE), la composición muestral (número de pacientes con artritis reumatoide y controles sanos), el identificador de plataforma (GPL) para cada conjunto de datos y la asignación a la cohorte de formación o a la cohorte de validación.
Análisis ponderado de la red de coexpresión génica (WGCNA)
Se utilizó WGCNA para evaluar las características de la red de coexpresións de los DEGs asociados con laAR 19. Basándose en la matriz de expresión corregida por efecto de lotes, se realizó primero el preprocesamiento de datos: se eliminaron genes de baja varianza con desviación estándar inferior a 0,5, mientras que la calidad de la muestra y el gen se evaluaron utilizando una función para evaluar buenas muestras y genes. Posteriormente, se aplicó agrupamiento jerárquico para identificar y eliminar muestras atípicas. Para construir una red ponderada de coexpresiones, se empleó una función para la evaluación sistemática de valores de potencia de umbral suave para evaluar sistemáticamente valores de potencia de umbral suave que van de 1 a 20. Se seleccionó Power = 12 como umbral blando óptimo (topología libre de escala, índice de ajuste R2 = 0,90), asegurando que la topología de la red cumpliera con un criterio libre de escala. A partir de este valor de potencia, se construyó una matriz de adyacencia y se calculó la matriz de solapamiento topológico (TOM). Los genes se agrupaban jerárquicamente y se utilizaba un algoritmo dinámico de corte de árboles para identificar los módulos génicos iniciales. Posteriormente, módulos similares se fusionaron mediante la agrupación de los eigengenes de módulos, dando lugar a una red robusta de módulos génicos. Todos los análisis se realizaron con un paquete R dedicado para el análisis ponderado de redes de coexpresión, con el fin de asegurar la fiabilidad y reproducibilidad de la construcción de la red. Se realizó un análisis de la intersección entre los genes central de DEGs/WGCNA y los objetivos predichos de BaP para identificar objetivos centrales de BaP asociados a la patogénesis de AR, que se visualizaron mediante el software de diagrama de Venn.
Identificación de objetivos asociados a BaP asociados con la patogénesis de la AR
El análisis de intersección se realizó utilizando un paquete R para diagramas de Venn para identificar objetivos de BaP que se solapan con la patogénesis de AR. Estos se importaron a la base de datos STRING para construir una red de interacción proteína-proteína (PPI), con la especie configurada en "Homo sapiens" y la puntuación de confianza en interacción en > 0,7 para asegurar una alta fiabilidad de la red20. Este umbral se seleccionó porque corresponde a un nivel de "alta confianza" en la base de datos STRING, que equilibra la retención de interacciones biológicamente relevantes mientras minimiza los falsos positivos típicamente asociados a puntuaciones de confianza más bajas. Un corte de > 0,7 ha sido ampliamente adoptado en estudios de toxicología en redes para priorizar asociaciones proteicas robustas y reproducibles. El archivo TSV resultante se descargaba de la base de datos de interacción proteína-proteína (STRING) e importaba al software de visualización de red (Cytoscape) para la visualización de la red. Las proteínas centrales de la red se identificaron basándose en los resultados de clasificación generados por el algoritmo Degree en el plugin CytoHubba y se utilizaron para análisis posteriores.
Análisis de enriquecimiento KEGG y GO
Las abreviaturas de los genes asociados tanto con la modulación BaP como con la patogénesis de la AR se convirtieron en identificadores de Entrez usando el "org. Paquete de anotación Hs.eg.db" en R. Posteriormente, se realizó un análisis de enriquecimiento de vías KEGG utilizando la herramienta clusterProfer, con el umbral de significación fijado en 0,05. Mientras tanto, la anotación funcional GO abarcaba las tres principales categorías de GO: Proceso Biológico (BP), Componente Celular (CC) y Función Molecular (MF), y se realizaba utilizando la función enrichGO, con cortes tanto de valores P como de valor q establecidos en 0,05. Cabe señalar que no se aplicó corrección mediante múltiples pruebas, ya que el objetivo principal de este análisis exploratorio era maximizar el descubrimiento de posibles vías biológicas relevantes y términos funcionales, generando así un conjunto más amplio de hipótesis comprobables para futuras validaciones experimentales. Finalmente, los resultados del análisis de enriquecimiento se mostraron gráficamente usando las funciones de gráfico de barras y puntos del paquete enrichplot.
Validación basada en aprendizaje automático de genes centrales
Para evaluar la capacidad predictiva de los genes centrales asociados con BaP y AR, y mantener la transparencia del modelo, implementamos un flujo de trabajo sistemático de aprendizaje automático. Utilizando los perfiles de expresión de los genes centrales seleccionados, se construyeron modelos predictivos con 11 algoritmos de aprendizaje automático distintos: regresión de lazo (LR), Máquina de Vectores de Soporte (SVM), Bosque Aleatorio (RF), glmBoost, Modelo Lineal Generalizado Escalón (GLM), regresión de crestas, red elástica (Enet), Máquina de Aumento de Gradiente (GBM), Análisis Discriminante Lineal (LDA), Aumento de Gradiente EXtreme (XGBoost) y Bayes naïve. Los hiperparámetros se optimizaron mediante una validación cruzada de cinco vías, utilizando muestreo estratificado para dividir los datos en conjuntos de entrenamiento y validación interna. Se utilizó una semilla aleatoria fija (set.seed(123)) a lo largo del flujo de trabajo de aprendizaje automático para garantizar la reproducibilidad de la división de datos, los pliegues de validación cruzada y el entrenamiento de modelos. Los hiperparámetros clave para cada algoritmo se proporcionan en la Tabla Suplementaria S2. El rendimiento del modelo se evaluó utilizando múltiples métricas, incluyendo área bajo la curva (AUC), precisión y puntuación F1. Para abordar las limitaciones inherentes a los enfoques de modelo único, aplicamos una estrategia de ensamble apilado que integró predicciones de los modelos base con mejor rendimiento. Reconociendo la naturaleza de "caja negra" de muchos modelos de aprendizaje automático, empleamos el algoritmo SHapley Aditivive ExPlanations (SHAP) para cuantificar la contribución de cada gen a las predicciones. La magnitud y dirección de los valores de SHAP se utilizaron para interpretar la importancia génica en las decisiones de clasificación, mejorando así la interpretabilidad de los resultados del modelo.
Acoplamiento molecular de BaP con objetivos centrales
Para investigar las características de unión entre BaP y los productos génicos centrales, se realizaron simulaciones de acoplamiento molecular. La estructura tridimensional de BaP (ligando) se obtuvo en formato SDF a partir de la base de datos PubChem. Las estructuras proteicas correspondientes a los objetivos centrales se recuperaron del Banco de Datos de Proteínas (https://www.rcsb.org/) RCSB en formato PDB, seleccionadas según sus identificadores UniProt, con preferencia por estructuras que contienen ligandos cocristalizados o coordenadas de alta resolución. Antes del acoplamiento, la preparación de proteínas se realizó usando PyMol, durante la cual se eliminaron moléculas de agua, ligandos cocristalizados y componentes no proteicos como iones para evitarinterferencias 21. Para proteínas con ligandos cocristalizados en sus estructuras originales de PDB, el centro del sitio activo se definió usando las coordenadas atómicas del ligando unido. Para proteínas sin ligandos cocristalizados, el centro del sitio activo se determinó en función de las coordenadas de residuos clave que la literatura reporta como críticos para la actividad catalítica o la unión a inhibidores. La cuadrícula de acoplamiento estaba centrada en las coordenadas definidas del sitio activo, con una caja cúbica de dimensiones de 25 × 25 × 25 Å aplicada a cada objetivo. Este tamaño estándar de caja de 25 Å garantiza una cobertura completa de cada sitio activo con margen suficiente para el muestreo de ligandos, evitando al mismo tiempo un coste computacional excesivo. Todos los cálculos de acoplamiento se ejecutaban con AutoDock Vina (versión 1.2.5). Se seleccionó la conformación que presentaba la puntuación de Vina más favorable como modo de enlace representativo, y se registró la energía de enlace correspondiente. Se generaron poses de unión tridimensional usando PyMol (versión 2.5.7), y se produjeron diagramas de interacción bidimensional usando Discovery Studio (versión 2021) para visualizar interacciones clave, incluyendo enlaces de hidrógeno y contactos hidrofóbicos.
Simulación de dinámica molecular
Se realizaron simulaciones de dinámica molecular con Gromacs 2025.3, utilizando los complejos derivados del acoplamiento como estructuras iniciales. Los átomos de la proteína se modelaron con el campo de fuerza AMBER14SB, y las moléculas de agua se representaron usando el modelo TIP3P. Cada complejo proteína-ligando se solvía en una caja cúbica de agua, con una distancia mínima de 1 nm entre la superficie de la proteína y el límite de la caja. Se añadieron iones de sodio o cloruro según fuera necesario para lograr la electroneutralidad del sistema. Se realizó una minimización inicial de energía utilizando una combinación de algoritmos de descenso más pronunciado y gradiente conjugado, cada uno con hasta 10.000 escalones. Las interacciones electrostáticas de largo alcance se calcularon mediante el método Particle-Mesh Ewald (PME), mientras que se aplicó una distancia de corte de 1,0 nm tanto a van der Waals como a interacciones electrostáticas de corto alcance. Tras la minimización de energía, los sistemas se equilibraron gradualmente bajo condiciones NVT (volumen y temperatura constantes) y NPT (presión y temperatura constantes). A continuación, se realizaron tiradas de producción de 100 ns bajo temperatura y presión constantes, con un paso de tiempo de 0,002 ps (2 fs) y un total de 50.000.000 de pasos. Cada simulación se realizó una vez (sin replicaciones), ya que el objetivo principal era evaluar la estabilidad de los complejos de unión bajo condiciones estándar. La temperatura se mantenía mediante el termostato V-rescale y la presión se controlaba con el barostato de Parrinello–Rahman. Durante toda la simulación, se aplicó consistentemente un corte de 1,0 nm para las interacciones no enlazadas. Para evaluar la estabilidad y flexibilidad estructural, calculamos la desviación cuadrática media (RMSD) de las posiciones atómicas, la fluctuación cuadrática media (RMSF) por residuo, el radio de giro (Rg) como medida de la compacidad estructural y la superficie accesible al disolvente (SASA). Todos los gráficos se generaron usando QtGrace.