Se describe un modelo de herida cutánea de rata que permite la evaluación de diversos agentes terapéuticos bajo condiciones fisiológicas o patológicas a lo largo de las distintas etapas del proceso de curación. Además, se detalla un protocolo para realizar planimetría manual que monitorize la tasa de contracción de la herida durante la reparación tisular.
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Artículo de método
Un modelo de herida cutánea quirúrgica de rata: un enfoque para estudios de cicatrización de heridas y evaluación de biomateriales
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Resumen
Resumen
La cicatrización de heridas cutáneas es un proceso biológico complejo que implica fases coordinadas de inflamación, proliferación y remodelación. Dada la necesidad de comprender mejor los mecanismos subyacentes de la cicatrización de heridas, se utilizan ampliamente modelos animales de heridas excisionales para profundizar en el conocimiento de este proceso y facilitar el desarrollo de nuevos enfoques terapéuticos. En estos modelos, la inducción de heridas cutáneas mediante biopsias por punzón se emplea con frecuencia, ya que produce lesiones estandarizadas. Sin embargo, esta técnica restringe la lesión a una forma circular, que puede no ser adecuada para algunos objetivos experimentales. En este contexto, se presenta un protocolo quirúrgico sencillo y reproducible para inducir heridas cutáneas excisionales de espesor completo en ratas, utilizando un modelo estandarizado de cuadrado en el flanco. Esta metodología permite la creación de lesiones de diferentes tamaños y geometrías, proporcionando mayor flexibilidad experimental adaptada a los objetivos específicos de cada estudio y facilitando el seguimiento del proceso de curación bajo condiciones fisiológicas o patológicas. Además, se describe un método para monitorizar la tasa de contracción de la herida mediante planimetría manual. Aunque la ejecución de este protocolo requiere atención al detalle y competencia técnica, no se requieren habilidades quirúrgicas avanzadas.
Introducción
La cicatrización cutánea de heridas cutáneas es un proceso biológico complejo y orquestado que comprende múltiples eventos coordinados destinados a restaurar la integridad tisular. Este fenómeno progresa a través de fases distintas pero superpuestas, que incluyen hemostasia e inflamación, proliferación yremodelación. La fase inflamatoria comienza minutos después de la formación de la herida, alcanza su pico entre las 24 y 48 horas después de la lesión e implica el reclutamiento de células inmunitarias y la liberación de mediadores inflamatorios. La fase proliferativa se caracteriza por la reepitelización y la formación de tejido de granulación, que comienza entre 4 y 5 días después de la lesión y puede durar semanas. Finalmente, la herida entra en la fase de remodelación, que comienza en la tercera semana tras la lesión y puede extenderse durante meses o años, caracterizándose por la reorganizacióntisular 2. Cuando la curación no avanza con normalidad, puede resultar en una herida crónica, lo que supone una carga significativa tanto para el paciente como para el sistemasanitario, subrayando la necesidad de desarrollar enfoques terapéuticos novedosos.
La creación de una herida excisional mediante la extracción quirúrgica de todas las capas cutáneas (epidermis, dermis y tejido subcutáneo) del animal permite investigar la inflamación, la formación de tejido de granulación, la re-epitelización, la angiogénesis y el proceso deremodelación. En las últimas décadas, la adopción de modelos de cicatrización de heridas ha permitido numerosos descubrimientos, ampliando el conocimiento y la comprensión de los eventos moleculares y celulares que facilitan esteproceso 5. Los modelos in vivo siguen siendo las herramientas más predictivas para estudiar la reparación de heridas humanas, ya que representan con mayor precisión el microambiente completo de curación debido a la presencia de múltiples tipos celulares, señales ambientales e interacciones paracrinas6. En este contexto, las ratas y ratones son ampliamente utilizados debido a su facilidad de manejo ymantenimiento 4.
En estos modelos, las biopsias por punzón se utilizan frecuentemente para inducir heridas quirúrgicas porque proporcionan excisiones estandarizadas. En consecuencia, la mayoría de los modelos experimentales descritos en la literatura se basan en el establecimiento de lesiones circulares7—12. Aunque este enfoque es ampliamente aceptado, el uso de geometrías alternativas puede diversificar los enfoques metodológicos disponibles para estudios de cicatrización de heridas. En este sentido, crear heridas con un bisturí permite generar lesiones de tamaños variados y en formas definidas fuera del patrón circular estándar usado en biopsiasde punzón 13,14,15,16,17,18. Además, estudios comparativos en modelos animales han demostrado que las incisiones del bisturí causan menos daño tisular inicial en comparación con otrastécnicas 19.
Este protocolo describe una metodología quirúrgica alternativa para inducir heridas cutáneas excisionales de espesor completo en ratas, utilizando un modelo de lesión cuadrada en el flanco. El enfoque presentado facilita la estandarización del área de la lesión y el seguimiento del proceso de reparación tisular. Además, es aplicable a estudios que buscan evaluar los efectos de diferentes estrategias terapéuticas y biomateriales a lo largo de las distintas etapas de la cicatrización cutánea bajo condiciones fisiológicas o patológicas.
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Protocolo
Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité de Ética sobre el Uso de Animales (CEUA) de la Universidade Estadual de Santa Cruz (UESC). Las ratas wistar (Rattus norvegicus) se obtuvieron del Laboratorio de Cría, Mantenimiento y Experimentación Animal (LaBIO)/Instalación Animal de la UESC, bajo el protocolo CEUA/UESC nº 010/25. Todos los procedimientos con animales se llevaron a cabo de acuerdo con la Guía del NIH para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y cumplieron con las directrices institucionales para el bienestar animal y el uso ético. El diseño general del protocolo experimental se muestra en la Figura 1, y los materiales y equipos utilizados en este protocolo se detallan en la Tabla de Materiales disponible como material complementario.
Figura 1: Diseño experimental del protocolo de inducción cutánea de heridas en modelos de rata. (A) Tras la sedación animal, afeitar la región experimental; (B) inducir anestesia en una cámara con isoflurano y, tras perder los reflejos, mantener un plano anestésico adecuado mediante una mascarilla facial; (C) realizar antisepsis de la zona afeitada, delimitar las dimensiones de la lesión con un calibrador y crear la herida quirúrgica usando un bisturí estéril; (D) proteger la lesión con un apósito transparente y realizar planimetría manual usando el papel adhesivo de respaldo; (E) administrar analgesia postoperatoria con cloruro de tramadol cada 12 horas durante 3 días; (F) aplicar el tratamiento experimental 24 horas después de la inducción de la herida; (G) realizar la eutanasia en el momento experimental previamente establecido y proceder con la recogida de muestras y los trazos planimétricos para análisis posteriores. Esta figura fue creada por los autores junto con BioRender. Galvão, M. (2026) https://BioRender.com/jsiygmf. Está adjunta la licencia de publicación. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
1. Animales y manejo
- Utiliza ratas Wistar machos adultas de entre 2 y 3 meses.
- El día antes de la intervención quirúrgica, asegúrate de que las jaulas estén limpias y desinfectadas, y etiquétalas según los grupos experimentales.
- El día de la cirugía, pesa cada animal con una báscula digital y registra los valores.
- Distribuir aleatoriamente los animales en jaulas previamente desinfectadas y etiquetadas, respetando la capacidad de alojamiento para garantizar el bienestar animal.
- Utilizando un rotulador permanente de punta fina, identifica cada animal de la cola según su grupo experimental y número, asegurando la trazabilidad durante todo el experimento.
NOTA: También pueden utilizarse animales hembras en este protocolo, dependiendo de la disponibilidad animal en la instalación institucional y de los objetivos específicos del estudio. Se recomienda la identificación alfanumérica de los animales, con la letra indicando el grupo experimental y el número indicando el animal. por ejemplo, A1 se refiere al grupo A, animal 1.
2. Procedimiento prequirúrgico
- Sedación
- Preparar con antelación: algodón, 70% etanol, una jeringuilla hipodérmica de 1 mL con aguja por animal, sulfato de morfina (10 mg/mL) y preparar la cámara de CO₂.
- Realizar antisepsis en la región abdominal del animal usando un 70% de etanol y algodón. Como medicación preanestésica, administra sulfato de morfina a una dosis de 5 mg/kg (10 mg/mL) intraperitonealmente en el cuadrante inferior derecho del abdomen.
- Diez minutos después de administrar la medicación preanestésica, coloque al animal en la cámara de CO₂.
PRECAUCIÓN: El sulfato de morfina, las agujas, los sistemas de exposición a CO₂ y el etanol al 70% deben ser manipulados exclusivamente por personal capacitado que utilice el equipo de protección individual (EPP) adecuado, incluyendo guantes, bata de laboratorio y gafas de protección. Las agujas y jeringuillas deben desecharse en recipientes aprobados para objetos punzantes, mientras que los residuos químicos y biológicos deben eliminarse conforme a las normativas institucionales de bioseguridad y residuos peligrosos.
NOTA: Durante el periodo de espera de 10 minutos, realice el procedimiento anestésico en la cámara de CO₂ y prepare la zona de la herida.
- Procedimiento anestésico
- Prepárense con antelación: anestésico de inhalación de isoflurano 4 V% (porcentaje de volumen), cámara de CO₂ y 1 manta térmica.
- Inducir anestesia con isoflurano a una concentración del 4 V% en una cámara de CO₂.
- Tras la pérdida de reflejos del animal, transfiere al animal de la cámara de CO₂ a la mascarilla facial.
- Mantener la anestesia animal con isoflurano al 2 V% o la concentración necesaria para mantenerlo en un plano anestésico quirúrgico adecuado, con un flujo de gas fresco de 50 mL/min.
- Durante todo el procedimiento, mantén la temperatura corporal del animal usando una manta térmica.
NOTA: Se considera que se logra un plano anestésico quirúrgico adecuado cuando el animal muestra ausencia de respuestas reflejas, incluyendo la ausencia de reacción de retirada a la estimulación mecánica interdigital, junto con movimientos respiratorios regulares y ausencia de movimientos voluntarios del cuerpo durante todo el procedimiento.
PRECAUCIÓN: El isoflurano es un anestésico volátil que supone un riesgo de exposición por inhalación. Por ello, se recomienda encarecidamente su administración mediante un sistema de anestesia con ventilación adecuada por los extractores. Además, los operadores deben llevar EPI, incluyendo batas, guantes, mascarillas y gorras. Es necesario un seguimiento continuo del plano anestésico y de la temperatura corporal durante todo el procedimiento. Los materiales anestésicos residuales y los desechables contaminados deben ser desechados conforme a las normativas institucionales sobre residuos químicos y biológicos.
- Preparación del sitio de la herida
- Prepara con antelación: esponjas de gasa, cuchilla de acero inoxidable, 70% etanol y 10% povidona-yodo o 0,2% clorhexidina acuosa.
- Aplica una esponja de gasa y jabón en la zona del flanco izquierdo del animal.
- En la camilla quirúrgica, coloca al animal en el decúbito lateral derecho.
- Afeita el flanco izquierdo usando una hoja de acero inoxidable o una maquinadora eléctrica.
- Realizar una antisepsis prequirúrgica de la zona afeitada con una esponja de gasa y un 70% de etanol (tres veces), seguida de una esponja de gasa y un 10% de povidona-yodo o 0,2% de clorhexidina acuosa (tres veces).
PRECAUCIÓN: Los objetos punzantes deben manipularse con cuidado y desecharse en recipientes rígidos apropiados tras su uso. Además, los productos químicos descritos deben manejarse utilizando el equipo de protección personal recomendado y evitando el contacto con los ojos y las mucosas. Las cuchillas usadas deben desecharse en recipientes aprobados para objetos punzantes, mientras que las gasas contaminadas, los residuos antisépticos y los materiales biológicos deben eliminarse conforme a las normativas institucionales de bioseguridad y residuos peligrosos.
3. Inducción de heridas cutáneas
- Prepara con antelación: 1 calibrador, 1 rotulador permanente de punta fina, gasa e instrumentos quirúrgicos estériles (bisturí nº 23, tijeras Mayo y pinzas anatómicas)
- Con el calibrador y el rotulador permanente, delimita cuatro puntos equidistantes en la piel, delineando un cuadrado de 1 x 1 cm.
- Crea la herida quirúrgica eliminando completamente la piel dentro de la zona demarcada utilizando una hoja de bisturí estéril nº 23, tijeras Mayo y pinzas anatómicas estériles, exponiendo el tejido subcutáneo y la musculatura subyacente.
- Realiza la hemostasia en el lugar usando gasas estériles, aplicando una presión suave directamente sobre la herida hasta que cese el sangrado.
PRECAUCIÓN: La sangre y los tejidos deben considerarse residuos biológicos potencialmente infecciosos. Siguiendo el procedimiento, asegúrese de que la correcta eliminación cumpla con las normas de bioseguridad institucional.
NOTA: Asegúrese de que se apliquen las técnicas asépticas adecuadas durante todo el procedimiento de inducción de heridas. Obligatorio para el personal son el equipo de protección personal (EPP), que incluye una redecilla para el pelo, guantes, mascarilla y bata de laboratorio, así como el uso de instrumentos quirúrgicos estériles.
4. Planimetría manual de la zona de la herida
- Prepara con antelación: película transparente, hoja de papel blanca (8,5 × 11 pulgadas), rotulador permanente de punta fina y cinta adhesiva transparente.
- Corta rectángulos del apósito transparente de película con dimensiones de 5 x 3,5 cm y cubre toda la herida.
- En una hoja de papel blanco, identifica el grupo (por ejemplo, Grupo A), el animal (por ejemplo, A1, A2, A3, A4) y el día de la recolección de planimetría de heridas. Asignar D0 a la planimetría obtenida el día de la inducción de la herida y DX a las planimetrías recogidas el día correspondiente de la eutanasia (por ejemplo, D3, D7, D14, D21).
- Utiliza el apósito transparente para registrar la zona de la herida y transfierela al papel de carta. Para ello, coloca la película sobre la herida y, usando un rotulador permanente de punta fina, realiza planimetría manual trazando todo el contorno de la herida.
- Utilizando cinta adhesiva transparente, fije la planimetría obtenida a una hoja de letra según su identificación respectiva (grupo/animal/día). Las planimetrías se utilizarán para monitorizar la zona de la herida y determinar la velocidad de contracción durante todo el experimento.
NOTA: Se recomienda el uso de apósitos para evitar peleas entre animales, lamer en exceso la zona lesionada y canibalismo, que podría agravar las heridas o dificultar la curación. D0 corresponde al día de la inducción de la herida (línea base). Los puntos temporales D3, D7, D14 y D21 indican los días posteriores a la inducción (3º, 7º, 14º y 21º) en los que se realiza la eutanasia y la recolección de planimetría animal, permitiendo el seguimiento de las fases de curación durante los periodos inflamatorios, proliferativos y de remodelación.
5. Atención inmediata postoperatoria
- Prepara el clorhidrato de tramadol con antelación y reserva una jeringuilla hipodérmica estéril de 1 mL con una aguja para cada animal, asegurando condiciones asépticas estrictas. Además, prepara vendas de crepé y cinta médica para proteger las heridas.
- Iniciar la analgesia con 5 mg/kg de tramadol cloruro (50 mg/mL) por vía subcutánea cada 12 horas y mantenerla durante 3 días.
- Envuelva la zona de la herida quirúrgica con una venda de crepe y fijala con cinta médica para proteger la zona de la herida.
- Coloca a la rata en una jaula individual y vigílala para asegurar la recuperación tras la anestesia y la cirugía.
- Tras recuperarse, devuelva al animal a su jaula correspondiente.
6. Tratamiento
- Tras 24 horas de inducción de la herida, iniciar los tratamientos experimentales deseados, cambiando los apósitos diariamente.
NOTA: La duración del tratamiento dependerá de cada protocolo experimental específico.
7. Eutanasia
- Realizar la eutanasia en la muestra designada de cada grupo según el protocolo aprobado por el comité de ética animal.
- Tras la confirmación de la muerte, realiza planimetría manual de la herida según se describe en el paso 4.
NOTA: En este estudio, la eutanasia se indujo mediante la decapitación utilizando un dispositivo guillotina adecuado para roedores, realizado por personal cualificado en estricta conformidad con las directrices éticas institucionales y de bienestar animal. La muerte se confirmó por la ausencia de movimientos respiratorios, latidos cardíacos y respuestas reflejas tras el procedimiento.
8. Medición del área de la lesión
- Se requiere un software de análisis de imágenes para evaluar la zona de la lesión. Además, se requiere planimetría manual de heridas y una regla milímetro para la medición y monitorización de la herida.
- Descarga el software de análisis de imágenes elegido y crea una cuenta, si es necesario, para acceder a la plataforma.
- Antes de comenzar el análisis, selecciona dos puntos fijos (por ejemplo, A y B) en la imagen de planimetría y, usando la regla milimétrica, mide la distancia entre estos puntos y registra el valor obtenido por separado (Figura 2, paso A).
- Fotografía las planimetrías previamente delimitadas con los puntos mencionados. Guarda los archivos con su respectiva identificación de grupo experimental (Figura 2, paso B).
- Abre la plataforma de análisis de imágenes e inicia una evaluación del área de la herida.
- Con la imagen abierta en el software, utiliza el cursor o la pantalla táctil del smartphone para marcar nuevos puntos, superponiéndolos sobre los ya creados, identificándolos como regiones A y B (Figura 2, paso B).
- El programa establecerá automáticamente una línea entre los puntos A y B y solicitará la medición, en milímetros o centímetros, obtenida con la regla. Introduce esta medición en el software y luego haz clic en "medir".
- El programa detectará automáticamente el área de la herida y proporcionará datos sobre la longitud, ancho, perímetro, área y profundidad de la herida. En planimetría, la información de "profundidad" no estará disponible (Figura 2, paso C).
- Guarda las imágenes con los análisis generados y expórtalas a la ubicación deseada.
NOTA: La evaluación del área de la herida descrita en este protocolo se realizó utilizando el software de análisis de imágenes comercialmente disponible que aparece en la Tabla de Materiales. Sin embargo, también pueden utilizarse plataformas equivalentes de análisis de imágenes capaces de medir heridas y planimetría digital, según la preferencia del usuario y la disponibilidad institucional. Si el software no detecta automáticamente la imagen de planimetría, o si el contorno difiere de lo que se observa visualmente en la planimetría, se recomienda reforzar el contorno para facilitar el reconocimiento del área por parte del software. Esto se puede lograr utilizando un color contrastante (por ejemplo, rojo) y aplicando textura a la región externa sobre un área aproximada de 4cm 2. Las fotografías de los trazados de planimetría pueden subirse directamente desde la galería del dispositivo o capturarse con la cámara para su posterior análisis de software.
Figura 2: Medición del área de la lesión usando ImitoWound. (A) En la planimetría manual, marque dos puntos (A y B) y mida la distancia (x) entre ellos usando una regla milimétrica; (B) sube la imagen de la lesión al software y demarca los mismos puntos previamente definidos (A y B), superponiéndolos sobre los originales; introduzca la medición previamente recogida (x) para la calibración de la escala; (C) solicitar al software que proceda con la medición del área de la lesión; Espera mientras el valor del área se calcula automáticamente y se proporciona por el sistema. Esta figura fue creada por los autores junto con BioRender. Lessa da Silva, M. (2026) https://BioRender.com/dzko62t. Está adjunta la licencia de publicación. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
9. Determinación de la velocidad de contracción de la herida
- Tras determinar el área de la herida en los puntos temporales evaluados, utiliza los datos para calcular la tasa de contracciónde la herida 20 usando la siguiente ecuación:
FF (%) = [(A0 - Ax) ÷ A0 ] × 100 (1)
Donde A₀ = área de la herida en el día 0; Ax = área de la herida el día de la eutanasia; FF = fracción de cierre de herida
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Resultados
En este experimento, se utilizó sulfadiazina de plata como tratamiento de referencia. El producto se aplicó tópicamente en la cama de la herida 24 horas después de la inducción de la lesión. La elección de la sulfadiazina de plata se basó en su uso clínico bien establecido como agente antimicrobiano y en el tratamiento de heridas cutáneas. Los datos se presentan como el rango mediano e intercuartíl, con n = 5 animales por punto de tiempo experimental. La Figura 3A
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Discusión
Aunque el conocimiento sobre la cicatrización de heridas humanas ha avanzado considerablemente, las dificultades y limitaciones inherentes hacen que el uso de modelos experimentales sea indispensable para la investigación en estecampo 4. En este contexto, el presente protocolo pretendía describir un modelo de herida excisional de espesor completo inducido con un bisturí en el flanco de ratas como metodología alternativa a las técnicas convencionales. La región dor...
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Divulgaciones
Los autores no declaran intereses en competencia.
Agradecimientos
Agradecemos mucho a la Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado da Bahia (FAPESB) y a la Coordinación de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nivel Superior (CAPES) por el apoyo a la beca; la Pró-Reitoria de Pesquisa e Pós-Graduação (PROPP/UESC), el programa de posgrado en Biología y Biotecnología de Microorganismos (PPGBBM/UESC), para el apoyo financiero. También agradecemos al Hospital de Medicina Veterinaria (HVET/UESC) por poner a disposición el quirófano y el equipo.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Alcohol (etanol 70%) | Dinâmica | P.01.0024.006.06.81 | Antisepsis |
| Fórceps anatómico | Sigma-Aldrich | F3892 | Acero inoxidable |
| Tiras | Cualquiera | No aplicable | protección de heridas |
| Paquímetro | Mitutoyo | 530-104 | Delimitación de heridas |
| Solución antiséptica acuosa de clorhexidina 0.2% | Riohex | No aplicable | Antisepsis |
| Cámara de CO2 | Bonther | D149F1LYSZ | Inducción anestésica |
| Tiras de crepé | Cremer | 818765 | 15 cm x 1,25 m |
| Guantes de látex desechables | Descarpak | e0530101 | No estéril |
| Almohadilla de gasa | Cremer | 819342 | 7,5 x 7,5 cm |
| Jeringa hipodérmica | Dercarpack | e0324201 | 1 mL con aguja |
| ImageJ | Image J | https://imagej.net/ij/ | Medición planimétrica |
| ImitoWound | ImitoWound | https://imito.io/pt/imitowound | Medición planimétrica |
| Toalla de papel entrecruzada | Scott Smart | 48260 | Limpieza general |
| Isoflurano | Cristália | 7.89668E+12 | Anestésico por inhalación |
| Guantes de látex para procedimientos | Guantes de látex para procedimientos Guantes de látex para procedimientos | Equipo de protección personal | |
| Jabón líquido | Cualquiera | No aplicable | Limpieza del área de la herida |
| Tijeras Mayo, rectas, cortantes/cortantes | Fine Science Tools | 14001-12 | Acero inoxidable |
| Regla de milímetros | Cualquiera | No aplicable | |
| Sulfato de morfina | Sigma-Aldrich | M8777 | Solución inyectable 1 mg/mL |
| Hoja de papel | Cualquiera | No aplicable | |
| Marcador permanente | Cualquiera | No aplicable | Marcado cutáneo |
| Povidona yodada | Rioquimica | ZK48BN72E | Antiséptico |
| Hojas de bisturí n.º 23 | Descarpak | 740801 | Acero inoxidable |
| Mango de bisturí n.º 4 | Sigma-Aldrich | No aplicable | Acero inoxidable |
| Cuchilla de afeitar de acero inoxidable | Wilkinson | N/A | Depilación |
| Guante quirúrgico estéril | Descarpak | e0212101 | Estéril |
| Máscara quirúrgica | Cualquiera | No aplicable | No estéril |
| Clorhidrato de tramadol | UniãoQuímica | 7.89601E+12 | Solução injetável 50 mg/mL |
| Apósito de película transparente | Vital derme | 1503 | 15 cm x 10 m |
| Tiras adhesivas de polipropileno transparente | Tiras adhesivas de polipropileno transparente Tiras adhesivas de polipropileno transparente | protección de heridas | |
| Manta térmica veterinaria con cubierta de PVC | Prevtech | MSO2VT001 | Mantenimiento de la temperatura corporal |
| Tiras adhesivas impermeables | Cremer | 819113 | 10 cm x 4,5 m |
Referencias
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Reimpresiones y permisos
