Artículo de investigación

Caracterización molecular y genómica dirigida representativa de genes de virulencia en Staphylococcus aureus a partir de infecciones diabéticas en el pie

DOI:

10.3791/71373

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29 de mayo de 2026

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1Department of Microbiology, College of Medicine, University of Anbar, 2Department of Clinical Laboratory Sciences, College of Pharmacy, University of Anbar

En este artículo

Resumen

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Este estudio caracterizó los mecanismos de resistencia antimicrobiana, determinantes de virulencia y características genómicas de aislados de Staphylococcus aureus recuperados de infecciones diabéticas en el pie mediante pruebas de susceptibilidad antimicrobianas, perfilado de virulencia basado en PCR y secuenciación del genoma completo.

Resumen

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Las infecciones diabéticas del pie (IFD) representan una preocupación importante de salud pública, y el Staphylococcus aureus resistente a la meticilina (MRSA) es uno de los patógenos clínicamente más significativos. Este estudio investigó la prevalencia de genes de virulencia (can y hlg), perfiles de resistencia a antimicrobianos y características genómicas representativas de aislados de S. aureus multirresistentes recuperados de pacientes con DFI. Se realizó un estudio observacional transversal en 125 pacientes con infecciones diabéticas en el pie entre enero y diciembre de 2024. Se realizaron pruebas de susceptibilidad antimicrobiana utilizando el método de difusión de discos de Kirby–Bauer y cribado de cefoxitina según las directrices del Instituto de Normas Clínicas y de Laboratorio (CLSI), utilizando S. aureus ATCC 25923 como cepa de control de calidad. La susceptibilidad a la vancomicina se confirmó mediante pruebas de concentración mínima inhibitoria (CIM). Se utilizó la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) para detectar los genes de virulencia (can y hlg) y los genes blaOXA-grupo I. La secuenciación del genoma completo (WGS) se realizó en dos aislados representativos, incluyendo uno multirresistente (MDR) y otro extensivamente resistente a fármacos (XDR), utilizando un enfoque de secuenciación de novo para generar ensamblajes de genoma borrador. Entre 125 muestras clínicas, se observó crecimiento bacteriano en 90 muestras (72%), de las cuales 45 aislados (50%) fueron identificados como S. aureus. Entre estos aislamientos, 35/45 (77,78%) se clasificaron como MRSA y 36/45 (80%) eran multirresistentes. El gen hlg se detectó en todos los aislados, mientras que el gen can se identificó en 13 de 45 (28,89%) aislados. No se detectaron genes blaOXA-grupo I. El análisis genómico identificó múltiples genes asociados a la resistencia, incluyendo blaZ, tet(38), norA y vanT, junto con elementos CRISPR-Cas y determinantes de resistencia asociados a plásmidos. Estos hallazgos ponen de relieve la alta prevalencia de S. aureus multirresistente a los fármacos en los IFD y respaldan la importancia de la vigilancia genómica continua de cepas resistentes clínicamente relevantes.

Introducción

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Numerosas características de colonización y virulencia convierten a la bacteria gram-positiva Staphylococcus aureus (S. aureus) en un patógeno oportunista prevalente capaz de causar una amplia gama de infecciones, incluyendo impetigo, infecciones de heridas, furúnculos, abscesos cutáneos, bacteriemia y endocarditisinfecciosa 1. Algunas de estas infecciones pueden progresar a enfermedad grave y requerir hospitalización, especialmente en pacientes con diabetes mellitus, inmunosupresión, malignidad, cateterismo urinario o infección por virus de inmunodeficienciahumana 1.

Las cepas de S. aureus resistente a la meticilina (MRSA) se asocian con una morbilidad y mortalidad sustanciales debido a su capacidad para adquirir rápidamente determinantes de resistencia antimicrobiana y persistir en entornossanitarios 1. Los pacientes con diabetes mellitus desarrollan frecuentemente úlceras diabéticas en el pie debido a neuropatía, insuficiencia vascular y respuestas inmunitariasdeterioradas 2. Las infecciones del pie diabético (IFD) presentan una fisiopatología compleja, y los resultados clínicos están influenciados tanto por factores microbianos como asociados al huésped, incluida la virulenciabacteriana 3. Aunque las úlceras del pie diabético pueden contener comunidades polimicrobianas compuestas por bacterias y hongos aeróbicos y anaeróbicos, S. aureus sigue siendo uno de los patógenos predominantes aislados de estasinfecciones. El organismo posee varios determinantes de virulencia que facilitan la evasión inmune, la invasión tisular, la colonización crónica y la infección persistente. Además, la adquisición de resistencia a la meticilina mediada por mecA/SCCmec y otros determinantes de resistencia antimicrobiana ha limitado considerablemente las opciones terapéuticas para las infecciones asociadas aDFI 4,5. Estudios previos han informado de una alta prevalencia de aislados de S. aureus multirresistentes (MDR) en infecciones del pie diabético, con resistencia frecuentemente asociada con genes β-lactamasa, incluyendo variantes de blaTEM, blaOXA y blaCTX-M 6.

Varios genes asociados a la virulencia contribuyen a la patogenicidad y persistencia de S. aureus en infecciones crónicas de heridas. Entre ellas, el gen hlg codifica γ-hemolisina, un factor citotóxico asociado a la destrucción tisular, inflamación, evasión inmune y persistencia de cepas de MRSA adquiridas enla comunidad 7,8. El gen can codifica una adhesina que se une al colágeno y facilita la adhesión bacteriana a tejidos ricos en colágeno y contribuye a la colonización crónica y a la persistencia deinfecciones 8. Investigaciones previas identificaron una alta prevalencia de HGL entre los aislados de MRSA recuperados de infecciones diabéticas en el pie, enfatizando la coocurrencia de determinantes de la virulencia y la resistencia antimicrobiana en estasinfecciones9. La exposición inadecuada a antibióticos, la hospitalización prolongada, la penetración tisular deficiente de los agentes antimicrobianos y la progresión crónica de la herida contribuyen aún más a la aparición y diseminación de organismos MDR en pacientes conDFIs 10. Según definiciones internacionales, las bacterias multirresistentes a medicamentos (MDR) exhiben resistencia a al menos un agente antimicrobiano en tres o más clases antimicrobianas, las bacterias extensivamente resistentes a medicamentos (XDR) siguen siendo susceptibles a una o dos clases antimicrobianas y las bacterias resistentes a los medicamentos (PDR) son resistentes a todas las clasesantimicrobianas 10 probadas. A pesar de la reconocida importancia clínica de S. aureus en infecciones diabéticas del pie, sigue existiendo poca información molecular y genómica integrada que vincule determinantes de virulencia con perfiles de resistencia antimicrobiana en aislados clínicos de esta región.

Por ello, este estudio tuvo como objetivo caracterizar patrones de resistencia a los antimicrobianos, determinar la prevalencia de genes de virulencia seleccionados (hlg y can), investigar la aparición de genes BLAOXA-grupo I y realizar un análisis representativo de secuenciación del genoma completo de aislados seleccionados de S. aureus multirresistentes recuperados de pacientes con infecciones diabéticas en el pie.

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Protocolo

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1. Estudiar a los pacientes

Este estudio fue aprobado por el Comité de Aprobación Ética de la Universidad de Anbar, Ministerio de Educación Superior e Investigación Científica, Irak (Aprobación nº 145), ciudad de Ramadi, Gobernación de Anbar, Irak, el 24 de diciembre de 2023. Todos los procedimientos que involucraron a participantes humanos se realizaron de acuerdo con las directrices éticas institucionales de la Universidad de Anbar. Se obtuvo el consentimiento informado por escrito de todos los participantes antes de la inscripción.

Se realizó un estudio observacional transversal de enero a diciembre de 2024 en los Hospitales Universitarios de Ramadi y en clínicas privadas afiliadas en la Gobernación de Anbar, Irak. Durante el periodo del estudio se inscribieron un total de 125 pacientes consecutivos elegibles con infecciones diabéticas del pie (DFI). El tamaño de la muestra se determinó según el número de pacientes elegibles disponibles durante el periodo del estudio en lugar de mediante cálculos estadísticos. Clínicamente, DFI se definió como la presencia de una úlcera en el pie de cualquier grado en pacientes con diabetes mellitus tipo 1 (DT1DM) o diabetes mellitus tipo 2 (DT2DM). Se incluyeron pacientes masculinos y femeninos con diferentes severidades de úlceras.

Los pacientes eran elegibles si tenían una úlcera diabética en el pie diagnosticada clínicamente, acudían a los centros sanitarios participantes y daban su consentimiento informado. Los criterios de exclusión incluían úlceras en los pies no relacionadas con la diabetes mellitus (por ejemplo, úlceras traumáticas), derivación desde otros centros sanitarios, incapacidad para dar consentimiento informado debido a enfermedad crítica, recepción de terapia antibiótica en las 48 horas previas a la recogida de la muestra e infecciones polimicrobianas. Se excluyeron a los pacientes con infecciones polimicrobianas para asegurar una caracterización fenotípica, molecular y genómica precisa de los aislados de Staphylococcus aureus . Se recopilaron datos demográficos y clínicos, incluyendo edad, sexo, complicaciones diabéticas, duración de la diabetes mellitus, historial de antibióticos y comórbidas, mediante un cuestionario estructurado.

Las muestras clínicas se transportaron al laboratorio de microbiología en un plazo de 2 horas tras la recogida en condiciones de refrigeración (4 °C) utilizando hisopos estériles de transporte que contenían medio Amies y procesadas inmediatamente para su análisis microbiológico. Todos los procedimientos que involucraron muestras clínicas, cultivos bacterianos, pruebas de susceptibilidad antimicrobiana, reacción en cadena de la polimerasa (PCR) y visualización ultravioleta (UV) se realizaron bajo condiciones de laboratorio de Nivel de Bioseguridad 2 (BSL-2) según las directrices institucionales de bioseguridad. El personal de laboratorio utilizaba equipos de protección individual (EPP) adecuados, incluyendo batas de laboratorio, guantes desechables, mascarillas quirúrgicas y protección ocular cuando era necesario. Se siguieron procedimientos asépticos estrictos en todos los procedimientos microbiológicos y moleculares para minimizar los riesgos de contaminación y exposición. Se utilizaron áreas de trabajo dedicadas para la manipulación de cultivos bacterianos y procedimientos de amplificación de ADN para evitar la contaminación cruzada. Los materiales contaminados, incluyendo placas de cultivo, hisopos, puntas de pipeta y desechables, se autoclavaron a 121 °C y 15 psi durante 15–20 minutos antes de su eliminación. Los objetos punzantes se descartaron en recipientes designados para biohazards resistentes a pinchazos. Los residuos biológicos se gestionaban según protocolos institucionales de eliminación de residuos biomédicos. Estas medidas de bioseguridad garantizaron el manejo seguro de organismos multirresistentes, incluidos los aislados resistentes a la MRSA y a la vancomicina (Figura 1).

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Figura 1: Visión general del flujo de trabajo clínico, microbiológico, molecular, de secuenciación del genoma completo y bioinformática utilizado en el estudio. La figura resume la recogida de muestras, el cultivo microbiológico, las pruebas de susceptibilidad a antimicrobianos, la detección molecular basada en PCR, la secuenciación del genoma completo y los análisis bioinformáticos posteriores. Esta cifra fue generada con la ayuda de la plataforma de diseño basada en IA Gamma Pro (Gamma App) y posteriormente revisada, revisada y validada por los autores para garantizar su precisión científica. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Los datos se analizaron utilizando la versión 22.0 del software SPSS. Se calcularon estadísticas descriptivas, incluyendo medias y porcentajes. Las asociaciones entre variables categóricas se analizaron mediante la prueba del chi-cuadrado. Se consideró estadísticamente significativo un valor p <0,05.

2. Procesamiento y recogida de muestras

Se recogieron muestras de la parte más profunda de las úlceras del pie diabético utilizando la técnica de hisopo profundo. Dos hisopos de algodón estériles previamente humedecidos con caldo estéril se rotaban firmemente sobre la base de la herida tras el desbridamiento con un bisturí estéril y la limpieza con suero fisiológico para minimizar la contaminación por microorganismos colonizadores. Se utilizó un hisopo para la tinción de Gram, mientras que el segundo para el cultivo microbiológico. Se examinaron microscópicamente las manchas de Gram directas.

Se obtuvieron muestras de tejido óseo de pacientes con osteomielitis clínica sospechosa en condiciones estériles tras desbridamiento quirúrgico. Antes de la recogida de la muestra, las superficies de las úlceras se limpiaron con solución fisiológica normal estéril para reducir la contaminación superficial. Las muestras de tejido óseo se recogían asépticamente utilizando instrumentos quirúrgicos estériles y se transferían inmediatamente a recipientes estériles para su procesamiento microbiológico.

Los ejemplares fueron homogeneizados o finamente picados en condiciones estériles y inoculados sobre ágar de sangre, ágar de sal de manitol (MSA), agar MacConkey y agar nutritivo. Las placas se incubaron aeróbicamente a 37 °C durante 18–24 horas. El ágar sanguíneo y el agar nutritivo apoyaron el crecimiento de organismos grampositivos y gramnegativos, mientras que el MSA se utilizó para el aislamiento selectivo y diferenciación de especies de Staphylococcus , incluyendo S. aureus. El agar MacConkey se utilizó para la recuperación de bacterias gramnegativas. Las placas de cultivo se examinaron tras la incubación, y las muestras sin crecimiento visible tras 48 horas se informaron como "sin crecimiento".

La identificación bacteriana preliminar se basó en la morfología de la colonia, la tinción de Gram y las características bioquímicas, seguida de la confirmación molecular de S. aureus mediante amplificación por PCR del gen nuc . La identificación bioquímica incluyó pruebas de catalasa, pruebas de coagulasa por portaobjetos y tubos, fermentación de manitol y pruebas de DNasa. Los aislados confirmados se identificaron además utilizando el sistema VITEK 2 Compact con la tarjeta de identificación GP VITEK 2. Los resultados de identificación solo se aceptaron cuando el nivel de confianza era del ≥95%. Los resultados discordantes o de baja confianza se volvieron a analizar mediante análisis bioquímicos repetidos y pruebas VITEK repetidas. Los aislados puros se conservaron en un 20% de glicerol preparado en caldo de infusión cerebral y corazón (BHI) para análisis moleculares y genómicos posteriores (Figura 1).

3. Pruebas de susceptibilidad a antimicrobianos

Se realizaron pruebas de susceptibilidad antimicrobiana utilizando el método de difusión de discos Kirby–Bauer según las directrices del Instituto de Estándares Clínicos y de Laboratorio (CLSI) de 2022. Se realizaron pruebas en agar Mueller–Hinton con una profundidad estandarizada de 4 mm. Los cultivos bacterianos frescos se ajustaron a un estándar de McFarland de 0,5 usando un densitómetro antes de la inoculación. Se utilizaron hisopos estériles para inocular uniformemente las superficies del ágar.

Se utilizaron los siguientes discos antimicrobianos: ampicilina (10 μg), gentamicina (10 μg), amikacina (30 μg), cefoxitina (30 μg), cefuroxima (30 μg), piperacilina/tazobactam (100/10 μg), meropenem (10 μg), amoxicilina–ácido clavulánico (30 μg), oxacilina (1 μg), levofloxacina (5 μg), clindamicina (2 μg), tigeciclina (15 μg), ciprofloxacina (5 μg), eritromicina (15 μg), trimetoprima–sulfametoxazol (25 μg), linezolida (30 μg), y vancomicina (30 μg). Las placas se incubaban aeróbicamente a 37 °C durante 16–18 horas. Los diámetros de las zonas se interpretaron según los puntos de ruptura CLSI.

Se identificó con Staphylococcus aureus resistente a meticilina (MRSA) mediante cribado de cefoxitina (30 μg) según las recomendaciones del CLSI. Las pruebas de control de calidad se realizaron utilizando S. aureus ATCC 25923. Todos los experimentos se realizaron en duplicado para garantizar la reproducibilidad. Los aislados multirresistentes (MDR), extensivamente resistentes a medicamentos (XDR) y pandfármacos resistentes (PDR) se clasificaron según definiciones internacionales estándar basadas en perfiles de resistencia antimicrobiana (Figura 1).

4. Detección de S. aureus resistente a la meticilina (MRSA)

Se utilizó un ensayo de difusión de disco de cefoxitina (30 μg) como método fenotípico para la detección del MRSA. Los aislados con zonas de inhibición ≥22 mm se clasificaron como S. aureus sensible a meticilina (MSSA), mientras que los aislados con zonas de inhibición ≤21 mm se clasificaron como MRSA según los criterios CLSI (Figura 1).

5 Determinación de la resistencia a la vancomicina mediante pruebas de concentración mínima inhibitoria (CMI)

Las concentraciones mínimas inhibitorias (MIC) de vancomicina se determinaron mediante el método de microdilución del caldo según las directricesCLSI 11. Se prepararon diluciones en serie de vancomicina (4–512 μg/mL) en caldo Mueller–Hinton. Las suspensiones bacterianas se ajustaron a un estándar McFarland de 0,5 y se diluyeron a aproximadamente 1 × 105 UFC/mL.

Tras la incubación a 37 °C durante 24 horas, la CMI se definió como la concentración más baja en la que no se observó crecimiento bacteriano visible. La susceptibilidad a la vancomicina se interpretó según los criterios CLSI de la siguiente manera: susceptible (≤2 μg/mL), intermedio (4–8 μg/mL) y resistente (≥16 μg/mL)11,12 (Figura 1).

6. Detección molecular

6.1 Extracción de ADN

Los aislados de Staphylococcus aureus se cultivaron en caldo de infusión cerebral y corazón (BHI) durante 24 horas a 37 °C. El ADN genómico bacteriano se extrajo utilizando un kit comercial y un sistema automatizado de extracción de ácidos nucleicos. El ADN extraído se almacenaba a −20 °C hasta su uso. La concentración de ADN se midió mediante un fluorómetro para evaluar la idoneidad para la amplificación por PCR. La concentración media de ADN fue de 85 ± 8,2 ng/μL.

Se obtuvieron comercialmente cebadores dirigidos a los genes can, hlg y clase D β-lactamasa (blaOXA-grupo I) y se utilizaron para amplificación por PCR, como se indica en la Tabla 1, 13, 14, 15, 16.

Tabla 1: Secuencias de cebadores utilizadas para la amplificación por PCR de genes objetivo investigados en este estudio. La tabla resume los genes objetivo, las secuencias de cebadores, los tamaños esperados de amplicones, las temperaturas de recocido y las referencias utilizadas para la amplificación por PCR de genes de grupo OXA nuc, mecA, hlg, can y bla en aislados de Staphylococcus aureus recuperados de infecciones diabéticas del pie. Por favor, haz clic aquí para descargar esta tabla.

6.2 Detección molecular de genes de virulencia y de clase D β-Lactamasa (blaOXA-grupo I) mediante PCR

Las secuencias de cebadores utilizadas en este estudio se enumeran en la Tabla 1. La amplificación por PCR de mecA, nuc, genes asociados a la virulencia y genes de clase D β-lactamasa (blaOXA-grupo I) se realizó en mezclas de reacción de 25 μL que contenían 12,5 μL de GoTaq Green Master Mix (2×), 0,5 μL de MgCl2, 3 μL de plantilla genómica de ADN, 1 μL de cebadores directos y inversos (10 pmol/μL) y 7 μL de agua libre de nucleasa.

Las condiciones de ciclo térmico consistían en un paso inicial de desnaturalización a 95 °C durante 5 minutos, seguido de 30–35 ciclos de amplificación, incluyendo desnaturalización a 95 °C durante 30 s–1 min, recocido a 50–62 °C durante 30 s–1 min dependiendo del conjunto de cebadores, y extensión a 72 °C durante 30 s–1 min. La extensión final se realizó a 72 °C durante 7–19 minutos.

Los productos de PCR amplificados se separaron en geles de agarosa al 1,5%–2% teñidos con Safe Red y se visualizaron bajo iluminación ultravioleta mediante un sistema de documentación en gel. Se incluyeron controles negativos en cada ejecución de PCR para confirmar la validez de la amplificación.

7. Secuenciación del genoma completo (WGS)

Se realizó la secuenciación del genoma completo (WGS) en dos aislados clínicos representativos de Staphylococcus aureus recuperados de muestras de tejido óseo obtenidas de pacientes con infecciones diabéticas del pie. Los aislados seleccionados incluyeron un aislado multirresistente (MDR) y uno extensamente resistente a fármacos (XDR), identificados mediante pruebas fenotípicas de susceptibilidad antimicrobiana y perfiles de resistencia confirmados por CIM. Esta estrategia permitió la caracterización genómica representativa de aislados resistentes clínicamente relevantes (Figura 1).

Se evaluaron la calidad, concentración e integridad del ADN genómico antes de la secuenciación para garantizar la idoneidad para la preparación de bibliotecas y análisis bioinformáticos posteriores. El ADN se cuantificó usando un fluorómetro y se verificó la integridad mediante electroforesis en gel de agarosa al 1% a 150 V durante 40 minutos. Los fragmentos de ADN de aproximadamente 200–400 pb de longitud se seleccionaron por tamaño mediante purificación con perlas magnéticas, seguida de reparación terminal, adenilación 3′ y ligadura con adaptadores.

Se generaron moléculas circulares de ADN monocatenario mediante amplificación, purificación y circularización de fragmentos ligados por adaptador mediante oligonucleótidos de férula. Posteriormente, se generaron nanobolas de ADN (DNBs) mediante amplificación por círculo rodante. La secuenciación se realizó en la plataforma DNBSEQ utilizando la química combinatoria de síntesis de sonda-ancla (cPAS).

Las lecturas de secuenciación en bruto pasaron por procedimientos de control de calidad para eliminar lecturas de baja calidad, contaminación por adaptadores, lecturas ambiguas y secuencias duplicadas. Se usaron lecturas limpias para análisis posteriores. El ensamblaje del genoma se realizó para estimar el tamaño del genoma, el contenido de GC y la profundidad de cobertura de la secuenciación. Los ensamblajes del genoma en borrador final se generaron en formatos de envío FASTA, GenBank y NCBI.

La anotación genómica identificó secuencias codificantes (CDS), ARN de transferencia (ARNt), ARN ribosómico (ARNr) y ARN pequeño (ARNs). La anotación funcional de genes predichos se realizó utilizando múltiples bases de datos, incluyendo Swiss-Prot, COG, KEGG, CAZy, VFDB, ARDB y CARD, para genes asociados a la resistencia a la virulencia y a los antimicrobianos.

8. Análisis de bioinformática

El ensamblaje y anotación del genoma se realizaron utilizando el Centro de Recursos de Bioinformática Bacteriana y Viral (BV-BRC). Se realizaron análisis filogenéticos utilizando herramientas PATRIC. Se generaron mapas circulares de visualización del genoma para ilustrar secuencias codificantes, contenido de GC, sesgo de GC, determinantes de resistencia antimicrobiana, genes asociados a la virulencia y elementos genéticos móviles.

Las relaciones filogenéticas se determinaron utilizando familias proteicas globales PATRIC (PGFams) identificadas a partir de los genomas de referencia más cercanos mediante análisis Mash/MinHash. Se generaron alineaciones de proteínas usando MUSCLE, y las correspondientes alineaciones de nucleótidos se mapearon a familias de proteínas. Los árboles filogenéticos se construyeron usando RAxML con análisis rápido de bootstrapping (Figura 1).

Además, los contigs genómicos se analizaron utilizando Pathogenwatch para la confirmación de especies y la detección de genes de resistencia antimicrobiana. Los genes asociados a la virulencia se analizaron utilizando ABRicate. El Servicio de Anotación Genomática PATRIC utilizó un enfoque basado en k-mer para identificar genes de resistencia antimicrobiana y asignar anotaciones funcionales, clases antimicrobianas y mecanismos de resistencia. Se generaron visualizaciones circulares del genoma de aislados representativos de MDR y resistentes a meticilina de S. aureus como se describióanteriormente en 17. La Tabla Suplementaria 1 resume todas las herramientas de bioinformática, versiones de software, bases de datos y parámetros analíticos utilizados en los análisis genómicos.

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Resultados

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Procesamiento de muestras y positividad del cultivo

En este estudio se recogieron y analizaron un total de 125 muestras clínicas. Se observó crecimiento bacteriano en 90/125 muestras (72%). Estos ejemplares positivos en cultivo fueron posteriormente procesados para identificación bacteriana y pruebas de susceptibilidad a antimicrobianos. Se utilizaron estadísticas descriptivas, incluyendo frecuencias y porcentajes, para resumir la distribución...

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Discusión

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Las infecciones diabéticas en el pie (IFD) causadas por microorganismos multirresistentes a medicamentos (MDR) están aumentando a nivel global, con un mal control glucémico y una higiene inadecuada de los pies contribuyendo al aumento de la morbilidad ymortalidad 18,19,20,21. Aunque los DFI son frecuentemente polimicrobianos, Staphylococcus aureus sigu...

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Divulgaciones

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Los autores afirman que no tienen intereses financieros en competencia ni relaciones personales conocidas que pudieran haber influido en el trabajo reportado en este estudio.

Contribución a la autoría:

Shaymaa H. Al-Kubaisy contribuyó a la conceptualización, desarrollo de metodologías, investigación, análisis formal y preparación del borrador original del manuscrito. Rawaa A. Hussein contribuyó a la validación, investigación y preparación del borrador original del manuscrito. Mushtak T.S. Al-Ouqaili contribuyó a la conceptualización, supervisión, administración de proyectos, investigación y revisión y edición de manuscritos.

Agradecimientos

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Los autores reconocen el uso de la plataforma de diseño basada en IA Gamma Pro (Gamma App) para la generación de la Figura 1. Todo el contenido generado fue cuidadosamente revisado, editado y validado por los autores para garantizar la exactitud científica, la coherencia y la integridad. Los autores no recibieron ningún apoyo financiero para la investigación, autoría y/o publicación de este artículo.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Abricate SoftwareGitHub (T. Seemann)Código abiertoDetección de genes de virulencia
AgaroseInvitrogen, EE. UU.16500-500Electroforesis en gel
Agencourt AMPure XP KitBeckman CoulterA63881Purificación del ADN y selección de tamaño
Amikacin (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0107BAST
Discos antibióticos (Ampicilina 20 y micro; g)Oxoid, Reino UnidoCT0003BPruebas de susceptibilidad a antimicrobianos
Base de Ágar de SangreOxoid, Reino UnidoCM0055Aislamiento de bacterias Gram-positivas y Gram-negativas
Caldo de Infusión Cerebro-Corazón (BHI)Oxoid, Reino UnidoCM1135Cultivo y almacenamiento de aislados
Cefoxitin (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0119BDetección de MRSA
Cefuroxima (30 y micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0026BAST
Ciprofloxacina (5 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0425BAST
Clindamicina (2 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0064BAST
Plataforma DNBSEQBGI, ChinaVariosSecuenciación del genoma completo
Eritromicina (15 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0020BAST
FastQCSimon Andrews en el Babraham Institute (Babraham Bioinformatics)NASistema de colas
Sistema de Documentación GelBio-Rad, EE. UU.Gel Doc & trade; XR+Imagen de geles de electroforesis
Gentamicina (10 y micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0024BAST
Glicerol (grado molecular)Sigma-AldrichG5516Usado al 20% para la preservación a largo plazo de aislados
GoTaq Green Master Mix (2 veces)Promega, EE. UU.M7122Mezcla de amplificación por PCR
Levofloxacina (5 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1587BAST
Linezolida (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1716BAST
MacConkey AgarOxoid, Reino UnidoCM0007Medio selectivo para bacterias Gramnegativas
Agar de Sal de Mannitol (MSA)Oxoid, Reino UnidoCM0085Medio selectivo/diferencial para Staphylococcus spp.
Meropenem (10 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0774BAST
Solución MgCl2Promega, EE. UU.VariosComponente de reacción PCR
Mueller-Hinton AgarOxoid, Reino UnidoCM0337Usado para Kirby y ndash; Pruebas de difusión de discos Bauer
Herramienta de alineación MUSCLECódigo abiertoVariosAlineación de secuencias proteicas
Agua libre de nucleasasPromega, EE. UU.P1193Componente de reacción PCR
Agar nutritivoOxoid, Reino UnidoCM0003Medio de cultivo de uso general
Oxacilina (1 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0159BAST
PathogenWatchInstituto Wellcome SangerHerramienta en líneaIdentificación de la especie y Detección de genes de la AMR
PATRIC / BV-BRCCentro de Recursos de Bioinformática BacterianaPlataforma en líneaEnsamblaje genómico y Anotación
Piporacilina/Tazobactam (100/10 y micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1628BAST
Herramienta de visualización del genoma ProkseeUniversidad de TorontoHerramienta en líneaVisualización de mapas genómicos
Fluorómetro QuantusPromega, EE. UU.E6150Cuantificación del ADN
Fluorómetro de QubitsThermo Fisher ScientificP33238Cuantificación del ADN para WGS
RAxML SoftwareCódigo abiertoVariosAnálisis filogenético
S. aureus ATCC 25923ATCC, EE. UU.25923Deformación de control de calidad para AST
Mancha Roja SeguraiNtRON BiotecnologíaVariosTinción en gel de ADN
Kit de extracción de ADN bacteriano SaMagSacace Biotechnologies, ItaliaVariosExtracción de ADN genómico
Sistema de Extracción Automatizada SaMag-12Sacace Biotechnologies, ItaliaSMG-12Extractor automatizado de ácidos nucleicos
Bastoncillos de algodón estérilesDiversos fabricantesVariosUtilizado para la recogida de muestras con técnicas profundas de hisopo
Solución fisiológica normal estérilDiversos fabricantesVariosUsado para lavar la superficie de la úlcera antes de tomar muestras
Bisturí estérilDiversos fabricantesVariosSe utiliza para el desbridamiento de úlceras antes de la toma de muestras
Tigeciclina (15 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT1849BAST
Trimetoprima-Sulfametoxazol (25 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0052BAST
Transiluminador UVDiversos fabricantesVariosVisualización de productos de PCR
Vancomicina (30 & micro; g) DiscoOxoid, Reino UnidoCT0588BAST
VITEK 2 CompactBioMé rieux, FranciaVariosSistema automatizado de identificación
Tarjetas de identificación VITEK 2 GNBioMé rieux, FranciaVariosIdentificación de bacterias Gram-negativas

Referencias

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