Técnica percutánea guiada por imagen para la medición directa de la presión pleural en un modelo porcino

Resumen

Este protocolo describe una técnica percutánea mínimamente invasiva para insertar catéteres pleurales anteriores y posteriores en cerdos, lo que permite la medición directa de la presión pleural regional sin necesidad de toracotomía.

Resumen

La medición de la presión pleural permite una evaluación fisiológica avanzada, incluyendo la partición de la mecánica del sistema respiratorio en componentes pulmonares y de la pared torácica, el cálculo de la presión transpulmonar y la cuantificación de gradientes regionales de presión pleural. Esta información es esencial para optimizar la ventilación mecánica, evaluar el impacto de alteraciones en la fisiología de la pared torácica y avanzar en la investigación traslacional sobre lesión pulmonar. Sin embargo, las técnicas actuales para la medición directa de la presión pleural a menudo requieren la implantación quirúrgica con toracotomía de transductores de presión pleural, un procedimiento que es lento, de alto riesgo y que puede alterar la mecánica de la pared torácica. Para superar estas limitaciones, desarrollamos una técnica mínimamente invasiva, percutánea y guiada por imágenes para la colocación de catéteres pleurales. El procedimiento se realizó en cerdos anestesiados y ventilados mecánicamente. Bajo guía ecográfica, se avanzó una aguja de Tuohy hacia el espacio pleural y se creó un neumotórax artificial pequeño (50–100 mL de oxígeno) para separar las capas pleurales. Sobre un alambre guía, se colocó un introductor de vaina de 9 Fr, lo que permitió avanzar un catéter con balón hacia la pleura anterior. Luego, el animal se colocó en posición semiprona y se insertó un segundo catéter por vía dorsal tras aumentar el mismo neumotórax con 50–100 mL adicionales de oxígeno. La colocación se confirmó mediante tomografía computarizada (TC) y trazados fisiológicos. Tras la evacuación del neumotórax y la reexpansión pulmonar, la imagen verificó la posición. Se logró con éxito la colocación de catéteres anterior y posterior en 16 de 20 animales (80 %), lo que respalda la viabilidad del procedimiento con este enfoque. Los procedimientos fallidos se debieron a neumotórax no intencional durante el acceso pleural anterior o a una mala colocación del catéter anterior fuera de la región ventral objetivo. Este método proporciona un enfoque menos invasivo y reproducible para el monitoreo directo regional de la presión pleural en modelos de animales grandes. Al evitar el acceso quirúrgico, esta técnica percutánea guiada por imágenes es adecuada para protocolos experimentales que investigan la mecánica respiratoria, la fisiología pulmonar y de la pared torácica, y la ventilación mecánica en la investigación traslacional.

Introducción

La presión pleural se ha utilizado ampliamente en estudios experimentales como un indicador clave de la mecánica de la pared torácica, ayudando a describir el comportamiento fraccionado del sistema respiratorio y su interacción con el pulmón durante la ventilación mecánica¹. Esta variable es esencial para calcular la presión transpulmonar, que representa el determinante principal del estrés pulmonar². En lesión pulmonar, la presión pleural también puede ayudar a describir la mecánica al final de la espiración y proporcionar información sobre el gradiente de presión superpuesta, un fenómeno relacionado con la carga que actúa sobre las regiones pulmonares dependientes^3,4. Esta distribución regional de la presión genera diferencias ventro-dorsales en la presión pleural y transpulmonar, que durante la ventilación mecánica controlada están determinadas principalmente por la carga gravitacional y la gravedad de la lesión pulmonar, mientras que durante la respiración espontánea o asistida, pueden amplificarse aún más por la actividad regional del músculo inspiratorio⁵.

La monitorización directa de la presión pleural no se realiza en la práctica clínica porque el procedimiento es demasiado invasivo como para considerarse seguro. Por esta razón, la presión esofágica (Pes) se utiliza comúnmente como el mejor sustituto de la presión pleural⁶. Sin embargo, la Pes se ve influenciada por varios factores que pueden afectar su precisión, incluyendo la posición del catéter, la transmisión de la presión evaluada mediante la relación de Baydur y el modo de ventilación⁷. El balón esofágico se encuentra dentro de una estructura distensible, y su señal está moldeada tanto por la pared esofágica como por los órganos mediastínicos adyacentes. Incluso pequeños desplazamientos en la profundidad o alineación del catéter pueden alterar la presión medida o la magnitud de sus fluctuaciones tidales⁸. Además, la Pes refleja principalmente la presión pleural media a dorsal, lo que la hace menos representativa de las regiones ventrales y del entorno pleural general en lesiones pulmonares heterogéneas⁹.

Por estas razones, la medición directa de la presión pleural sigue siendo el enfoque estándar de oro en fisiología traslacional y experimental¹⁰. Se han utilizado varios dispositivos para la medición directa de la presión pleural. Los sensores pleurales tipo oblea se emplean frecuentemente en modelos experimentales^11,12, y en algunos estudios también se han introducido catéteres con balón esofágico en el espacio pleural para registrar directamente la presión pleural^13,14. A pesar de la disponibilidad de diferentes herramientas para la medición directa de la presión pleural, su inserción ha requerido tradicionalmente ya sea toracotomía abierta o acceso toracoscópico. Estos enfoques son invasivos, requieren experiencia quirúrgica avanzada, prolongan la preparación del procedimiento y alteran la mecánica normal de la pared torácica, modificando significativamente las condiciones fisiológicas bajo estudio.

En este artículo de método, presentamos una técnica percutánea novedosa para colocar catéteres con balón esofágico en el espacio pleural de cerdos, con el fin de monitorear directamente la presión pleural regional. Este enfoque es mínimamente invasivo y no requiere toracotomía ni entrenamiento quirúrgico avanzado. El acceso pleural anterior se realiza mediante una técnica de punción guiada por ultrasonido estándar, mientras que la imagen de tomografía computarizada (CT) se utiliza para confirmar la colocación del guía y del catéter intrapleural y para ayudar en la planificación del acceso pleural posterior. El método permite la colocación de catéteres en diferentes regiones de la cavidad pleural para evaluar regionalmente la mecánica respiratoria particionada. La técnica busca reducir la complejidad y el riesgo del procedimiento, al tiempo que preserva grabaciones de alta fidelidad de la presión pleural para investigaciones fisiológicas y traslacionales.

Protocolo

Tras la aprobación del Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Institución (2020I000073) en el Hospital General de Massachusetts, Boston, MA, los experimentos se realizaron de marzo a noviembre de 2025 en 20 cerdos Yorkshire sanos que pesaban entre 30 y 40 kg.

PRECAUCIÓN: Este protocolo crea intencionadamente un neumotórax y utiliza oxígeno al 100 %. Realice el procedimiento bajo monitoreo fisiológico continuo por personal capacitado en anestesia de animales grandes y acceso pleural, y elimine las fuentes de ignición durante la insuflación de oxígeno.

1. Preparación del animal

1. Sedique al animal con tiletamina–zolazepam intramuscular (4,4 mg/kg), xilacina (2,2 mg/kg) y atropina (0,04 mg/kg).
2. Establezca acceso intravenoso y administre fentanilo (2 µg/kg) y propofol (2 mg/kg) por vía intravenosa para permitir una intubación endotraqueal segura.
3. Intube al animal y confirme la colocación correcta de la vía aérea verificando la expansión torácica bilateral, la presencia de sonidos respiratorios bilaterales y una onda de CO₂ al final de la espiración constante.
4. Inicie ventilación controlada por volumen (VCV) con una fracción de oxígeno inspirado (FiO₂) de 0,4, volumen tidal de 10 mL/kg, presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cmH₂O y frecuencia respiratoria de 15–20 respiraciones/min. Ajuste la frecuencia respiratoria para mantener el CO₂ al final de la espiración entre 35 y 45 mmHg.
5. Mantenga anestesia y analgesia continuas durante todo el procedimiento con propofol intravenoso (10 mg∙kg^-1∙h^-1) y fentanilo (5 µg∙kg^-1∙h^-1). Antes de administrar bloqueo neuromuscular, confirme profundidad anestésica adecuada evaluando relajación mandibular, ausencia del reflejo palpebral, ausencia de respuesta de retirada ante una compresión interdigital o del casco y ausencia de respuesta hemodinámica a la estimulación. Después del bloqueo neuromuscular, controle la adecuación anestésica utilizando variables fisiológicas, incluyendo frecuencia cardíaca, presión arterial y ausencia de respuestas autonómicas a la estimulación del procedimiento. Aplique una pomada oftálmica tras la inducción de la anestesia para prevenir el secado corneal.
6. Monitoree continuamente la frecuencia cardíaca, la presión sanguínea, la saturación de oxígeno, el CO₂ al final de la espiración y las presiones de la vía aérea. Mantenga la frecuencia cardíaca entre 70 y 140 latidos/min, la presión arterial media por encima de 60 mmHg, la saturación de oxígeno por encima del 92 %, el CO₂ al final de la espiración entre 35 y 45 mmHg y la presión pico de la vía aérea por debajo de 35 cmH₂O siempre que sea posible.
7. Administre un agente bloqueador neuromuscular (pancuronio 0,1 mg∙kg^-1∙h^-1) y confirme la ausencia de actividad respiratoria espontánea antes de iniciar el acceso pleural.

2. Preparación del equipo

1. Preparar el equipo estéril necesario para el acceso pleural guiado por ultrasonido y la colocación del catéter, según se enumera en la Tabla de Materiales.
2. Recortar, limpiar y cubrir con campo estéril las superficies torácicas anterior y posterior en condiciones estériles.

3. Acceso pleural percutáneo anterior

1. Coloque al animal en posición supina con una ligera rotación hacia el lado opuesto al sitio planeado para la inserción del catéter pleural anterior.
2. Identifique la línea esternal y la cúpula diafragmática mediante ultrasonido.
3. Identifique la cúpula diafragmática usando ultrasonido, luego desplace aproximadamente 5 cm lateralmente y 5 cm cranealmente desde la línea media al nivel del diafragma para seleccionar el sitio de punción anterior.
4. Visualice el espacio pleural anterior con la sonda de ultrasonido.
5. Introduzca la aguja de Tuohy mejorada con ultrasonido en el margen superior de la costilla inferior del espacio intercostal seleccionado, con la curvatura orientada hacia arriba.
6. Avance la aguja hacia la pleura parietal bajo guía de ultrasonido en tiempo real utilizando un enfoque en plano.
7. Aplique una presión positiva suave al émbolo mientras avanza 1–2 mm adicionales durante una maniobra de retención al final de la espiración, hasta que una pérdida súbita de resistencia indique la entrada en el espacio pleural.
8. Infunda aproximadamente 50–100 mL de oxígeno al 100 % para crear un pequeño neumotórax artificial anterior. Ajuste el volumen final de oxígeno según los hallazgos de tomografía computarizada sobre la expansión del neumotórax y la separación pleural.
9. Introduzca la guía metálica con resorte a través de la aguja y retire la aguja.
10. Realice una tomografía computarizada para confirmar la colocación correcta del guía dentro del espacio pleural, que se encuentra ampliado y claramente delimitado por el neumotórax artificial.
11. Tras confirmar mediante tomografía computarizada, realice una pequeña incisión en la piel en el sitio de entrada del alambre.
12. Avance un introductor de 9 Fr sobre el guía utilizando la técnica de Seldinger.
13. Retire el guía e introduzca el catéter con balón esofágico en la cavidad pleural anterior a través del introductor.
14. Infle el balón con el volumen de llenado óptimo, determinado a partir de una curva de presión-volumen (PV) del balón in vivo¹⁵, para asegurar una expansión adecuada del balón y una transmisión confiable de la presión.
15. Conecte el catéter con balón a un transductor de presión diferencial externo utilizando un sistema de transmisión de presión lleno de aire.
16. Cero el transductor de presión respecto a la presión atmosférica antes de conectar el catéter para garantizar mediciones precisas de presión.
17. Conecte el transductor de presión a un sistema de adquisición de datos y registre las señales de presión mediante software de adquisición de datos.
18. Registre todas las señales de presión con una frecuencia de muestreo de 1.000 Hz sin filtrado digital adicional. Comience la grabación una vez que se observe un trazado de presión estable.

4. Acceso pleural percutáneo posterior

1. Coloque nuevamente al animal en posición semiprona para favorecer la migración dorsal del aire intrapleural.
2. Infunda un volumen adicional de 50–100 mL de oxígeno al 100 % a través del catéter anterior para ampliar el neumotórax dorsal y facilitar el acceso posterior.
3. Realice una tomografía computarizada para confirmar la migración dorsal del neumotórax artificial e identificar la zona óptima para la punción posterior.
4. Marque en la piel el sitio de punción posterior a la mitad entre los procesos espinosos y la línea axilar posterior.
5. Introduzca la aguja de Tuohy perpendicularmente en el margen superior de la costilla inferior del espacio intercostal seleccionado, acoplando una jeringa vacía para aspiración continua.
6. Avance la aguja durante una maniobra de retención al final de la espiración a través de los planos musculares mientras aspira continuamente hasta obtener aire, lo que confirma la entrada en el neumotórax dorsal.
7. Introduzca el guía metálico con resorte y retire la aguja.
8. Realice una tomografía computarizada para confirmar la colocación correcta del guía dentro del espacio pleural, que se encuentra ampliado y claramente delimitado por el neumotórax artificial.
9. Tras confirmar mediante tomografía computarizada, realice una pequeña incisión en la piel en el sitio de entrada del alambre.
10. Avance el introductor de 9 Fr sobre el guía utilizando la técnica de Seldinger.
11. Retire el guía e introduzca el segundo balón esofágico en la cavidad pleural dorsal a través del introductor.
12. Infle el balón con el volumen de llenado óptimo, determinado a partir de una curva de presión-volumen (PV) del balón in vivo, para asegurar una expansión adecuada del balón y una transmisión confiable de la presión.
13. Conecte el catéter al transductor de presión diferencial y verifique en el monitor la morfología correcta de la onda pleural.

5. Posicionamiento final y monitoreo

1. Verifique que los parámetros del ventilador (volumen tidal, flujo inspiratorio y presión de las vías respiratorias) y los valores hemodinámicos permanezcan estables durante y después de la colocación del catéter.
2. Drene el neumotórax a través de los introductores posterior y anterior aspirando suavemente el aire intrapleural con una jeringa de 50 mL hasta que no haya resistencia al drenaje. Evite crear una presión negativa excesiva dentro del espacio pleural.
3. Asegure ambos catéteres con balón esofágico a la piel con cinta adhesiva y luego retire cuidadosamente ambos introductores de 9 Fr para prevenir el desplazamiento del catéter.
4. Realice una tomografía computarizada para evaluar la presencia de neumotórax residual. Si hay neumotórax residual, coloque al animal en posición prona y reduzca la FiO₂ a 0,25, si es fisiológicamente tolerable, para favorecer la reabsorción del oxígeno.
5. Confirme la ausencia de fuga en la vía aérea o pleural comparando los volúmenes tidales inspirados y espirados y realizando una pausa inspiratoria. Verifique una presión de plateau estable y el retorno del flujo a cero.
6. Reevalúe las formas de onda de la presión pleural anterior y posterior tras la retirada de los introductores. Confirme que la morfología esperada de la onda permanezca estable; si cambia, no inicie la grabación hasta que se haya reevaluado la posición del catéter y la estabilidad de la onda.
7. Inicie la grabación simultánea de la presión pleural anterior y posterior solo tras confirmar la evacuación o reabsorción del neumotórax, ventilación y hemodinamia estables, ausencia de fuga en curso y formas de onda de presión pleural estables.
8. Ajuste la ventilación manteniendo el volumen tidal en 10 mL/kg y reduciendo la PEEP de 5 a 3 cmH₂O. Los valores de presión pleural al final de la espiración se obtuvieron durante una maniobra estable de pausa al final de la espiración, como se muestra en Figure 1.
9. Al final de cada protocolo experimental, mientras los animales permanecían bajo anestesia general, se realizó la eutanasia mediante administración intravenosa de KCl (solución al 7 %, 2 mL/kg).

Resultados

Se intentó la colocación de catéter pleural mediante la técnica percutánea en 20 cerdos (Tabla 1). En 17 animales, se insertaron un total de 34 catéteres pleurales (17 anteriores y 17 posteriores). De estos, 33 catéteres (97 %) alcanzaron la región pleural prevista, mientras que un catéter anterior entró en la cavidad pleural pero no logró alcanzar la ubicación ventral objetivo. Por lo tanto, la colocación regional correcta de ambos catéteres anteriores y posteriores se logró en 16 de los 17 animales en ...

Discusión

Este protocolo percutáneo proporciona un método práctico y reproducible para obtener mediciones regionales de la presión pleural sin necesidad de toracotomía ni acceso toracoscópico. Varios aspectos del procedimiento son particularmente importantes para garantizar una colocación exitosa del catéter y grabaciones de presión de alta fidelidad.

Un elemento clave de la técnica es la punción anterior realizada bajo guía directa de ultrasonido torácico. El ultrasonido se utiliza para visualizar clar...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Cinta adhesiva	3M Tegaderm	1624W	Fijación del catéter antes del introduzador
Afeitadora para animales	3M Clipper	9661L	Eliminación del vello torácico
Atropina (inyectable)	Sparhawk Laboratories inc.	NDC:58005-354	Premedicación intramuscular
Escáner de tomografía computarizada	NeuroLogica	Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060	Evaluación de la posición del guía/catéter y neumotórax;
Software de adquisición de datos	ADInstruments	LabChart Pro 8.1.31	Software de adquisición a 1.000 Hz sin filtrado digital
Sistema de adquisición de datos	ADInstruments	ML865	Para la adquisición de la presión pleural
Transductor de presión diferencial	Harvard Apparatus / Hugo Sachs	73-3882	Transductor de presión para la grabación de la presión pleural
Toalla quirúrgica desechable	Cardinal Health	CAT 28700-004	Preparación del campo estéril (Paso 2.1)
ECG & monitor de oximetría de pulso	Mindray	BeneView T5	Monitoreo de parámetros vitales
Tubo endotraqueal, 7,0 mm	Teleflex Medical	REF 5-10314	Intubación endotraqueal
Catéter con balón esofágico	Cooper Surgical	REF 47-9005	Utilizado como catéter de presión intrapleural (Paso 2.1)
Fentanilo (inyectable)	Hikma	NDC 0641-6030-01	Analgésia intravenosa
Compresas de gasa (estériles)	Medline	REF NON21430LF	Preparación del sitio (Paso 2.1)
Guía 0.025" × 33 cm	Teleflex Medical	REF AW-04025	Para la técnica de Seldinger (Paso 2.1)
Bomba de infusión	Smiths Medical	Medfusion 4000	Entrega continua de anestésico
Sistema introductor, 9 Fr	Cordis	REF 402-609X	Para la inserción de catéter intrapleural (Paso 2.1)
Ventilador mecánico	Maquet – Getinge		Servo-I, ventilación con control de volumen
Pomada oftálmica	Lodi Veterinary Care	NDC 17033-211-38	Protección corneal tras la inducción de la anestesia
Oxígeno 100 % (grado médico)	Airgas	N/A	Para neumotórax controlado
Pancuronio (inyectable)	Selleck Chemicals	S2497	Bloqueo neuromuscular
Povidona–Solución de yodo	BICCA	CAT 3955-16	Antisepsia de la piel
Propofol (inyectable)	NorthStar	NDC 16714-977-01	Inducción y mantenimiento
Circuito respiratorio (circuito del ventilador)	Medline	REF NON026370	Circuito estándar
Bisturí n.º 11	Bard-Parker	REF 372611	Para la incisión de la piel (Paso 2.1)
Campo estéril	Medline	REF MDT2168286	Preparación del campo estéril
Guantes estériles (de látex)	Biogel	REF 31280	Guantes protectores estériles
Bata estéril	Halyard	REF 95121	Bata quirúrgica estéril
Jeringas de 10 mL	Medline	REF SYR110010	Para aspiración/inyección (Paso 2.1)
Jeringas de 50 mL	BD	REF 309680	Para la aspiración de aire pleural (Paso 2.1)
Tiletamina–zolazepam (inyectable)	Virbac	NADA 71805-06	Telazol; sedación intramuscular
Aguja Tuohy, ecogénica 18G × 100 mm	Pajunk	REF 521185-31C	Para la punción pleural (Paso 2.1)
Sonda de ultrasonido (Butterfly iQ+)	Butterfly Network	950-20002-00	Utilizado con la aplicación Butterfly iQ para iPad (paso 2.1)
Software/aplicación de ultrasonido	Butterfly Network	Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26	Aplicación Butterfly iQ para iPad
Xilacina (inyectable)	Cronus Pharma	LLC