Este protocolo describe una técnica percutánea mínimamente invasiva para insertar catéteres pleurales anteriores y posteriores en cerdos, lo que permite la medición directa de la presión pleural regional sin necesidad de toracotomía.
Artículo de método
Técnica percutánea guiada por imagen para la medición directa de la presión pleural en un modelo porcino
En este artículo
Resumen
Resumen
La medición de la presión pleural permite una evaluación fisiológica avanzada, incluyendo la partición de la mecánica del sistema respiratorio en componentes pulmonares y de la pared torácica, el cálculo de la presión transpulmonar y la cuantificación de gradientes regionales de presión pleural. Esta información es esencial para optimizar la ventilación mecánica, evaluar el impacto de alteraciones en la fisiología de la pared torácica y avanzar en la investigación traslacional sobre lesión pulmonar. Sin embargo, las técnicas actuales para la medición directa de la presión pleural a menudo requieren la implantación quirúrgica con toracotomía de transductores de presión pleural, un procedimiento que es lento, de alto riesgo y que puede alterar la mecánica de la pared torácica. Para superar estas limitaciones, desarrollamos una técnica mínimamente invasiva, percutánea y guiada por imágenes para la colocación de catéteres pleurales. El procedimiento se realizó en cerdos anestesiados y ventilados mecánicamente. Bajo guía ecográfica, se avanzó una aguja de Tuohy hacia el espacio pleural y se creó un neumotórax artificial pequeño (50–100 mL de oxígeno) para separar las capas pleurales. Sobre un alambre guía, se colocó un introductor de vaina de 9 Fr, lo que permitió avanzar un catéter con balón hacia la pleura anterior. Luego, el animal se colocó en posición semiprona y se insertó un segundo catéter por vía dorsal tras aumentar el mismo neumotórax con 50–100 mL adicionales de oxígeno. La colocación se confirmó mediante tomografía computarizada (TC) y trazados fisiológicos. Tras la evacuación del neumotórax y la reexpansión pulmonar, la imagen verificó la posición. Se logró con éxito la colocación de catéteres anterior y posterior en 16 de 20 animales (80 %), lo que respalda la viabilidad del procedimiento con este enfoque. Los procedimientos fallidos se debieron a neumotórax no intencional durante el acceso pleural anterior o a una mala colocación del catéter anterior fuera de la región ventral objetivo. Este método proporciona un enfoque menos invasivo y reproducible para el monitoreo directo regional de la presión pleural en modelos de animales grandes. Al evitar el acceso quirúrgico, esta técnica percutánea guiada por imágenes es adecuada para protocolos experimentales que investigan la mecánica respiratoria, la fisiología pulmonar y de la pared torácica, y la ventilación mecánica en la investigación traslacional.
Introducción
La presión pleural se ha utilizado ampliamente en estudios experimentales como un indicador clave de la mecánica de la pared torácica, ayudando a describir el comportamiento fraccionado del sistema respiratorio y su interacción con el pulmón durante la ventilación mecánica1. Esta variable es esencial para calcular la presión transpulmonar, que representa el determinante principal del estrés pulmonar2. En lesión pulmonar, la presión pleural también puede ayudar a describir la mecánica al final de la espiración y proporcionar información sobre el gradiente de presión superpuesta, un fenómeno relacionado con la carga que actúa sobre las regiones pulmonares dependientes3,4. Esta distribución regional de la presión genera diferencias ventro-dorsales en la presión pleural y transpulmonar, que durante la ventilación mecánica controlada están determinadas principalmente por la carga gravitacional y la gravedad de la lesión pulmonar, mientras que durante la respiración espontánea o asistida, pueden amplificarse aún más por la actividad regional del músculo inspiratorio5.
La monitorización directa de la presión pleural no se realiza en la práctica clínica porque el procedimiento es demasiado invasivo como para considerarse seguro. Por esta razón, la presión esofágica (Pes) se utiliza comúnmente como el mejor sustituto de la presión pleural6. Sin embargo, la Pes se ve influenciada por varios factores que pueden afectar su precisión, incluyendo la posición del catéter, la transmisión de la presión evaluada mediante la relación de Baydur y el modo de ventilación7. El balón esofágico se encuentra dentro de una estructura distensible, y su señal está moldeada tanto por la pared esofágica como por los órganos mediastínicos adyacentes. Incluso pequeños desplazamientos en la profundidad o alineación del catéter pueden alterar la presión medida o la magnitud de sus fluctuaciones tidales8. Además, la Pes refleja principalmente la presión pleural media a dorsal, lo que la hace menos representativa de las regiones ventrales y del entorno pleural general en lesiones pulmonares heterogéneas9.
Por estas razones, la medición directa de la presión pleural sigue siendo el enfoque estándar de oro en fisiología traslacional y experimental10. Se han utilizado varios dispositivos para la medición directa de la presión pleural. Los sensores pleurales tipo oblea se emplean frecuentemente en modelos experimentales11,12, y en algunos estudios también se han introducido catéteres con balón esofágico en el espacio pleural para registrar directamente la presión pleural13,14. A pesar de la disponibilidad de diferentes herramientas para la medición directa de la presión pleural, su inserción ha requerido tradicionalmente ya sea toracotomía abierta o acceso toracoscópico. Estos enfoques son invasivos, requieren experiencia quirúrgica avanzada, prolongan la preparación del procedimiento y alteran la mecánica normal de la pared torácica, modificando significativamente las condiciones fisiológicas bajo estudio.
En este artículo de método, presentamos una técnica percutánea novedosa para colocar catéteres con balón esofágico en el espacio pleural de cerdos, con el fin de monitorear directamente la presión pleural regional. Este enfoque es mínimamente invasivo y no requiere toracotomía ni entrenamiento quirúrgico avanzado. El acceso pleural anterior se realiza mediante una técnica de punción guiada por ultrasonido estándar, mientras que la imagen de tomografía computarizada (CT) se utiliza para confirmar la colocación del guía y del catéter intrapleural y para ayudar en la planificación del acceso pleural posterior. El método permite la colocación de catéteres en diferentes regiones de la cavidad pleural para evaluar regionalmente la mecánica respiratoria particionada. La técnica busca reducir la complejidad y el riesgo del procedimiento, al tiempo que preserva grabaciones de alta fidelidad de la presión pleural para investigaciones fisiológicas y traslacionales.
Protocolo
Tras la aprobación del Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Institución (2020I000073) en el Hospital General de Massachusetts, Boston, MA, los experimentos se realizaron de marzo a noviembre de 2025 en 20 cerdos Yorkshire sanos que pesaban entre 30 y 40 kg.
PRECAUCIÓN: Este protocolo crea intencionadamente un neumotórax y utiliza oxígeno al 100 %. Realice el procedimiento bajo monitoreo fisiológico continuo por personal capacitado en anestesia de animales grandes y acceso pleural, y elimine las fuentes de ignición durante la insuflación de oxígeno.
1. Preparación del animal
- Sedique al animal con tiletamina–zolazepam intramuscular (4,4 mg/kg), xilacina (2,2 mg/kg) y atropina (0,04 mg/kg).
- Establezca acceso intravenoso y administre fentanilo (2 µg/kg) y propofol (2 mg/kg) por vía intravenosa para permitir una intubación endotraqueal segura.
- Intube al animal y confirme la colocación correcta de la vía aérea verificando la expansión torácica bilateral, la presencia de sonidos respiratorios bilaterales y una onda de CO₂ al final de la espiración constante.
- Inicie ventilación controlada por volumen (VCV) con una fracción de oxígeno inspirado (FiO₂) de 0,4, volumen tidal de 10 mL/kg, presión positiva al final de la espiración (PEEP) de 5 cmH₂O y frecuencia respiratoria de 15–20 respiraciones/min. Ajuste la frecuencia respiratoria para mantener el CO₂ al final de la espiración entre 35 y 45 mmHg.
- Mantenga anestesia y analgesia continuas durante todo el procedimiento con propofol intravenoso (10 mg∙kg-1∙h-1) y fentanilo (5 µg∙kg-1∙h-1). Antes de administrar bloqueo neuromuscular, confirme profundidad anestésica adecuada evaluando relajación mandibular, ausencia del reflejo palpebral, ausencia de respuesta de retirada ante una compresión interdigital o del casco y ausencia de respuesta hemodinámica a la estimulación. Después del bloqueo neuromuscular, controle la adecuación anestésica utilizando variables fisiológicas, incluyendo frecuencia cardíaca, presión arterial y ausencia de respuestas autonómicas a la estimulación del procedimiento. Aplique una pomada oftálmica tras la inducción de la anestesia para prevenir el secado corneal.
- Monitoree continuamente la frecuencia cardíaca, la presión sanguínea, la saturación de oxígeno, el CO₂ al final de la espiración y las presiones de la vía aérea. Mantenga la frecuencia cardíaca entre 70 y 140 latidos/min, la presión arterial media por encima de 60 mmHg, la saturación de oxígeno por encima del 92 %, el CO₂ al final de la espiración entre 35 y 45 mmHg y la presión pico de la vía aérea por debajo de 35 cmH₂O siempre que sea posible.
- Administre un agente bloqueador neuromuscular (pancuronio 0,1 mg∙kg-1∙h-1) y confirme la ausencia de actividad respiratoria espontánea antes de iniciar el acceso pleural.
2. Preparación del equipo
- Preparar el equipo estéril necesario para el acceso pleural guiado por ultrasonido y la colocación del catéter, según se enumera en la Tabla de Materiales.
- Recortar, limpiar y cubrir con campo estéril las superficies torácicas anterior y posterior en condiciones estériles.
3. Acceso pleural percutáneo anterior
- Coloque al animal en posición supina con una ligera rotación hacia el lado opuesto al sitio planeado para la inserción del catéter pleural anterior.
- Identifique la línea esternal y la cúpula diafragmática mediante ultrasonido.
- Identifique la cúpula diafragmática usando ultrasonido, luego desplace aproximadamente 5 cm lateralmente y 5 cm cranealmente desde la línea media al nivel del diafragma para seleccionar el sitio de punción anterior.
- Visualice el espacio pleural anterior con la sonda de ultrasonido.
- Introduzca la aguja de Tuohy mejorada con ultrasonido en el margen superior de la costilla inferior del espacio intercostal seleccionado, con la curvatura orientada hacia arriba.
- Avance la aguja hacia la pleura parietal bajo guía de ultrasonido en tiempo real utilizando un enfoque en plano.
- Aplique una presión positiva suave al émbolo mientras avanza 1–2 mm adicionales durante una maniobra de retención al final de la espiración, hasta que una pérdida súbita de resistencia indique la entrada en el espacio pleural.
- Infunda aproximadamente 50–100 mL de oxígeno al 100 % para crear un pequeño neumotórax artificial anterior. Ajuste el volumen final de oxígeno según los hallazgos de tomografía computarizada sobre la expansión del neumotórax y la separación pleural.
- Introduzca la guía metálica con resorte a través de la aguja y retire la aguja.
- Realice una tomografía computarizada para confirmar la colocación correcta del guía dentro del espacio pleural, que se encuentra ampliado y claramente delimitado por el neumotórax artificial.
- Tras confirmar mediante tomografía computarizada, realice una pequeña incisión en la piel en el sitio de entrada del alambre.
- Avance un introductor de 9 Fr sobre el guía utilizando la técnica de Seldinger.
- Retire el guía e introduzca el catéter con balón esofágico en la cavidad pleural anterior a través del introductor.
- Infle el balón con el volumen de llenado óptimo, determinado a partir de una curva de presión-volumen (PV) del balón in vivo15, para asegurar una expansión adecuada del balón y una transmisión confiable de la presión.
- Conecte el catéter con balón a un transductor de presión diferencial externo utilizando un sistema de transmisión de presión lleno de aire.
- Cero el transductor de presión respecto a la presión atmosférica antes de conectar el catéter para garantizar mediciones precisas de presión.
- Conecte el transductor de presión a un sistema de adquisición de datos y registre las señales de presión mediante software de adquisición de datos.
- Registre todas las señales de presión con una frecuencia de muestreo de 1.000 Hz sin filtrado digital adicional. Comience la grabación una vez que se observe un trazado de presión estable.
4. Acceso pleural percutáneo posterior
- Coloque nuevamente al animal en posición semiprona para favorecer la migración dorsal del aire intrapleural.
- Infunda un volumen adicional de 50–100 mL de oxígeno al 100 % a través del catéter anterior para ampliar el neumotórax dorsal y facilitar el acceso posterior.
- Realice una tomografía computarizada para confirmar la migración dorsal del neumotórax artificial e identificar la zona óptima para la punción posterior.
- Marque en la piel el sitio de punción posterior a la mitad entre los procesos espinosos y la línea axilar posterior.
- Introduzca la aguja de Tuohy perpendicularmente en el margen superior de la costilla inferior del espacio intercostal seleccionado, acoplando una jeringa vacía para aspiración continua.
- Avance la aguja durante una maniobra de retención al final de la espiración a través de los planos musculares mientras aspira continuamente hasta obtener aire, lo que confirma la entrada en el neumotórax dorsal.
- Introduzca el guía metálico con resorte y retire la aguja.
- Realice una tomografía computarizada para confirmar la colocación correcta del guía dentro del espacio pleural, que se encuentra ampliado y claramente delimitado por el neumotórax artificial.
- Tras confirmar mediante tomografía computarizada, realice una pequeña incisión en la piel en el sitio de entrada del alambre.
- Avance el introductor de 9 Fr sobre el guía utilizando la técnica de Seldinger.
- Retire el guía e introduzca el segundo balón esofágico en la cavidad pleural dorsal a través del introductor.
- Infle el balón con el volumen de llenado óptimo, determinado a partir de una curva de presión-volumen (PV) del balón in vivo, para asegurar una expansión adecuada del balón y una transmisión confiable de la presión.
- Conecte el catéter al transductor de presión diferencial y verifique en el monitor la morfología correcta de la onda pleural.
5. Posicionamiento final y monitoreo
- Verifique que los parámetros del ventilador (volumen tidal, flujo inspiratorio y presión de las vías respiratorias) y los valores hemodinámicos permanezcan estables durante y después de la colocación del catéter.
- Drene el neumotórax a través de los introductores posterior y anterior aspirando suavemente el aire intrapleural con una jeringa de 50 mL hasta que no haya resistencia al drenaje. Evite crear una presión negativa excesiva dentro del espacio pleural.
- Asegure ambos catéteres con balón esofágico a la piel con cinta adhesiva y luego retire cuidadosamente ambos introductores de 9 Fr para prevenir el desplazamiento del catéter.
- Realice una tomografía computarizada para evaluar la presencia de neumotórax residual. Si hay neumotórax residual, coloque al animal en posición prona y reduzca la FiO₂ a 0,25, si es fisiológicamente tolerable, para favorecer la reabsorción del oxígeno.
- Confirme la ausencia de fuga en la vía aérea o pleural comparando los volúmenes tidales inspirados y espirados y realizando una pausa inspiratoria. Verifique una presión de plateau estable y el retorno del flujo a cero.
- Reevalúe las formas de onda de la presión pleural anterior y posterior tras la retirada de los introductores. Confirme que la morfología esperada de la onda permanezca estable; si cambia, no inicie la grabación hasta que se haya reevaluado la posición del catéter y la estabilidad de la onda.
- Inicie la grabación simultánea de la presión pleural anterior y posterior solo tras confirmar la evacuación o reabsorción del neumotórax, ventilación y hemodinamia estables, ausencia de fuga en curso y formas de onda de presión pleural estables.
- Ajuste la ventilación manteniendo el volumen tidal en 10 mL/kg y reduciendo la PEEP de 5 a 3 cmH₂O. Los valores de presión pleural al final de la espiración se obtuvieron durante una maniobra estable de pausa al final de la espiración, como se muestra en Figure 1.
- Al final de cada protocolo experimental, mientras los animales permanecían bajo anestesia general, se realizó la eutanasia mediante administración intravenosa de KCl (solución al 7 %, 2 mL/kg).
Resultados
Se intentó la colocación de catéter pleural mediante la técnica percutánea en 20 cerdos (Tabla 1). En 17 animales, se insertaron un total de 34 catéteres pleurales (17 anteriores y 17 posteriores). De estos, 33 catéteres (97 %) alcanzaron la región pleural prevista, mientras que un catéter anterior entró en la cavidad pleural pero no logró alcanzar la ubicación ventral objetivo. Por lo tanto, la colocación regional correcta de los catéteres anteriores y posteriores se logró en 16 de los 17 animales en los que se realizó la inserción del catéter (94 %), lo que corresponde a 16 de los 20 animales en total (80 %; IC del 95 %, 56,3 %–94,3 %).
Los registros representativos de la presión pleural procedentes de procedimientos exitosos mostraron diferencias claras y fisiológicamente significativas entre los sensores anterior y posterior (Figura 1). El catéter anterior generalmente exhibía oscilaciones cardíacas prominentes, mayores que las registradas mediante el balón esofágico, lo que refleja su proximidad al corazón y al mediastino. En contraste, las señales pleurales posteriores mostraban artefactos cardíacos mínimos y ondas respiratorias suaves, consistentes con la región torácica dependiente mecánicamente tranquila.
Durante la oclusión al final de la espiración, los catéteres correctamente posicionados mostraron un gradiente de presión pleural reproducible de dorsal a ventral. La presión pleural posterior fue consistentemente positiva al final de la espiración, mientras que la señal anterior varió de negativa a positiva (Tabla 2). El gradiente resultante entre 2 y 7 cmH₂O coincidió con la distribución esperada de presión superpuesta gravitacional en cerdos anestesiados y ventilados mecánicamente.
Cuatro procedimientos (20 %) se clasificaron como infructuosos. En tres animales, el procedimiento se interrumpió tras el acceso pleural anterior y la colocación del guía porque la tomografía computarizada mostró un neumotórax no controlado, debido a la punción inadvertida del parénquima pulmonar, lo que indicaba pérdida de la adhesión pulmón-pleural e impedía la medición confiable de la presión pleural. Por lo tanto, no se realizó la colocación del catéter ni la evaluación de la onda de presión en estos sujetos. El procedimiento infructuoso restante se debió a una colocación anterior desviada del catéter: el balón ingresó al espacio pleural pero no alcanzó la región ventral objetivo, lo que resultó en una onda que carecía del gradiente anterior-posterior esperado.
La imagenología por TC corroboró los hallazgos fisiológicos. En las colocaciones exitosas, se visualizaron los catéteres con balón en las regiones pleurales ventrales o dorsales previstas, en estrecha oposición con la pleura parietal (Figura 2). En el caso fallido fuera del blanco, la TC mostró una posición intrapleural del catéter fuera de la región objetivo. El examen post mortem confirmó además la posición del catéter y la ubicación pleural tras la finalización del protocolo (Figura 3).
En general, estos resultados demuestran que la técnica percutánea proporciona de forma confiable señales interpretables de presión pleural cuando se logra una colocación regional, y que tanto la morfología de la onda como la imagen por tomografía computarizada ofrecen indicadores prácticos del éxito o fracaso del procedimiento.
Figura 1: Formas de onda de las presiones pleural y de la vía aérea tras la evacuación del neumotórax. Se registraron simultáneamente las señales de presión en la vía aérea (rojo), presión esofágica (azul), presión pleural anterior (naranja) y presión pleural posterior (cian) durante la ventilación controlada por volumen. La región sombreada marca la maniobra de retención al final de la espiración utilizada para obtener los valores de presión al final de la espiración. El trazado posterior muestra oscilaciones cardiógenas mínimas y valores más altos al final de la espiración, mientras que el trazado anterior muestra oscilaciones cardíacas más pronunciadas y una presión más baja al final de la espiración. Durante la retención, la diferencia entre la presión pleural posterior y anterior representa el gradiente vertical de presión pleural. Abreviatura: cmH₂O = centímetros de agua. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Confirmación mediante tomografía computarizada de la colocación del catéter pleural. Las flechas amarillas indican el catéter anterior en la región pleural ventral, y las flechas rojas indican el catéter posterior en la región pleural dorsal. Se muestran cortes transversales (izquierda y centro) y sagitales (derecha) de tomografía computarizada para los sujetos P1 y P2. Las imágenes se obtuvieron tras la colocación del catéter y antes de la evacuación completa del neumotórax artificial. Posteriormente, se confirmó la preparación para la grabación tras el drenaje, observando la reexpansión pulmonar y formas de onda estables de la presión fisiológica. Se consideró una colocación exitosa cuando la localización del catéter se encontraba dentro de la región pleural anterior o posterior prevista, con una morfología de onda compatible. Abreviatura: CT = tomografía computarizada. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Confirmación anatómica post mortem de la colocación del catéter pleural. El examen torácico realizado al final del protocolo confirmó la posición del catéter intrapleural. Los círculos amarillos indican el catéter pleural anterior y el círculo verde indica el catéter pleural posterior. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Categoría de resultado | Número de animales (n = 20) | Porcentaje (%) | IC del 95% (%) | Descripción |
| Colocación anterior y posterior exitosa | 16 | 80% | 56,3–94,3 | Ambos catéteres, ventral y dorsal, colocados correctamente en las regiones diana |
| Colocación intrapleural pero fuera del objetivo | 1 | 5% | 0,1–24,9 | El catéter anterior dentro de la cavidad pleural pero no en la región diana |
| Insatisfactorio debido a neumotórax no controlado | 3 | 15% | 3,2–37,9 | Procedimiento abortado tras la colocación del alambre guía debido a neumotórax no controlado en la imagen por TC |
Tabla 1: Resultados del procedimiento en 20 sujetos experimentales. La tabla informa cada categoría de resultado, el número y porcentaje de animales, el intervalo de confianza del 95 % y la descripción. Abreviaturas: CI = intervalo de confianza.
| Sujeto | Presión anterior al final de la espiración (cmH₂O) | Presión posterior al final de la espiración (cmH₂O) | Gradiente vertical (cmH₂O) |
| 1 | -1.2 | 2.5 | 3.7 |
| 2 | -0.2 | 3.1 | 3.3 |
| 3 | -3.0 | 3.0 | 6.0 |
| 4 | 1.6 | 4.9 | 3.3 |
| 5 | 0.1 | 4.5 | 4.4 |
| 6 | -1.7 | 3.2 | 5.0 |
| 7 | 4.1 | 6.4 | 2.3 |
| 8 | -1.2 | 5.6 | 6.8 |
| 9 | -0.8 | 4.7 | 5.5 |
| 10 | 1.1 | 5.7 | 4.7 |
| 11 | -1.1 | 6.1 | 7.2 |
| 12 | -0.9 | 6.5 | 7.4 |
| 13 | -1.6 | 2.8 | 4.4 |
| 14 | 0.3 | 3.5 | 3.1 |
| 15 | 0.6 | 3.6 | 3.0 |
| 16 | 0.1 | 2.9 | 2.8 |
| Media | -0.2 | 4.3 | 4.5 |
| DE | 1.6 | 1.4 | 1.6 |
| Rango | -3.0–4.1 | 2.5–6.5 | 2.3–7.4 |
Tabla 2: Valores de presión pleural al final de la espiración en las regiones anterior y posterior y el gradiente vertical resultante. El gradiente se calculó como la presión posterior menos la anterior. Las mediciones se obtuvieron durante ventilación controlada por volumen con un volumen tidal de 10 mL/kg y una presión positiva al final de la espiración de 3 cmH₂O. Abreviaturas: PEEP = presión positiva al final de la espiración; VCV = ventilación controlada por volumen.
| Problema | Causa probable | Criterios de reconocimiento | Acción correctiva |
| Evacuación incompleta del neumotórax artificial | Oxígeno intrapleural residual tras la colocación del catéter y reexpansión pulmonar incompleta | Neumotórax residual persistente o aproximación pleural incompleta en la TC; valores absolutos de presión pleural poco confiables a pesar de las oscilaciones respiratorias conservadas | Reducir la FiO2 a 0,25 si es fisiológicamente tolerable, colocar al animal en posición prona y esperar 30 minutos para facilitar la reabsorción del oxígeno. Repetir la imagen de TC antes del registro de presión para confirmar la reducción del neumotórax y la reexpansión pulmonar |
| Neumotórax no controlado | Punción inadvertida del parénquima pulmonar durante el acceso pleural | Evidencia en TC de neumotórax grande o no controlado; reexpansión pulmonar incompleta; evidencia en el ventilador de fugas o mecánica inestable | No continuar con el registro de presión. Si no se puede obtener una medición confiable de la presión pleural, clasificar el procedimiento como fallido |
| Avance del catéter fuera del blanco | El guía o el catéter se avanzaron lateralmente o alejándose de la región pleural ventral o dorsal prevista | La TC muestra la posición del catéter intrapleural fuera de la región objetivo; la onda carece de las diferencias esperadas anteroposteriores o del gradiente de presión vertical | Reposicionar el catéter si es factible. Si no se puede alcanzar la región prevista, clasificar la colocación como subóptima o fallida |
| Onda pleural anormal | Mala colocación del catéter, llenado inadecuado del balón, mala aproximación entre el catéter y la pleura, fuga en la conexión o error del transductor o de la calibración a cero | Trazado plano, ruido excesivo, ausencia de oscilaciones respiratorias, valores absolutos de presión no fisiológicos o pérdida de la morfología esperada de la onda anterior/posterior | Verificar todas las conexiones y la calibración a cero del transductor. Confirmar el volumen de llenado del balón. Reevaluar la posición del catéter mediante imagen y repetir la evaluación de la onda antes del registro |
| Fuga persistente en la vía aérea o pleural | Punción del parénquima pulmonar o comunicación persistente entre la pleura y la vía aérea tras el acceso | Diferencia entre los volúmenes corrientes inspirados y espirados; presión de plateau inestable; incapacidad del flujo para regresar a cero durante la pausa inspiratoria | Detener la adquisición de datos. Reevaluar la mecánica del ventilador y las imágenes. Continuar solo si la fuga se resuelve y se restablecen ondas estables en la vía aérea y pleurales |
| Desplazamiento del catéter tras la retirada del introductor | Movimiento del catéter durante la retirada del introductor o fijación inadecuada a la piel | Cambio en la morfología de la onda tras la retirada del introductor; pérdida de las oscilaciones cardíacas anteriores esperadas; pérdida de la onda respiratoria suave posterior; evidencia en TC de desplazamiento | Asegurar el catéter a la piel con cinta adhesiva antes de retirar el introductor. Reevaluar la morfología de la onda tras la retirada del introductor. Confirmar la posición mediante TC si se sospecha desplazamiento |
| Fracaso al aspirar aire | El aire dentro del neumotórax artificial ha migrado lejos de la punta del introductor. | No se aspira aire al tirar del émbolo de la jeringa, generándose presión negativa durante el intento de aspiración. | Intentar la aspiración utilizando una jeringa de menor volumen. Si esto no es suficiente, realizar una imagen de TC para identificar la ubicación del acúmulo de aire y ajustar la posición del animal en consecuencia para acercar el acúmulo de aire a la punta del introductor. |
Tabla 3: Guía de solución de problemas para la colocación del catéter pleural percutáneo y el registro de la presión. Los problemas comunes se asocian con sus causas probables, criterios de reconocimiento y acciones correctivas. Abreviaturas: CT = tomografía computarizada; FiO₂ = fracción de oxígeno inspirado.
Discusión
Este protocolo percutáneo proporciona un método práctico y reproducible para obtener mediciones regionales de la presión pleural sin necesidad de toracotomía ni acceso toracoscópico. Varios aspectos del procedimiento son particularmente importantes para garantizar una colocación exitosa del catéter y grabaciones de presión de alta fidelidad.
Un elemento clave de la técnica es la punción anterior realizada bajo guía directa de ultrasonido torácico. El ultrasonido se utiliza para visualizar claramente la pleura y el espacio intercostal elegido, proporcionando una confirmación en tiempo real de la trayectoria de la aguja. Dado que el procedimiento requiere un manejo controlado y preciso de la aguja mientras se aproxima a la superficie pleural, empleamos una aguja Tuohy mejorada con ultrasonido para mejorar la visibilidad de la punta y minimizar el riesgo de punción pulmonar inadvertida o de no lograr acceder al espacio pleural16.
La visualización continua de la punta de la aguja es fundamental durante toda la progresión. Por este motivo, se prefiere un enfoque ecográfico en plano, ya que permite visualizar todo el eje y la punta de la aguja mientras avanza hacia el espacio pleural, mejorando la precisión del procedimiento y reduciendo el riesgo de punción pulmonar inadvertida.
El momento adecuado del avance de la aguja también es esencial. Avanzar la aguja durante una pausa al final de la espiración minimiza el movimiento cíclico de la superficie pleural asociado con la ventilación tidal, mejorando así la precisión y reduciendo la incidencia de contacto con el parénquima.
El neumotórax se creó utilizando oxígeno puro para facilitar la reabsorción de cualquier gas residual que no se eliminó mediante aspiración con jeringa. Esta reabsorción ocurre a través del gradiente de difusión de oxígeno entre el espacio pleural y los alvéolos, ya que el animal se ventila con una FiO₂ inferior a 1,017. Este enfoque minimiza el riesgo de que el gas intrapleural residual interfiera con las mediciones de presión. El volumen de oxígeno debe ser suficiente para separar las capas pleurales y facilitar el avance seguro del guía e introducidor, evitando al mismo tiempo una ampliación innecesaria del neumotórax artificial. Una vez completada la colocación del catéter, el oxígeno insuflado debe ser completamente evacuado antes de realizar las mediciones de presión.
Se requiere una colocación adecuada para permitir el acceso posterior. Girar al animal hacia una posición semiprona permite que el bolsillo de oxígeno intrapleural se desplace hacia atrás, haciendo accesible el espacio pleural dorsal mediante una punción a ciegas utilizando la misma técnica de Seldinger que para la punción anterior. Una rotación corporal adecuada es esencial para permitir la migración dorsal del bolsillo de oxígeno. Una rotación insuficiente puede impedir la separación de las capas pleurales posteriores, dificultando el avance del guía incluso con planificación asistida por TC del sitio de punción.
Después de la colocación del catéter, es obligatorio verificar la integridad del sistema. La ausencia de fugas en la vía aérea o en el espacio pleural se confirma comparando los volúmenes corrientes inspirados y espirados y realizando una pausa inspiratoria. Una presión de meseta estable junto con la reducción del flujo a cero indica que no existe fuga en curso y que el acceso pleural no genera una comunicación persistente con la vía aérea. Además, debe evaluarse la morfología de la onda de presión para verificar el funcionamiento y la posición correctos del catéter. Se espera que los registros anteriores muestren oscilaciones cardíacas más prominentes debido a su proximidad al corazón y al mediastino, mientras que los registros posteriores suelen mostrar ondas respiratorias más suaves con mínima interferencia cardíaca. Estas oscilaciones cardíacas representan una característica fisiológica esperada y no un artefacto de la señal, por lo que respaldan una posición correcta del catéter en la región anterior. El catéter debe fijarse firmemente a la piel con cinta adhesiva antes de retirar el introductor, para minimizar el riesgo de desplazamiento. Tras la evacuación del neumotórax artificial y la extracción del introductor, deben reevaluarse los trazados de presión para confirmar que la morfología de la onda se mantiene sin cambios, excluyendo así un posible desplazamiento del catéter durante las etapas finales del procedimiento. Estas comprobaciones son coherentes con los principios fundamentales de la ventilación mecánica y el monitoreo18. En el Tabla 3 se proporciona una guía concisa de solución de problemas para los problemas técnicos más comunes, sus causas probables, criterios de reconocimiento y acciones correctivas.
Una ventaja importante de este método es que se obtiene acceso pleural por vía percutánea, sin abrir la cavidad torácica. Los enfoques mínimamente invasivos generalmente son preferidos cuando logran el mismo objetivo experimental, ya que reducen la carga del procedimiento y evitan alteraciones innecesarias de las estructuras anatómicas19. En este modelo porcino, la técnica percutánea podría acortar el tiempo de preparación, evitar la toracotomía y ayudar a preservar la mecánica nativa de la pared torácica, aunque no se realizó una comparación formal con enfoques basados en toracotomía.
Este método tiene, no obstante, varias limitaciones. La colocación exitosa del catéter depende del operador y requiere experiencia en ecografía torácica, acceso percutáneo a la pleura y la técnica de Seldinger. La punción inadvertida del parénquima pulmonar durante el acceso pleural representa la principal causa de fracaso del procedimiento, ya que el neumotórax resultante impide la colocación posterior del catéter. Las mediciones de presión confiables también dependen de un llenado adecuado del balón. Tanto el subllenado como el sobrellenado del balón pueden alterar las mediciones de presión, lo que subraya la importancia de determinar el volumen óptimo de llenado antes de la adquisición de datos. Al igual que con cualquier técnica de medición directa de la presión pleural, la presión pleural solo puede muestrearse en la ubicación del catéter y, por lo tanto, refleja la mecánica pleural regional y no la distribución de presión de todo el espacio pleural. Aunque el oxígeno insuflado se aspira al final del procedimiento, no se puede verificar directamente la evacuación completa sin imágenes. Por lo tanto, puede quedar oxígeno intrapleural residual sin detectar, lo que podría influir en las mediciones absolutas de presión pleural. A pesar de estas limitaciones, las señales dinámicas de presión pleural fueron fisiológicamente interpretables en las colocaciones exitosas.
En general, este protocolo proporciona una técnica sencilla, mínimamente invasiva y basada en principios fisiológicos para obtener mediciones regionales de la presión pleural en modelos traslacionales. Su acceso percutáneo y las señales de presión regionales lo hacen adecuado para estudios que investigan la presión transpulmonar, la distribución regional de la presión y otros aspectos más amplios de la mecánica respiratoria.
Divulgaciones
Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por las subvenciones del NIH R01HL177025 y R01HL171199.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Cinta adhesiva | 3M Tegaderm | 1624W | Fijación del catéter antes del introduzador |
| Afeitadora para animales | 3M Clipper | 9661L | Eliminación del vello torácico |
| Atropina (inyectable) | Sparhawk Laboratories inc. | NDC:58005-354 | Premedicación intramuscular |
| Escáner de tomografía computarizada | NeuroLogica | Omnitom Elite PCD; 1-NL5100-060 | Evaluación de la posición del guía/catéter y neumotórax; |
| Software de adquisición de datos | ADInstruments | LabChart Pro 8.1.31 | Software de adquisición a 1.000 Hz sin filtrado digital |
| Sistema de adquisición de datos | ADInstruments | ML865 | Para la adquisición de la presión pleural |
| Transductor de presión diferencial | Harvard Apparatus / Hugo Sachs | 73-3882 | Transductor de presión para la grabación de la presión pleural |
| Toalla quirúrgica desechable | Cardinal Health | CAT 28700-004 | Preparación del campo estéril (Paso 2.1) |
| ECG & monitor de oximetría de pulso | Mindray | BeneView T5 | Monitoreo de parámetros vitales |
| Tubo endotraqueal, 7,0 mm | Teleflex Medical | REF 5-10314 | Intubación endotraqueal |
| Catéter con balón esofágico | Cooper Surgical | REF 47-9005 | Utilizado como catéter de presión intrapleural (Paso 2.1) |
| Fentanilo (inyectable) | Hikma | NDC 0641-6030-01 | Analgésia intravenosa |
| Compresas de gasa (estériles) | Medline | REF NON21430LF | Preparación del sitio (Paso 2.1) |
| Guía 0.025" × 33 cm | Teleflex Medical | REF AW-04025 | Para la técnica de Seldinger (Paso 2.1) |
| Bomba de infusión | Smiths Medical | Medfusion 4000 | Entrega continua de anestésico |
| Sistema introductor, 9 Fr | Cordis | REF 402-609X | Para la inserción de catéter intrapleural (Paso 2.1) |
| Ventilador mecánico | Maquet – Getinge | Servo-I, ventilación con control de volumen | |
| Pomada oftálmica | Lodi Veterinary Care | NDC 17033-211-38 | Protección corneal tras la inducción de la anestesia |
| Oxígeno 100 % (grado médico) | Airgas | N/A | Para neumotórax controlado |
| Pancuronio (inyectable) | Selleck Chemicals | S2497 | Bloqueo neuromuscular |
| Povidona–Solución de yodo | BICCA | CAT 3955-16 | Antisepsia de la piel |
| Propofol (inyectable) | NorthStar | NDC 16714-977-01 | Inducción y mantenimiento |
| Circuito respiratorio (circuito del ventilador) | Medline | REF NON026370 | Circuito estándar |
| Bisturí n.º 11 | Bard-Parker | REF 372611 | Para la incisión de la piel (Paso 2.1) |
| Campo estéril | Medline | REF MDT2168286 | Preparación del campo estéril |
| Guantes estériles (de látex) | Biogel | REF 31280 | Guantes protectores estériles |
| Bata estéril | Halyard | REF 95121 | Bata quirúrgica estéril |
| Jeringas de 10 mL | Medline | REF SYR110010 | Para aspiración/inyección (Paso 2.1) |
| Jeringas de 50 mL | BD | REF 309680 | Para la aspiración de aire pleural (Paso 2.1) |
| Tiletamina–zolazepam (inyectable) | Virbac | NADA 71805-06 | Telazol; sedación intramuscular |
| Aguja Tuohy, ecogénica 18G × 100 mm | Pajunk | REF 521185-31C | Para la punción pleural (Paso 2.1) |
| Sonda de ultrasonido (Butterfly iQ+) | Butterfly Network | 950-20002-00 | Utilizado con la aplicación Butterfly iQ para iPad (paso 2.1) |
| Software/aplicación de ultrasonido | Butterfly Network | Butterfly iQ 2.46; iPad 11 iPadOS 26 | Aplicación Butterfly iQ para iPad |
| Xilacina (inyectable) | Cronus Pharma | LLC |
Referencias
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