Un método de telemetría con chaqueta para el monitoreo de la adaptación cardiorrespiratoria durante el ejercicio en ratas

Resumen

Este protocolo de telemetría con chaleco no invasivo permite la monitorización simultánea de la adaptación cardiorrespiratoria y locomotora durante el ejercicio en ratas. Al evitar la implantación quirúrgica, este enfoque permite mediciones fisiológicas repetidas en los mismos animales, proporcionando una herramienta confiable para la investigación y la enseñanza en fisiología del ejercicio.

Resumen

La evaluación de la adaptación cardiorrespiratoria durante el ejercicio no solo es crucial para estudiar la adaptación fisiológica al entrenamiento físico, sino también esencial para la investigación preclínica, ya que las mediciones en reposo pueden ocultar fenómenos fisiológicos subyacentes. Sin embargo, los métodos preclínicos convencionales, como la telemetría implantada quirúrgicamente o las cámaras herméticas, presentan importantes limitaciones. Para superar estas restricciones, presentamos una metodología sin cirugía que utiliza un sistema de telemetría con chaleco, lo que permite la monitorización simultánea de la frecuencia cardíaca (FC), la frecuencia respiratoria (RespR) y la actividad locomotora (AL) en ratas durante el ejercicio forzado en cinta rodante. El protocolo implementa un proceso de aclimatación en dos fases diseñado para garantizar tanto el rendimiento adecuado de los animales durante la carrera como la integridad de los datos: primero, la habituación al uso del chaleco de telemetría, que integra sensores de pletismografía inductiva respiratoria y electrodos de electrocardiograma superficial; y segundo, una habituación de 2 semanas (cinco días por semana) al ejercicio en cinta rodante. Detallamos los procedimientos del equipo y los pasos esenciales de control de calidad, incluida la verificación en tiempo real de las señales, para minimizar el estrés en los animales y asegurar datos fisiológicos confiables y con bajo nivel de ruido. También proporcionamos ejemplos representativos de señales para ayudar a los usuarios a obtener una alta calidad de datos, especialmente durante los protocolos de ejercicio, pero también en otros contextos experimentales. Cuando se implementa correctamente, este protocolo permite una monitorización constante a velocidades de hasta 40 cm·s⁻¹, lo que posibilita la cuantificación de los cambios en FC, RespR y AL en comparación con los valores basales. Al eliminar la necesidad de intervenciones quirúrgicas, este protocolo se ajusta firmemente a los principios éticos de los 3R (reducir, perfeccionar, reemplazar). Aunque las técnicas descritas se centran en el ejercicio, tienen aplicaciones potenciales en diversos campos, incluyendo la caracterización cardiorrespiratoria integral, el entrenamiento en manipulación de animales, el monitoreo del bienestar y la fisiología, farmacología o educación.

Introducción

El desarrollo de modelos que proporcionen información valiosa sobre el panorama dinámico de la fisiología del ejercicio es de gran importancia en muchos campos, como el entrenamiento y el rendimiento, o la prevención de enfermedades y la rehabilitación. Entre los efectos fisiológicos asociados con el ejercicio, comprender las adaptaciones de las funciones cardíaca y respiratoria es un elemento crucial en contextos deportivos (entrenamiento/rendimiento) y clínicos (prevención/rehabilitación) para desarrollar programas específicos y personalizados de entrenamiento/rehabilitación. Por lo tanto, es esencial continuar descifrando los mecanismos de las adaptaciones cardiovasculares y respiratorias al ejercicio. Con este fin, se utilizan ampliamente modelos animales, incluidos roedores, en investigaciones preclínicas diseñadas para estudiar el efecto del ejercicio sobre las funciones cardíaca y respiratoria. De hecho, no solo permiten evaluar las adaptaciones cardiorespiratorias al ejercicio¹, sino que también son esenciales para estudiar fenómenos fisiopatológicos que podrían permanecer ocultos en reposo^2,3. Sin embargo, la obtención de datos fisiológicos relevantes durante el ejercicio representa un desafío tecnológico significativo. Para que los datos recopilados tengan sentido fisiológico, el proceso de adquisición debe ser lo más no invasivo posible. Idealmente, la monitorización debería realizarse sin interferir con las actividades del paciente o del animal, y las mediciones no deberían verse comprometidas por artefactos de movimiento. Actualmente, en la investigación preclínica, ningún dispositivo de medición único cumple plenamente con estos requisitos esenciales.

Además, un dispositivo ideal debería adherirse a los principios éticos de las 3R (reducir, perfeccionar, reemplazar), que orientan la investigación preclínica con animales⁴. Estos principios, junto con el contexto socioeconómico actual del uso de animales en investigación y docencia, subrayan la necesidad de desarrollar herramientas y modelos de investigación que permitan un uso más eficiente y responsable de los animales. A tal fin, el desarrollo y uso de dispositivos y sensores portátiles parece ser una prioridad.

Hoy en día, los principales métodos disponibles para evaluar directamente las funciones cardíaca y ventilatoria en roedores no pueden utilizarse eficazmente en protocolos de ejercicio debido a limitaciones prácticas. Por ejemplo, las cámaras de pletismografía de cuerpo entero sin restricción son reconocidas como un enfoque preciso y no invasivo para mediciones longitudinales y repetidas de la función ventilatoria en animales despiertos⁵. Aunque proporcionan mediciones confiables en condiciones de reposo, la locomoción activa genera artefactos de presión y ruido en la señal que pueden comprometer la interpretación de los datos respiratorios durante el ejercicio. De manera similar, la telemetría implantada está establecida como el estándar de oro para estudiar la función cardíaca en roedores libres de movimiento⁶ y puede utilizarse para monitorear el ECG y los parámetros hemodinámicos^2,7. Sin embargo, presenta importantes limitaciones, principalmente relacionadas con la implantación quirúrgica de sensores y transmisores. En particular, el dolor posoperatorio y la discapacidad derivados de la herida quirúrgica o del propio dispositivo implantado deben gestionarse mediante protocolos de cuidado adecuados^6,8,9. Más recientemente, un número creciente de estudios se ha centrado en métodos no invasivos. Por ejemplo, se han realizado estudios con dispositivos portátiles de telemetría de ECG utilizados externamente en cobayas¹⁰, dispositivos de detección de actividad respiratoria sin contacto basados en Doppler¹¹ o biosensores portátiles¹². Sin embargo, estas técnicas de monitoreo hasta ahora se han limitado a la etapa de prueba de concepto y deben desarrollarse más antes de poder utilizarse a gran escala. La telemetría con chaleco, que comúnmente se utiliza como solución no invasiva para la evaluación cardiorespiratoria en animales grandes como perros o primates^13,14, recientemente se ha adaptado a ratas de laboratorio^15,16,17 y a minicerdos juveniles¹⁸. El sistema ilustrado en Figura 1A–F consiste en un dispositivo de radio no invasivo y de baja restricción, sostenido en un chaleco que lleva el animal. Permite el monitoreo combinado de la actividad cardíaca mediante ECG de superficie, la función respiratoria mediante pletismografía inductiva respiratoria (RIP) y la actividad locomotora mediante acelerometría. Estudios previos han demostrado la capacidad de este sistema para monitorear eficazmente variables cardiorespiratorias en comparación con métodos invasivos^15,16. Más recientemente, se ha informado su uso como un enfoque complementario de monitoreo sin cirugía en diversos contextos, incluyendo evaluación farmacológica en condiciones de socialización^17,19 o modelos de enfermedad cardíaca²⁰.

Figura 1: Vista de los componentes principales del sistema de telemetría con chaleco. (A) Chaleco instrumentado colocado sobre su tubo de ajuste, (B) parches de Ag/AgCl para el monitoreo del ECG, (C) Emisor de radio para la recolección y transmisión de datos, (D) Animal usando el chaleco y el emisor, (E) Sistema de adquisición para el almacenamiento de datos y ejecución del software de telemetría, (F) Computadora conectada mediante un cable Ethernet, mostrando el software de telemetría a través de una interfaz de usuario web (UI). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Basado en un estudio de evaluación previo²¹ y en un protocolo de habituación²², el protocolo propuesto aquí presenta una metodología perfeccionada y no invasiva que utiliza un sistema de telemetría con chaleco, que permite la monitorización simultánea de la frecuencia cardíaca, la frecuencia respiratoria y la actividad locomotora en ratas durante ejercicio incremental.

Protocolo

Todos los experimentos se realizaron cumpliendo con las regulaciones europea (L276-33 2010/63/EU) y francesa (AGRG1231951D) sobre la protección y uso de animales de laboratorio. Los procedimientos in vivo de este estudio fueron aprobados por el Comité de Ética #012 (Universidad de Grenoble Alpes), acreditado por el Ministerio francés de Educación Superior e Investigación, bajo las referencias APAFIS#31347-2021042914221915 v2 y APAFIS #52237-2024112821304952 v5.

Figura 2: Resumen del protocolo experimental. (A) Protocolo experimental global que incluye las fases de habituación y ejercicio. El cronograma es indicativo y debe ajustarse según las observaciones en tiempo real y la efectiva habituación durante el experimento. En particular, los animales pueden habituarse al manejo durante la "Adaptación en el animalario". (B) Protocolo típico de ejercicio, que incluye una estabilización posterior al equipamiento de 60 min, una línea base registrada tras 3 min de reposo en la cinta rodante, un período de calentamiento, ejercicio incremental y una fase de recuperación. Los periodos de análisis de datos se indican mediante cuadrados rojos claros. Las etapas de velocidad especificadas son sugerencias y deben adaptarse según el modelo animal específico y los objetivos experimentales. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

1. Modelo animal

1. Utilice ratas procedentes de proveedores autorizados y aclimatadas a las condiciones de alojamiento (1 bar; 24 °C; 40–70% de humedad; ciclo de 12 h luz/oscuro) durante una semana, manteniéndolas por parejas en jaulas convencionales con acceso libre a alimento y agua, y provistas de enriquecimiento ambiental (material para anidar, objetos para roer, túneles de cartón).
2. Marque individualmente a los animales (con tinta en la cola).

2. Procedimiento de equipo

1. Eliminación del pelaje: Tiempo 1–2 min por animal
   1. Recorte el pelo del animal una vez por semana para garantizar un registro exitoso del ECG.
   2. Para minimizar el estrés y la anestesia el día del experimento, realice este procedimiento el día anterior; también puede realizarse el mismo día.
   3. Método A (Anestesia opcional): Administre una mezcla de anestesia gaseosa (1,5-5% de isoflurano, 20% de oxígeno y aire) y coloque a la rata en posición recumbente ventral (acostada sobre el vientre).
   4. Mantenga la duración de la anestesia al mínimo, típicamente 2–5 min, suficiente solo para el afeitado del pelaje.
   5. Recortar cuidadosamente el pelo en el tórax dorsal y lateral (Figura 3A), utilizando una cortadora, y marque la cola con tinta.
      NOTA: La recuperación completa y la deambulación suelen ocurrir dentro de los 5–10 minutos posteriores a la interrupción de la anestesia.
   6. Asegúrese de que el animal haya alcanzado este estado antes de devolverlo a su jaula de alojamiento.
   7. Método B (sin anestesia): alternativamente, inmovilice manualmente la rata durante el tiempo mínimo necesario para completar el afeitado del pelaje, típicamente menos de 2 min.
   8. Sujete al animal firmemente pero con suavidad y evite ejercer presión excesiva sobre el tórax.
   9. Recortar cuidadosamente el pelo en el tórax dorsal y lateral (Figura 3A), utilizando una cortadora, y marque la cola con tinta.
      NOTA: Si el animal muestra signos de angustia severa, suéltelo inmediatamente y permita un período de recuperación antes de intentar el procedimiento nuevamente. Se recomienda la ayuda de otra persona al utilizar este método.
   10. Limpie el área recortada con agua para eliminar el sebo producido por la rata’la piel y asegúrese de que la zona esté completamente seca. Seque la zona con gasa.
2.  Equipo para animales: Tiempo de 3 a 5 minutos por animal
   NOTA: Los pasos siguientes describen el procedimiento para colocarle al animal el chaleco, los sensores y el dispositivo telemétrico, minimizando la necesidad de restricción física.
   1. Seleccione el tamaño de chaqueta adecuado según el peso, el sexo y la cepa específica del animal, siguiendo las tablas de selección y las guías de tallas del fabricante.²³.
   2. Coloque cuidadosamente la chaqueta instrumentada sobre la herramienta de ajuste de chaqueta (tenga cuidado de no dañar los sensores ni los cables).
   3. Coloque la mochila sobre la muesca ubicada en la parte superior de la herramienta de ajuste (Figura 4A). Coloque la herramienta de ajuste sobre su base rectangular (Figura 4B) y coloque la rata frente a la abertura más ancha (lado de entrada del embudo) (Figura 4C).
   4. Si la rata no quiere pasar por la herramienta de ajuste, motive al animal colocando un túnel de enriquecimiento o su jaula de alojamiento frente a la salida.
   5. Tan pronto como la cabeza del animal emerja por el otro lado y sus patas delanteras sean visibles: use una mano para sostener la rata y la herramienta de ajuste juntas; use la otra mano para guiar las patas a través de cada orificio ubicado en el lado frontal de la chaqueta, a fin de colocarla y asegurarla correctamente en el animal (Figura 4D).
   6. Deslice suavemente la funda por todo el cuerpo del animal, retirando gradualmente la herramienta de ajuste a medida que avanza, y permita que el animal pase completamente a través de la herramienta hacia la salida.
   7. Asegúrese de que la chaqueta esté correctamente colocada sin pliegues de piel y verifique que el tamaño sea adecuado según las recomendaciones de verificación del ajuste de la chaqueta.
   8. Si es necesario, reemplace la chaqueta por una de tamaño adecuado. Los animales que no puedan adaptarse de forma segura o cómoda a pesar del ajuste de tamaño deben excluirse del estudio.
   9. Cuando el animal alcance el nivel deseado de la herramienta de ajuste, retire el elemento de motivación de su campo de visión, si se hubiera utilizado alguno.
      NOTA: Esto evitará que la rata siga pasando a través de la herramienta.
   10. Después de colocar la rata sobre la mesa de laboratorio, desenganche la mochila (Figura 4E) y desdoble la chaqueta (Figura 4F).
   11. Inserte el electrodo ECG de Ag/AgCl con la etiqueta roja (positiva) a través de la abertura izquierda de la chaqueta, marcada con una cruz rojaFigura 4G) e inserte el electrodo negro (negativo) en la abertura derecha.
   12. Coloque los electrodos en derivación II colocando el electrodo negro (negativo) detrás de la extremidad anterior derecha y el electrodo rojo (positivo) en la pared torácica lateral izquierda dentro de la zona rasurada, debajo de la banda torácica RIPFigura 3B, C).
   13. Aplique gel para ECG (0,1 a 0,3 mL) en el punto negro de cada electrodo utilizando la jeringa y el catéter para una deposición precisa del gel. Presione suavemente para que los electrodos se adhieran completamente a la piel del animal (Figura 4H).
   14. Conecte los sensores utilizados (electrodos de pletismografía/ECG) al emisor, y coloque el transmisor de telemetría y el paquete de baterías en la mochila sobre la espalda del animal (Figura 4I–J).
   15. Doble hacia abajo la parte trasera de la chaqueta para proteger la electrónica/los cables, reduciendo la fricción y manteniéndolos protegidos. Doble la mochila hacia la parte trasera de la rata (sobre la chaqueta doblada) y fíjela a la parte distal/posterior de la chaqueta con el ganchoFigura 4K).
       NOTA: Se aplica gel después de la inserción de los electrodos para evitar que se deslicen durante su colocación a través de las aberturas de la chaqueta. No se recomienda aplicar el gel previamente, ya que reduce la fricción y dificulta considerablemente la colocación precisa de los electrodos.
3. Inicio de la adquisición de la señal y verificación de la calidad de la señal
   1. Coloque el sistema de telemetría en la misma habitación que el registro (a una distancia de hasta 10 metros) y con visibilidad directa, posicionando idealmente la unidad por encima del animal o en el mismo plano.
   2. Encienda el sistema y abra el software de telemetría.
   3. Inicie la adquisición según el procedimiento del fabricante²⁴. Verifique la calidad de las señales de ECG y respiratorias e implemente los ajustes necesarios (consulte Figura 5).

Figura 3: Vistas de una rata anestesiada. (A) Áreas dorsal y lateral del tórax que indican dónde debe eliminarse el pelaje (paso 2.1): 1) la línea punteada indica el límite superior mínimo, y 2) las flechas de doble punta indican la longitud mínima del área afeitada. (B) Colocación recomendada de los electrodos del derivación II, con el electrodo negro (negativo) situado detrás del miembro anterior derecho y el electrodo rojo (positivo) en la pared torácica lateral izquierda dentro del área afeitada, debajo de la banda torácica RIP. (C) Colocación de los electrodos de la derivación I, mostrando los electrodos posicionados horizontalmente a través del tórax, el rojo (positivo) detrás del miembro anterior izquierdo y el negro (negativo) detrás del miembro anterior derecho. La configuración de la derivación II generalmente produce la mayor amplitud del complejo QRS y la mejor resolución de la onda P en ratas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Procedimiento paso a paso para equipar a una rata con la chaqueta, los electrodos y el dispositivo electrónico (sección 2). (A-B) Coloque la chaqueta sobre el tubo de ajuste. (C-D) Guíe al animal a través del tubo de ajuste y dentro de la chaqueta. (E-F) Desenganche la mochila y despliegue la chaqueta. (G) Inserte el electrodo de ECG con la etiqueta roja (positiva) por la abertura izquierda de la chaqueta, que está marcada con una cruz roja, e inserte (0,1 a 0,3 mL de gel conductor). (H) Masajee suavemente para que los electrodos se adhieran completamente a la piel del animal. (I-J) Conecte los sensores utilizados (plestimografía / electrodos de ECG) al emisor e insértelo en la bolsa. (K) Asegure la mochila utilizando el gancho rojo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

3. Procedimiento de eliminación y almacenamiento de equipos​dure - Tiempo: 1 min por animal

1. Coloque la rata sobre la mesa de laboratorio o sosténgala en la mano. Desconecte el gancho de la mochila. Desdoble la parte trasera de la chaqueta para acceder a las muescas y los electrodos. Retírelos cuidadosamente.
2. Extraiga el conjunto transmisor-batería de la mochila. Desconecte los cables de este conjunto.
3. Saque las patas delanteras de las aberturas. Permita que la rata avance mientras sostiene la chaqueta con la mochila.
4. Una vez finalizado, coloque nuevamente las tapas de plástico sobre los electrodos para evitar que el gel se seque. Inspeccione los sensores del cable; reemplace las chaquetas si están dañadas o desgastadas. Deje secar la chaqueta antes de guardarla en su bolsa individual.
5. Limpie el hardware con un desinfectante sin alcohol y una toallita; asegúrese de que todas las piezas estén secas. Desconecte el emisor de la batería para evitar la descarga.
   NOTA: La chaqueta se puede reutilizar en el mismo animal si el tamaño se ajusta al peso del animal y los sensores no están dañados (véase la sección correspondiente en la discusión para obtener más información).

4. Aclimatación al uso del chaleco de telemetría

NOTA: Las sesiones se organizaron según el siguiente procedimiento.

1. Equipe al animal siguiendo los procedimientos detallados en el "Equipo para animales" sección.
2. Asegúrese de que el chaleco quede ajustado pero cómodo. Inicie la grabación y devuelva al animal a su jaula de alojamiento.
3. El primer día de habituación, limite el tiempo que el animal lleva el equipo a unas pocas horas. Realice revisiones clínicas frecuentes para monitorear al animal’estado. Aumente gradualmente la duración diaria que el animal lleva puesto el equipo.
4. Disminuya progresivamente la frecuencia de observación si no se observan signos de incomodidad. Continúe este proceso hasta que el tiempo de habituación coincida con la duración objetivo de la grabación del estudio.
5. Detenga la grabación y retire el equipo del animal según el procedimiento recomendado. Inspeccione la calidad de los datos grabados y evalúe al animal’su recuperación y bienestar general antes de devolverlo a la sala de alojamiento.
   NOTA: Los pasos descritos anteriormente proporcionan un marco estándar, que debe adaptarse a las necesidades específicas del estudio.

5.  Habituation al ejercicio en cinta rodante

1. Equipar al animal (según la sección previamente descrita "equipamiento del animal"). Iniciar la grabación.
2. Devolver al animal a su jaula para un período de estabilización post-equipamiento de 60 min, asegurando una estabilización fisiológica completa tras la colocación del chaleco, de acuerdo con recomendaciones previamente establecidas^17,18,19.
3. Transferir al animal a la cinta rodante detenida y esperar 3 min. Iniciar una primera etapa de velocidad lenta a 5 o 10 cm.s^-1 durante 1,5 min.
4. Someter al animal a incrementos progresivos de la velocidad de carrera, aumentando 5 cm.s^-1 cada 2 min, y motivar al animal a correr durante las etapas iniciales mediante descargas eléctricas de la cinta rodante a una intensidad típica de 0,2 mA.
5. Al finalizar el ejercicio, devolver al animal a su jaula. Esperar 30 min antes de desequipar al animal.
6. Repetir este protocolo de habituación al ejercicio en la cinta rodante durante 2 semanas, 5 días por semana, con un aumento gradual de la velocidad de carrera y la duración del ejercicio.
   NOTA: La duración total de este proceso debe oscilar entre 5 min (el primer día de habituación) hasta alcanzar progresivamente los 25 min (el último día de habituación).
7. Monitorear la velocidad de carrera alcanzada, así como el número de descargas, para ajustar la intensidad y duración del ejercicio durante la habituación de 2 semanas.
8. Como criterio de finalización ético, terminar la sesión si el animal recibe 10 descargas o una duración acumulada de descargas de 10 s. Devolver al animal a su jaula y monitorear visualmente su comportamiento.
   NOTA: Se muestra una imagen representativa de una rata corriendo en la cinta rodante mientras lleva puesto el sistema de telemetría con chaleco en Figura 6.

Figura 5: Trazados típicos de ECG y respiratorios durante la verificación de la calidad de la señal (paso 2.3). Los ECG se registraron a 500 Hz/24 bits y los volúmenes respiratorios a 200 Hz/32 bits. (A) El gráfico muestra un ECG de alta calidad (ondas P, QRS y T definidas, bajo ruido, ventana de 3 s con amplitud > 0,5 mV). (B) El gráfico muestra una señal respiratoria de alta calidad (ciclos definidos en reposo, ventanas de 20 s, con amplitud > 0,5 u.a.). (C) El gráfico muestra un ECG de baja calidad (alta interferencia como ruido de 50/60 Hz con amplitud > 0,5 mV, desviación de la línea base o complejos QRS pequeños/planos, ventanas de 1,5 s). (D) El gráfico muestra una señal respiratoria de baja calidad (alta desviación de la línea base con amplitud > 5 u.a., dificultando la identificación, ventanas de 12 s). La señal respiratoria refleja cambios relativos en la circunferencia torácica y abdominal medidos mediante plestimografía por inductancia respiratoria (RIP); se expresa en unidades arbitrarias (u.a.) ya que no se realizó calibración de volumen en este protocolo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

6. Monitoreo fisiológico durante el protocolo triangular

1. Equipar al animal (según la sección previamente descrita "equipamiento del animal"). Iniciar la grabación y esperar la estabilización tras el equipamiento en la jaula de alojamiento (recomendado: 60 min), seguido de un período de reposo de 3 min en la cinta rodante antes de las mediciones de línea base (BL) (Figura 2B).
2. Permitir que el animal se adapte mediante un período de calentamiento a baja velocidad (5 min a 5 cm.s^-1) antes del inicio de la prueba de ejercicio.
3. Someter al animal a niveles sucesivos de velocidad, típicamente 10, 20, 30 y 40 cm.s^-1, con una duración de 5 min por nivel.
4. Después del ejercicio, devolver a los animales a sus jaulas manteniéndolos aún equipados, permitiendo así un monitoreo continuo de las funciones cardíaca y respiratoria durante el período de recuperación.
   NOTA: Un protocolo típico de ejercicio para evaluar la velocidad máxima es el protocolo triangular. Consiste en un incremento progresivo de la velocidad (por ejemplo, de 10 a 40 cm.s^-1 como máximo) cada 5 min, adaptado de Qin et al.²⁵. La selección de los niveles de velocidad, incluyendo tanto el número de etapas como sus rangos específicos, debe adaptarse a los objetivos del experimentador y al nivel de estrés fisiológico deseado.

7. Registro de variables fisiológicas y análisis de datos

1. Equipe al animal con el dispositivo de telemetría con chaqueta y utilice el software de telemetría para monitorear diferentes variables, incluyendo pero no limitándose a: frecuencia cardíaca (FC), expresada en latidos por minuto (lpm), que se calcula a partir del registro del ECG; frecuencia respiratoria (FR), en respiraciones por minuto (rpm), o el nivel de actividad locomotora (AL) en mG.  
2. Detenga la grabación al final del experimento, tras el período de recuperación.
   NOTA: mG corresponde a   y se define como  con , las componentes dinámicas de la aceleración.
3. Siga el enfoque previamente validado²¹, en el cual se ha demostrado que un flujo de trabajo automatizado produce datos fisiológicos confiables sin intervención manual.
4. Verifique que los umbrales de exclusión para el intervalo RR (85 ms a 6 s) y la duración del ciclo respiratorio (0,15 a 10 s) estén configurados ampliamente en el software de telemetría para garantizar un flujo de trabajo de limpieza de datos completamente automatizado, sin edición manual, limitando así las decisiones dependientes del operador.
5. Revise la calidad de la señal y, si es necesario, ajuste los parámetros de detección dentro del software para optimizar la detección de ciclos para un animal determinado sin editar manualmente ciclos individuales.
6. Promedie las variables cada 10 s para cada animal y presente los resultados como media ± EE. Marque periodos específicos de interés dentro del software de telemetría.
7. Defina la línea base como los últimos 30 s del período de reposo de 3 min tras colocar al animal en la cinta rodante, cuando el nivel de actividad locomotora cae por debajo de 10 mG.
8. Para el Protocolo de Ejercicio, etiquete los últimos 30 s de cada nivel de velocidad completado con éxito. Excluya los datos de cualquier nivel fallido y de todos los niveles subsiguientes.
   NOTA: Excluir niveles fallidos provoca una reducción progresiva del tamaño de la muestra en las etapas de mayor velocidad.

Resultados

Los resultados descritos en la sección «resultados representativos» se obtuvieron en 20 ratas Wistar adultas (machos; 250–400 g).

Figura 5 ilustra la diferencia entre señales telemétricas típicas de alta y baja calidad registradas de un animal en reposo. Figura 5A y Figura 5B presentar ejemplos de alto-datos de alta calidad. El electrocardiograma (ECG) en Figura 5A es de alta calidad, mostrando ondas/complejos P, QRS y T bien resueltos, con mínima deriva de la línea base o interferencia de la red eléctrica. De manera similar, la señal respiratoria en Figura 5B presenta la calidad esperada, con ciclos respiratorios claros y bien resueltos. Por el contrario, Figura 5C y Figura 5D muestra ejemplos de señales de baja calidad. El ECG de baja calidad en Figura 5C se caracteriza por una alta interferencia eléctrica, tal como ruido destacado de la red eléctrica de 50/60 Hz, o desviaciones importantes de la línea base. La señal también muestra complejos atenuados o ausentes (complejos QRS pequeños o planos), lo que dificulta la separación precisa de los ciclos cardíacos. La señal respiratoria de baja calidad en Figura 5D de manera similar sufre de una alta deriva de la línea base y ciclos atenuados, lo que dificulta gravemente la identificación confiable de los ciclos respiratorios, incluso cuando el animal está en reposo.

Figura 6: Imagen de una rata Wistar realizando ejercicio (paso 6). La rata está realizando ejercicio en la cinta de correr individual (velocidad de la cinta = 20 cm·s^-1) equipada con el chaleco de telemetría, los electrodos y el dispositivo electrónico. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Los datos presentados en la Figura 7A–C se obtuvieron en cuatro ratas macho Wistar, que pesaban entre 330 y 340 g y tenían 10 semanas de edad al momento de su llegada. Las ratas usaron el chaleco de telemetría durante 5 días consecutivos (del día 1 al día 5). Cada sesión consistió en equipar al animal seguido de una grabación de 3 h en su jaula de alojamiento. El análisis de video se realizó manualmente para identificar comportamientos asociados con variaciones fisiológicas.

Las dos primeras sesiones de habituación indujeron un estrés más pronunciado, caracterizado por un aumento de la frecuencia cardíaca (FC) (entre 400 y 500 ppm) y de la frecuencia respiratoria (FR) durante la primera hora tras la colocación. Estos periodos de activación fisiológica elevada coincidieron con una actividad exploratoria intensa (olfateo, encabritamiento frecuente) y aseo, tal como se observó mediante la cámara. Por el contrario, cuando se realiza correctamente, se espera que el protocolo de habituación de 3 a 5 días descrito anteriormente atenúe esta estimulación inicial.

Al tercer día de habituación, la FC y la FR regresaron a sus valores basales más rápidamente, estabilizándose aproximadamente a 350 lpm y 100 rpm respectivamente, unos 35 min después del ajuste.

Figura 7: Estabilización fisiológica durante días consecutivos de habituación (Paso 4). Los paneles muestran (A) frecuencia cardíaca (FC; lpm), (B) frecuencia respiratoria (FR; rpm), y (C) nivel de actividad (NA; mg) durante la hora posterior al ajuste del chaleco de telemetría. Los datos se recopilaron durante 5 días consecutivos de habituación (n=4; machos, cohorte independiente). Los datos se representan como media ± EEPM calculada cada 5 minutos. Las líneas en negrita destacan el primer día de habituación (marcadores circulares púrpura) y el último día de habituación (marcadores triangulares verdes). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Los resultados se obtuvieron en dos grupos experimentales de ocho ratas que completaron con éxito el procedimiento de habituación a la cinta rodante. Estos animales se incluyeron en dos experimentos independientes realizados por investigadores diferentes. En el primer grupo (Grupo 1; líneas azules), todos los animales lograron correr con la chaqueta hasta una velocidad de 30 cm.s^-1, y 7 de los 8 animales completaron la velocidad máxima de 40 cm.s^-1 sin alcanzar el número máximo de descargas eléctricas. Por el contrario, en el segundo grupo (Grupo 2; líneas naranjas), 7 de cada 8 animales tuvieron que detenerse a los 20 cm.s^-1 porque alcanzaron el criterio ético humano de punto final de 10 descargas eléctricas.

Figura 8 muestra ejemplos individuales de los dos grupos. El protocolo de ejercicio para la Rata 0 se terminó prematuramente. Su período de recuperación comenzó cuando se detuvo la cinta rodante, lo cual ocurrió antes de que el animal pudiera completar la etapa de velocidad de 20 cm.s^-1. Por el contrario, la Rata 1 completó con éxito el protocolo de ejercicio, mostrando una adaptación fisiológica gradual tras un aumento inicial al comienzo del ejercicio en la cinta rodante. Esta adaptación se caracterizó por un incremento progresivo de la FC (Figura 8A), la FR (Figura 8B) y la AL (Figura 8C) a lo largo de las diferentes etapas de velocidad, con una actividad fisiológica elevada mantenida hasta la finalización exitosa de la etapa de 40 cm.s^-1. Al detenerse la cinta rodante, comenzó la fase de recuperación, marcada por una disminución de la FC (Figura 8A), la FR (Figura 8B) y la AL (Figura 8C), que regresaron progresivamente a los niveles basales.

Figura 8: Respuestas fisiológicas individuales durante el protocolo de ejercicio triangular (Paso 6). Los paneles muestran (A) frecuencia cardíaca (FC; lpm), (B) frecuencia respiratoria (FR; rpm), y (C) nivel de actividad (NA; mg) para dos sujetos: Rata 1 (macho), que completó la etapa de velocidad máxima, demostrando un entrenamiento adecuado, y Rata 0 (macho), que interrumpió la actividad en la etapa de velocidad de 20 cm.s^-1. Las líneas continuas indican los periodos en que el animal estaba corriendo, mientras que las líneas punteadas representan el periodo de recuperación tras la finalización de la actividad en la cinta rodante. La fase de calentamiento corresponde al periodo de 5 min a 5 cm.s^-1 tras el inicio de la cinta rodante y antes del comienzo real de la prueba. Los datos se representan como la media calculada cada 30 s. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Como se informa en la Figura 9, las mediciones basales del grupo 1 se registraron en la cinta rodante como: FC de 395±14 lpm, FR de 177±15 rpm y AL de 15±2 mG. El dispositivo de monitoreo midió un aumento fisiológico inicial de: FC (+26 %, +101 lpm) (Figura 9A), FR (+46 %, +82 rpm) (Figura 9B) y AL (+1210 %, +189 mG) (Figura 9C) inducido por el inicio de la cinta rodante en comparación con el valor basal. Se midió un aumento fisiológico inducido por el ejercicio a 40 cm·s^-1 para el grupo 1: FC (+28 %, +110 lpm) (Figura 9A), FR (+71 %, +126 rpm) (Figura 9B) y AL (+2839 %, +443 mG) (Figura 9C) en comparación con el valor basal. Se registraron valores basales comparables para el grupo 2: FC de 399±18 lpm, FR de 150±15 rpm y AL de 11±3 mG. El dispositivo de monitoreo midió un aumento fisiológico inducido por el ejercicio hasta 20 cm·s^-1 como: FC (+23 %, +90 lpm), FR (+81 %, +122 rpm) y AL (+1555 %, +171 mG) en comparación con el valor basal. No se comparan los valores para velocidades más altas en este grupo, dado que solo un animal alcanzó esas etapas de velocidad (Figura 9D).

A pesar de estas diferencias, ambos grupos mostraron un gran aumento inicial en la FC, la FR y la AL al comenzar el uso de la cinta transportadora, seguido de un aumento progresivo y comparable en estos parámetros a medida que aumentaba la velocidad de la cinta.

Figura 9: Parámetros fisiológicos y perfiles de recuperación en diferentes grupos experimentales independientes. Los paneles muestran (A) frecuencia cardíaca (FC; lpm), (B) frecuencia respiratoria (FR; rpm), y (C) nivel de actividad (NA; mG) durante una etapa de velocidad de ejercicio forzado del protocolo triangular (Paso 6) y la fase subsiguiente de recuperación. Los datos se muestran para el Grupo 1 (azul; n = 8 machos) y el Grupo 2 (naranja; n = 8 machos), obtenidos de dos ensayos independientes realizados por diferentes investigadores en momentos distintos. (D) El número de animales que completaron la etapa de velocidad. Los datos se representan como media ± EE, excepto en el panel D, que representa recuentos de animales. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Discusión

This protocol presents a simple and non-invasive method for monitoring cardiorespiratory system adaptation in rodents during an incremental exercise test (IET)²⁵. This approach is particularly relevant not only for studying exercise physiology, but also for protocols aimed at revealing functional alterations induced by pathological models that may not be apparent at rest^2,3.

Although the protocol is designed for easy implementation, special attention must be paid to the selection of the appropriate jacket size. The habituation phases to the jacket and treadmill are the most critical steps. Furthermore, checking signal quality before recording begins is essential. To ensure data reliability, these various points may require adjustment or troubleshooting. These checkpoints are detailed below.

Jacket fit verification

If an animal manages to remove its jacket during the habituation period or appears uncomfortable, re-examine the fit to ensure the correct size has been selected, referring to the manufacturer's sizing recommendations²³. If the animal can be equipped with the jacket but doubts remain about the fit, try passing a finger between the jacket and the animal’s shoulder to check that the thoracic bands are not excessively compressing the animal’s body. A finger should pass through easily, and the fabric should remain soft when the jacket is gently stretched. If inserting a finger is difficult or excessive pressure from the fabric is noticed, remove the jacket as the animal is likely being compressed. Conversely, a jacket that is too large will not remain in place for long after fitting and is easy for the animal to remove. Even if an oversized jacket can be fitted, it will tend to shift backward behind the shoulder blades. If the jacket moves even slightly, the animal may place a paw through the outer edge and eventually remove the entire device.

Acclimatization & Jacket fitting

The acclimatization phase is a critical step for minimizing stress on the day of the experiment. Indeed, even non-invasive procedures or routine handling can induce temporary stress responses^26,27. The acclimatization period allows both the animals and the experimenters to become familiar with the procedure, and enables the animals to progressively adapt to the additional weight of the telemetry device (approximately 15 g), which represents less than 10% of the body weight of an adult rat within the recommended weight range.

While a five-day habituation period has been employed in this protocol, it represents an indicative duration and can be adjusted as needed. Indeed, the results in Figure 7A–C show that HR, RespR and AL values recorded after 1 h of stabilization plateaued after three days, corroborating earlier studies^17,19,21 that successfully utilized a three-day protocol. In any case, the absence of normalization of cardiac and respiratory functions during a habituation session should be considered a strong indicator of animal discomfort, and therefore, insufficient habituation. If such a phenomenon occurs regardless of the fit of the jacket, it is strongly recommended to check the rats' environment and housing conditions to eliminate potential stressors^28,29. Furthermore, it is essential to distinguish transient behaviors, such as attempts to gnaw the jackets or secretion of porphyrins (red tears), primarily induced by exposure to an unfamiliar situation²⁶, from persistent reluctance to wear the jacket, which remains exceptional. In the former case, the frequency of these behaviors should decrease as habituation progresses, indicating the animal’s gradual acceptance of the procedure. In the latter case, the reluctance to wear the jacket does not diminish and repeated exposure may constitute negative reinforcement. In the experiments presented in this article, only one of the 16 rats attempted to gnaw the jacket on the first day of acclimatization and this behavior was not observed in subsequent sessions. While all animals ultimately tolerated the jacket, the possibility remains that a specific individual might consistently refuse to wear it, necessitating its exclusion.

Treadmill habituation and triangular protocol

Although the proposed habituation protocol is commonly used^30,31; the contrasting outcomes obtained from the two separate experiments reflect the natural variability across individual and cohort responses. Despite undergoing the same standardized habituation, Group 2 reached the ethical shock limit at lower speed stages, suggesting insufficient adaptation to reach the targeted exercise speeds. Notably, the average heart rate was higher in Group 2 than in Group 1 at the 20 cm.s⁻¹ stage despite similar baseline values, which may reflect a heightened stress response, lower cardiovascular fitness, or individual variability; however, the limited sample size (n=1 in Group 2 beyond this speed) precludes any definitive interpretation. This underscores the necessity of continuous monitoring during habituation to adjust the protocol dynamically and account for environmental factors or cohort-specific characteristics that drive inter-experiment variability. To ensure adequate preparation, each animal's advancement and number of shocks received over the ten-day period should be tracked throughout the habituation period, allowing for protocol adjustments based on regular reassessments of individual progress toward the target maximum speeds of the incremental test. As a general indication, animals typically require the first two to three sessions to adapt to treadmill running at low speeds (below 10–20 cm.s⁻¹), before progressively tolerating higher speeds (20–30 cm.s⁻¹) over the intermediate sessions (day 3 to 6). By the final habituation sessions, well-adapted animals should be capable of sustaining the target speed (around 40 cm.s⁻¹) before day 10 for the full session duration without reaching the shock limit. A pre-test incremental session is recommended to verify each animal's capability to reach the target speed. This step serves as a final check to allow extension of the habituation period for animals that fail to complete it satisfactorily. Ultimately, it is critical to ensure that habituation sessions remain sub-maximal; they should not constitute physical training or influence performance during the subsequent IET^30,31. Rather than representing a methodological failure, the inclusion of both outcomes here is intentional, as it provides users with a realistic illustration of the range of responses that can be expected in practice. This protocol serves a dual purpose: acclimatizing the animals to the equipment and identifying those unable to perform the required exercise. While 'non-runners' are frequently not mentioned in published reports, the literature suggests that more than 10% of rats may fail to complete habituation³². Consequently, these individuals should be identified early and excluded from the study. Given the potential for animal exclusion due to both treadmill non-compliance and jacket refusal, including one or two additional animals per cohort to maintain a statistically robust sample size is recommended.

Signal quality

Another frequent troubleshooting scenario involves addressing poor recorded signal quality (as illustrated in Figure 6, "representative results"). If poor ECG quality persists after 2–3 min (the time required for the gel to establish proper contact between the skin and the electrodes), the following corrective actions can be taken: 1. Check for interference: Ensure that no skin folds, jacket folds or fur regrowth are interfering with electrode contact. 2. Improve conductivity: Gently massage the skin over the electrodes. If necessary, apply additional conductive gel directly to the black dots in the center of the adhesive side of the electrodes. 3. Inspect equipment: Carefully examine the electrodes and wires for any signs of damage, and consider replacing the electrodes if signal quality remains poor or if damage is apparent. If the RIP signal is noisy, first verify the jacket size and the integrity of the internal sewn sensors. If the size is inappropriate or the sensors are damaged, the jacket must be replaced, as this is the only effective solution for restoring signal quality. Overall signal quality may decrease at higher speeds compared to baseline recordings, due to motion-induced mechanical noise manifesting as increased baseline wander and motion artifacts. The influence of these artifacts and the corresponding mitigation strategies has been thoroughly described elsewhere²¹.

This study uses a rodent-specific jacket for multimodal physiological assessment (cardiac, ventilatory, and actigraphy) during incremental exercise on a treadmill. Previous studies have demonstrated that this device yields results comparable with invasive methods for assessing cardiac^16,33,34 and ventilatory¹⁵ functions, which are established as the gold standard. However, most of these invasive methods are generally incompatible with exercise protocols performed in freely moving animals. Only the use of implantable telemetry sensors (for a review see³⁵) makes this type of experimentation possible. However, implanting these sensors requires extensive surgery, which may compromise animal welfare through postoperative pain, location of surgical wounds, or discomfort related to the device bulk, and may ultimately alter the animal's phenotype or ability to perform exercise^8,9,36. In this context, preserving the animal’s physical integrity during the investigation represents a major advantage of this method. Furthermore, while specialized metabolic treadmills allow for the measurement of oxygen consumption () and carbon dioxide production (), they do not provide direct functional indices of cardiac or respiratory performance. The external telemetry system used in this protocol is compatible with this equipment, addressing this gap by effectively complementing the endpoints accessible through these methodologies. Finally, although treadmill speed is often used as a proxy for mechanical work performed during IET, the integration of an accelerometer enables direct measurement of actigraphy, thereby providing richer data on animal activity and allowing movement analysis beyond simple locomotion speed.

Beyond exercise physiology, this jacketed telemetry system may have broader applications in experimental settings requiring non-surgical ambulatory cardiorespiratory monitoring. Following appropriate acclimatization, prolonged recordings have been implemented up to 48 h³³, thereby opening perspectives for circadian or sleep-related physiology studies, as well as longitudinal monitoring protocols. In addition to the exercise protocol presented here, this technology has already been applied in other contexts, including cardiovascular phenotyping in disease models, where ECG-derived parameters and heart rate variability have recently been reported in rat models of ischemic cardiomyopathy²⁰ and of chronic kidney disease-associated cardiovascular dysfunction³⁷, illustrating its applicability beyond acute exercise settings. Such an approach may also be of interest for other preclinical applications involving spontaneous or challenge-induced activity, including seizure or epilepsy models, safety pharmacology studies^17,19, and post-surgical recovery monitoring³⁸. Although these applications were not specifically evaluated in the present study, they illustrate the versatility and translational potential of this non-surgical monitoring platform. The current method presents several limitations that require consideration. First, the proposed protocol is generic and designed for healthy animals. Therefore, the fit and tolerance of the jacket may vary depending on animal size, body composition, strain, sex, and physiological condition, potentially limiting its applicability in very small, obese, or diseased animals. Moreover, researchers working with specific models (e.g., obese animals) must adapt the exercise program independently of the measurement system.

Conducting a preliminary test on a small cohort of animals to thoroughly evaluate potential constraints before performing the main experiment is highly recommended. It should also be noted that this protocol was developed using a proprietary jacketed telemetry system. While the general principles described here are broadly applicable, performance characteristics such as signal quality, jacket fit, and data output format may differ from those of other telemetry platforms. Researchers are therefore encouraged to validate their specific system before performing the main experiment. In addition, considering the ethical and societal aspects of preclinical research, the use of a mild aversive stimulus (low-intensity electrical stimulation) to control exercise, as presented here, may be questioned. Despite increasing regulatory scrutiny, this approach remains the most widely used method. As recently reviewed by Okamoto et al.³⁹, it is still the preferred option when precise control of exercise intensity and duration is required. Conversely, when strict control of exercise is not essential, some studies propose replacing electrical stimulation with potentially less aversive stimuli, including compressed air, tactile cues, or noise (for a review see⁴⁰). Similarly, the use of reward-based paradigms as an alternative to aversive stimuli has been explored for more than a decade⁴¹; however, standardized exercise protocols relying solely on positive reinforcement have not yet been established. The potential applications of this method are considerable, spanning both specific research contexts and educational settings. In research settings, this approach is broadly applicable to studies requiring a controlled exercise protocol to assess cardiorespiratory function. Its main applications include: i) Performing exercise tests comparable to those used in humans to accurately evaluate the adaptive capacity of the cardiorespiratory system in healthy and pathological conditions; ii) Standardizing training or rehabilitation protocols across various animal models of experimental disease; iii) Facilitating the longitudinal monitoring of the physiological effects induced by training or rehabilitation over extended periods; iv) detecting physiological alterations, such as those associated with heart failure, that may not be apparent in animals at rest. From a pedagogical perspective, this model offers substantial advantages for university practical training, thereby directly or indirectly adhering to the 3Rs principles⁴ : “Refinement”, “Reduction” and “Replacement” in the use of animals. It promotes “Refinement” through its completely non-invasive nature, thereby preserving the animal’s physical integrity, unlike traditional methods for studying cardiorespiratory physiology. Furthermore, such a multi-modal approach allows students to study cardiac and respiratory physiology using a single system during one session, providing an integrated illustration of physiological homeostasis. This indirectly contributes to a “Reduction” in animal numbers. In an educational context, this system could also support “Replacement” by enabling the creation of realistic physiological databases to complement practical training and simulation-based learning in physiology education to illustrate a wide range of physiological scenarios⁴². Indeed, for educational purposes, the troubleshooting scenarios described in this protocol are particularly valuable, as they provide examples derived from real-world experimental conditions in which inter-individual variability and technical challenges can be illustrated. As universities increasingly complement or replace animal use with simulation tools, it is relevant to have access to such examples. Additionally, enriching the physiological recordings with video data obtained during the present protocol can provide students with visual context, including examples of unresponsive animals, thereby enhancing interpretation and learning.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Cámara ojo de pez de 6 MPX	Reolink, Hong Kong, China	FE-W	Utilizada para observar a los animales durante la habituación.
Afeitadora	Aesculap Schermaschinen, Suhl, Alemania	Clipper Aesculap Exacta GT416	Utilizada para la eliminación del vello. Cualquier afeitadora con cable o con batería con capacidad de corte de 0,1 mm es adecuada.
Ordenador con navegador web	Cualquier proveedor	N/A	Utilizado para abrir el software de telemetría y grabar el vídeo. Cualquier ordenador con un navegador web reciente puede utilizarse.
Electrodos ECG desechables adhesivos de superficie	ETISENSE, Lyon, Francia	ELEC-R-1PAIR	Electrodos de Ag/AgCl de superficie que se insertan debajo de la chaqueta para la grabación del ECG.
Gel conductor para ECG	ASEPT INMED, QUINT-FONSEGRIVES, Francia	Uni Gel ECG, 251005	Utilizado para mejorar el contacto y la adherencia de los electrodos de ECG. Cualquier gel conductor para ECG puede utilizarse.
Estación de anestesia gaseosa	TEM SEGA, Saint-Médard-en-Jalles, Francia	Estación de anestesia gaseosa veterinaria Portico con evaporador ISOTEC 3	Utilizada para la anestesia de los animales durante el afeitado del vello. Cualquier estación de anestesia equivalente para roedores puede utilizarse.
Gasa	Cualquier proveedor	N/A	Utilizada para secar la zona afeitada tras la limpieza. Cualquier gasa absorbente estéril o no estéril es adecuada.
Chaqueta instrumentada	ETISENSE, Lyon, Francia	JKT-RAT-T1	Chaqueta de telemetría con sensores respiratorios utilizada para mantener los electrodos y el transmisor en su lugar. Disponible en diferentes tamaños según el peso y la cepa de los animales; consulte las tablas de selección del fabricante para elegir el tamaño adecuado23.
Catéter intravenoso sin aguja	TERUMO, Laguna, Filipinas	SURFLO 22G 0,85x25 SR+OX2225C1	Utilizado para la aplicación precisa del gel. Puede reutilizarse. Cualquier combinación equivalente de jeringa y catéter puede utilizarse.
Isoflurano	Virbac, Santé Animale, Francia	Vetflurane, 401346	Formulación veterinaria de isoflurano utilizada para anestesia gaseosa durante el afeitado del vello (1,5–5 % en 20 % de oxígeno y aire). Cualquier otro isoflurano veterinario equivalente puede utilizarse. Utilice según las normativas locales.
Herramienta para colocar la chaqueta	ETISENSE, Lyon, Francia	FTUB-R-BD	Herramienta opcional, utilizada para facilitar la colocación de la chaqueta en el animal con mínima restricción.
Cinta de correr motorizada	BIOSEB, Vitrolles, Francia	BX-TM	Cinta de correr motorizada de una o varias vías que proporciona descargas eléctricas de 0,2 mA.
Rotulador de tinta permanente	Cualquier proveedor	N/A	Utilizado para marcar la cola con fines de identificación individual de los animales. Cualquier rotulador permanente no tóxico e impermeable es adecuado.
Desinfectante de superficie	Franklab, Montigny le Bretonneux, Francia	FB Spray, 10515	Utilizado para limpiar el equipo después de su uso. Cualquier desinfectante de superficie sin alcohol puede utilizarse.
Jeringa sin aguja (1 o 5 mL)	BD, Pont-de-Claix, Francia	BD Plastipak,303172	Utilizada para la aplicación precisa del gel. Puede reutilizarse. Cualquier combinación equivalente de jeringa y catéter puede utilizarse.
Software de telemetría	ETISENSE, Lyon, Francia	Software LASA v2.17 o versión posterior	Software basado en web para la adquisición y análisis de datos fisiológicos.
Sistema de telemetría para la adquisición de datos fisiológicos	ETISENSE, Lyon, Francia	Sistemas DECRO: SYS-NANOACQ4, SYS-S2, SYS-S1 o equivalente	Disponible en diferentes configuraciones según el número de animales.
Transmisor de telemetría y paquete de baterías para la adquisición de datos fisiológicos	ETISENSE, Lyon, Francia	EMET-HD-ACQ-REVG	Transmisor de telemetría que registra ECG, señales respiratorias y aceleración 3D, con batería recargable (autonomía continua de 12 horas).
Software de grabación de vídeo	Reolink, Hong Kong, China	Reolink Client v8.17.6 o versión posterior	Utilizado para grabar el vídeo. Disponible versión para Windows o Mac