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Evaluación multimodal del tratamiento con electroacupuntura para la osteoartritis de rodilla en ratones

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DOI:

10.3791/71901

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6 de octubre de 2026

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1Department of Acupuncture and Moxibustion, Shuguang Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Institute of Science and Technology for Brain-Inspired Intelligence, Fudan University, 4Renji Hospital, Shanghai Jiaotong University School of Medicine

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este estudio combina técnicas conductuales y de imágenes para la evaluación multimodal y longitudinal de ratones con osteoartritis tras la electroacupuntura, incluyendo la tinción del cartílago y la puntuación según la Sociedad Internacional de Investigación de la Osteoartritis (OARSI).

Resumen

La osteoartritis es una enfermedad articular degenerativa crónica que afecta comúnmente la rodilla y provoca dolor, hinchazón, rigidez y limitación funcional. La inflamación sinovial y los cambios en los músculos periariculares contribuyen al inicio y progresión de la enfermedad. Evidencia clínica sugiere que la electroacupuntura podría aliviar la inflamación local y modular el metabolismo del cartílago. En este estudio, se indujo osteoartritis de rodilla en ratones mediante la inestabilización quirúrgica del menisco medial. Los resultados se evaluaron utilizando un protocolo multimodal que incluyó la prueba de rotarodante, ultrasonido, termografía infrarroja, resonancia magnética e histología con tinción. Se monitorizaron longitudinalmente el volumen de la cavidad articular y la temperatura de la piel, y se utilizaron imágenes de resonancia magnética al final del estudio y tinción con Safranina O-Fast Green para evaluar los cambios en la señal muscular periaricular y la patología del cartílago. La electroacupuntura se asoció con una mejoría en el desempeño motor, reducción del edema articular, mayor temperatura cutánea local, cambios menos pronunciados en la señal muscular periaricular en las imágenes de resonancia magnética y menores puntuaciones de degeneración del cartílago. Estos hallazgos respaldan el uso de este protocolo multimodal para evaluar los resultados asociados con la electroacupuntura en un modelo preclínico en ratones.

Introducción

La osteoartritis de rodilla (OAR) es la enfermedad osteoarticular más prevalente en todo el mundo, afectando a unos 250 millones de personas1. Sus características patológicas incluyen la degeneración progresiva del cartílago y la proliferación sinovial, y clínicamente se presenta con dolor, hinchazón y deterioro funcional2,3.

La osteoartritis (OA) durante mucho tiempo se consideró un trastorno articular no inflamatorio, pero ahora se reconoce que tiene un componente inflamatorio, con sinovitis detectable en la mayoría de los pacientes. Se cree que citocinas proinflamatorias como la interleucina (IL)-1β y la IL-18, junto con especies reactivas de oxígeno y el estrés biomecánico, contribuyen al proceso patológico4. La inflamación frecuentemente se acompaña de un aumento en el flujo sanguíneo local, lo que clínicamente se manifiesta como enrojecimiento, calor y hinchazón5. Además de acelerar la degradación del cartílago y el deterioro funcional, la inflamación puede ser particularmente activa durante las etapas iniciales de la enfermedad. Por lo tanto, el monitoreo del estado inflamatorio a lo largo del tiempo podría orientar estrategias de tratamiento dirigidas al mecanismo subyacente y permitir un manejo adaptado a la etapa de la enfermedad6,7. Estudios previos que utilizaron ecografía (US) en rodillas de ratones identificaron una región triangular entre los cóndilos tibial y femoral. El análisis histológico confirmó que esta área contiene tejidos blandos, incluyendo la sinovial, el menisco y la almohadilla grasa, así como espacios llenos de líquido sinovial. Esta región detectada por ecografía se define como el volumen interarticular, que abarca las áreas de tejido blando mencionadas anteriormente8.

Además, la temperatura es un parámetro físico clave que refleja directamente la evolución de la inflamación articular. El aumento de la temperatura local es uno de los cuatro signos cardinales de la inflamación, y la imagen termográfica permite la detección y cuantificación precisas de estas alteraciones térmicas9. Una revisión sistemática reciente destacó la correlación entre la temperatura de la superficie cutánea y las enfermedades articulares inflamatorias y degenerativas10, lo que refuerza aún más la utilidad de la termografía infrarroja (IRT) en la investigación y el manejo clínico de la artritis11. Asimismo, la IRT proporciona una medida indirecta asociada con la perfusión tisular y la actividad metabólica, y puede ser útil para monitorear las respuestas terapéuticas.

En este estudio, combinamos la prueba del rotarod, la ecografía (US), la termografía infrarroja (IRT) y la resonancia magnética (MRI) para evaluar los efectos de la electroacupuntura (EA) en un modelo murino de OA. Este enfoque multimodal permitió la evaluación simultánea del rendimiento motor, la morfología articular, los cambios térmicos y la inflamación de los tejidos blandos, parámetros que no están disponibles únicamente mediante histología. Es importante destacar que este conjunto de técnicas proporciona información complementaria a través de múltiples niveles biológicos con un costo o esfuerzo adicional mínimo. Por tanto, es especialmente adecuado para estudios preclínicos que requieren un monitoreo repetido y no invasivo a lo largo del tiempo, particularmente cuando se espera que la intervención bajo investigación produzca efectos moderados o cuando el perfil temporal de la respuesta sea incierto. Hasta donde sabemos, este es el primer estudio que emplea esta combinación específica de técnicas, que incluye el volumen de la cavidad articular, la inflamación muscular y la temperatura local, para rastrear la respuesta terapéutica a la electroacupuntura en la OA. El protocolo que describimos es práctico y reproducible, y creemos que podría servir como una referencia útil para futuras evaluaciones longitudinales y en tiempo real de la eficacia en entornos experimentales similares.

Protocolo

Todos los procedimientos experimentales fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética para el Uso de Animales de Laboratorio de Wuchuang Biotechnology (Shanghai) Co., Ltd. (Número de aprobación ética: WTPZ20260209001). Todos los animales utilizados en este estudio fueron ratones C57BL/6 de 8 semanas de edad y con un peso aproximado de 20 g, adquiridos de un proveedor comercial (véase la Tabla de materiales). El experimento incluyó 24 ratones. Tras un período de aclimatación de 1 semana, los animales se asignaron aleatoriamente, con seis ratones asignados a cada una de las cuatro condiciones experimentales. Estas condiciones comprendieron cirugía simulada, desestabilización del menisco medial (DMM), acupuntura simulada (SA) y electroacupuntura (EA). El número de animales utilizados se determinó sin realizar un cálculo prospectivo del tamaño de la muestra; en cambio, el tamaño de los grupos se seleccionó en referencia a estudios previos de electroacupuntura que utilizaron modelos y puntos finales comparables de osteoartritis y de acuerdo con el principio de las 3R.

1. Cuidado y modelado preoperatorio

NOTA: Un técnico quirúrgico con experiencia realizó todos los procedimientos de modelado. Devuelva los animales a sus jaulas solo después de que recuperen la conciencia sobre una almohadilla calefactora.

  1. Adapte los ratones al entorno experimental durante al menos 7 días antes de que comience el experimento.
  2. Esterilice todos los instrumentos quirúrgicos antes de la cirugía. Desinfecte minuciosamente el área quirúrgica.
  3. Encienda el equipo de anestesia gaseosa. Coloque el ratón en la cámara de inducción e induzca anestesia general con 2–3% de isoflurano durante 5 min.
  4. Una vez completada la inducción anestésica, transfiera el ratón a la mesa de operaciones. Mantenga la anestesia administrando continuamente 1–1,5% de isoflurano mediante una máscara de anestesia hasta que finalice el procedimiento quirúrgico.
  5. Coloque al ratón en posición supina con la articulación de la rodilla orientada hacia arriba. Asegúrese de que la posición sea estable y que el sitio quirúrgico quede completamente expuesto. Utilice DMM para crear un modelo en la extremidad trasera derecha12. Para el grupo Sham, realice una incisión en el mismo lugar y luego cúrrala con puntos de sutura.
    1. Procedimiento quirúrgico DMM
      1. Realice una incisión longitudinal medial parapatelar de 1 cm para exponer la articulación de la rodilla.
      2. A través de la incisión medial parapatelar realizada en el paso 1.5.1.1, haga una abertura longitudinal en la cápsula articular. Use pinzas para separar suficientemente la cápsula del tejido circundante. Luego, sostenga la pata trasera distal con la mano izquierda sin aplicar presión excesiva y use las pinzas para desplazar lateralmente la rótula y el ligamento patelar, exponiendo así la articulación de la rodilla. Manipule la pata con cuidado durante todo el procedimiento para evitar lesiones.
        NOTA: Una liberación adecuada de la cápsula articular permite desplazar la rótula con mínima fuerza.
      3. Aplicar gotas de solución salina estéril sobre la superficie del cartílago articular durante la operación para prevenir la desecación.
      4. Localice el menisco medial en el espacio entre el cóndilo femoral medial y la meseta tibial medial. Desde su aspecto lateral, siga el ligamento meniscotibial medial hasta su inserción en la eminencia intercondílea de la tibia. Estabilice suavemente la pata trasera con la mano y seccione el ligamento con una hoja quirúrgica número 10, teniendo cuidado de no tocar el cartílago subyacente al menisco medial. NOTA: Asegúrese de no lesionar el cartílago articular ni otros ligamentos. En muchos casos, es necesario retraer, pero no extirpar, la almohadilla grasa sobreyacente para identificar el ligamento.
      5. Aproxime los bordes de la cápsula articular y fíjelos utilizando material de sutura reabsorbible 6-0.
      6. Cierre la piel con sutura de seda 6-012.
  6. Para el cuidado postoperatorio, instile una gota de bupivacaína al 0,25% en el sitio quirúrgico para analgesia local y mantenga a los ratones con acceso libre a alimento y agua.
    NOTA: Durante la anestesia, mantenga el flujo de oxígeno dentro del rango de 0,5–1 NL/min. La anestesia exitosa se confirmó por la pérdida del reflejo de enderezamiento, la ausencia de respuestas de retirada ante la compresión de los dedos del pie y una respiración estable y regular. Durante la cirugía, utilice solución salina tamponada con fosfato estéril (PBS) como solución de irrigación para mantener la hidratación del cartílago. Los tamaños y especificaciones exactos de la sutura reabsorbible para el cierre de la cápsula articular y de la sutura de seda para el cierre de la piel se detallan en la Tabla de Materiales.

2. Tratamiento con electroacupuntura

NOTA: Las intervenciones en los grupos SA y EA comenzaron 1 semana después del establecimiento del modelo (Figura 1A). Ambos grupos recibieron tratamiento cada dos días, tres veces por semana, durante 15 minutos por sesión durante 4 semanas. Los grupos Sham y DMM siguieron los mismos procedimientos de anestesia y inmovilización según el mismo horario, sin punción ni estimulación eléctrica. Todos los operadores recibieron formación antes del experimento para garantizar la consistencia en la selección de puntos de acupuntura, el ángulo de inserción y la profundidad.

  1. Coloque los ratones en la cámara de inducción y retírelos tras la inducción de anestesia con isoflurano.
  2. Mantenga a los ratones en posición supina bajo anestesia inhalatoria continua con isoflurano (1,5-2,0 % en O₂ al 100 %) durante toda la sesión de electroacupuntura para garantizar un estado tranquilo y estable.
  3. Localice con precisión los puntos de acupuntura en los ratones. Inserte dos agujas estériles desechables (0,16 mm × 25 mm) en los puntos de acupuntura ST36 (Zusanli) y SP10 (Xuehai) de las extremidades inferiores hasta una profundidad cutánea de 5 mm13 (Figura 1B).
    ​NOTA: El punto ST36 se encuentra a 1 mm lateral al tubérculo anterior de la tibia, a 3 mm por debajo de la cabeza del peroné y directamente por debajo de la articulación de la rodilla. El punto SP10 se localiza en el muslo medial, a 3 mm por encima del margen superomedial de la rótula, en la prominencia medial del músculo cuádriceps cuando la rodilla está flexionada.
    1. En el grupo SA, inserte las agujas superficialmente, hasta una profundidad de aproximadamente 1 mm, en áreas adyacentes no acupunturales en lugar de en ST36 o SP10, y conéctelas al dispositivo de EA sin aplicar corriente14.
      NOTA: Así, el grupo SA difiere del grupo EA en la colocación de las agujas, la profundidad de inserción y la ausencia de estimulación eléctrica, pero se iguala en todos los demás parámetros del procedimiento. En comparación con el grupo DMM, el grupo SA recibe punción superficial en puntos no acupunturales y conexión al dispositivo sin corriente, mientras que el grupo DMM solo recibe anestesia e inmovilización.
  4. Conecte las agujas al dispositivo de electroacupuntura y aplique una estimulación de 2/100 Hz y 2 mA para producir temblores musculares leves. Comience la estimulación de EA durante 15 minutos, 3 veces por semana, a partir de los 7 días posteriores al modelado, y continúe durante 4 semanas.
  5. Tras el tratamiento, coloque al ratón sobre una almohadilla calefactora y devuélvalo a su jaula una vez que haya recuperado la conciencia.

3. Evaluación dinámica de la eficacia del EA

NOTA: Todas las evaluaciones (prueba de rotarod, US, IRT, MRI y puntuación OARSI) fueron realizadas por investigadores ciegos respecto a la asignación de los grupos, manteniéndose ocultas las identidades de los grupos hasta que se completaron todos los análisis de datos. La adquisición de imágenes y el análisis de datos fueron gestionados por personas diferentes, y la evaluación histológica fue realizada de forma independiente por dos patólogos ciegos respecto a los grupos de tratamiento. Ninguno de los evaluadores participó en la asignación de los animales ni en la intervención de electroacupuntura.

  1. Prueba de fatiga en barra rotatoria
    1. Entrenar previamente a los ratones para familiarizarlos con el aparato experimental antes de la prueba formal.
    2. Durante la prueba formal, colocar individualmente a cada ratón sobre la barra rotatoria, la cual acelera a una tasa de 4 revoluciones por minuto hasta que el ratón cae.
    3. Registrar inmediatamente la duración que cada ratón permanece sobre la barra. Permitir un intervalo de 30 min entre ensayos para cada ratón, y calcular el valor promedio a partir de tres ensayos repetidos.
      NOTA: Utilizar la prueba en barra rotatoria para evaluar la coordinación motora antes del establecimiento del modelo de OA y tras la finalización del tratamiento con EA. Para minimizar el dolor posoperatorio, reducir la recopilación de datos en la barra rotatoria durante la primera semana tras la cirugía.
  2. Examen de ultrasonido en pequeño animal
    ​NOTA: El procedimiento paso a paso para la imagen por ultrasonido y la delimitación de la cavidad articular se muestra en Figura 2.
    1. Antes de la adquisición formal de datos, colocar al ratón en una cámara de anestesia hasta que pierda la función motora, y luego usar crema depilatoria para eliminar el vello de la articulación de la rodilla derecha. Al retirar el pelaje del ratón, hacerlo con la mayor suavidad posible; limpiar suavemente con agua tibia para minimizar la irritación al animal.
      NOTA: Mantener el cegamiento durante el análisis mostrando únicamente los códigos de los animales y los puntos temporales hasta que se completen todas las mediciones de volumen y se revele la información de los grupos para el análisis estadístico.
    2. Encender el sistema de ultrasonido, instalar el transductor para pequeño animal y configurar el protocolo adecuado para el examen del ratón. Simultáneamente, colocar al ratón en una jaula para anestesia continua.
    3. Una vez lograda la anestesia, transferir al ratón a la plataforma de control y administrar anestesia inhalatoria con isoflurano mediante una máscara nasal. Posicionar al ratón con la cabeza orientada alejándose del operador y la cola hacia el operador.
    4. Doblar la articulación de la rodilla, asegurar al ratón y aplicar agente acoplador de ultrasonido sobre la piel que cubre el ligamento patelar.
    5. Ajustar la sonda y colocarla de forma que quede paralela a la articulación de la rodilla.
    6. Establecer la distancia de escaneo en 4 mm y el tamaño de paso en 0.04 mm. Localizar la cavidad articular en la imagen según su posición anatómica. No mover al animal durante el escaneo de la sonda.
    7. Adquirir imágenes. Identificar la cavidad articular: una región triangular con límites definidos entre el fémur, la tibia y la piel y músculos superpuestos.
    8. Asignar nombre y guardar los resultados del escaneo, luego exportarlos al ordenador de análisis manteniendo la estructura original de carpetas.
    9. Analizar el volumen de la cavidad articular de la rodilla mediante software. Ingresar al módulo Estudio y hacer clic en la función Importar.
    10. Buscar y seleccionar la carpeta de datos, verificar los archivos de datos que se importarán y hacer doble clic para abrirla.
    11. En modo visualización, seleccionar en secuencia Procesamiento de imagen | Cargar a 3D | Vista transversal | Medición de volumen | Iniciar.
    12. Usar la rueda del ratón o el control deslizante de corte para desplazarse por las imágenes desde proximal a distal, localizando la imagen donde aparece por primera vez la cavidad articular (típicamente como una región triangular con límites claros entre el fémur, la tibia y el tejido muscular y cutáneo superpuesto).
    13. Iniciar el trazado en la imagen donde aparece por primera vez la cavidad articular. Hacer clic con el botón izquierdo para comenzar a dibujar el contorno.
    14. Trazar punto por punto a lo largo del borde de la cavidad articular para dibujar un contorno cerrado hasta que la cavidad articular desaparezca completamente.
    15. Hacer clic en Finalizar; el sistema generará un volumen segmentado en 3D y mostrará los resultados de la medición del volumen.
    16. Seleccionar el tipo de archivo deseado para exportar la imagen como un archivo de región en formato TIFF (.tif).
  3. Termografía infrarroja en pequeño animal
    ​NOTA: Las mediciones se realizaron 1 día antes de la cirugía, 7 días después de la cirugía y al final del tratamiento en ratones con OA. Realizar la IRT 6 h después del tratamiento en una habitación con temperatura controlada (22–24 °C), tras aclimatar a los ratones durante 30 min antes de la imagen.
    1. Colocar al animal en posición supina con las extremidades posteriores extendidas y asegurar todas las patas a la mesa con cinta adhesiva para garantizar una exposición constante de la rodilla. Colocar al ratón en una cámara de inducción y administrar continuamente isoflurano hasta lograr anestesia completa.
    2. Asegurar al ratón anestesiado en posición supina sobre la mesa de operaciones y mantener una temperatura ambiente constante.
    3. Agarrar suavemente la extremidad posterior del ratón para extender la articulación de la rodilla derecha, y luego usar un termógrafo infrarrojo para capturar imágenes y medir las temperaturas en la zona.
    4. Utilizar la emisividad cutánea predeterminada (0,98). Adquirir imágenes 3 min tras la anestesia profunda. Definir la región de interés (ROI) de la rodilla como la línea articular medial en la articulación femorotibial, y la ROI del tobillo como la superficie dorsal de la articulación tibiotalar. Delimitar manualmente todas las ROI por un único operador entrenado basándose en estos puntos de referencia.
    5. Analizar las imágenes mediante el software adjunto al dispositivo para leer los datos de temperatura de la articulación de la rodilla y la piel circundante, y establecer puntos de control de medición en las articulaciones del tobillo y la rodilla donde los gradientes de temperatura disminuyen.
  4. Resonancia magnética en pequeño animal
    ​NOTA: Tras el tratamiento con EA, se utilizó resonancia magnética en pequeño animal para evaluar la inflamación local en las articulaciones de la rodilla de los ratones en cada grupo.
    1. Colocar al ratón en una caja de anestesia. Una vez que pierda la función motora, aplicar crema depilatoria a ambas articulaciones de la rodilla.
    2. Tras 1 min, retirar la crema depilatoria con gasa humedecida con agua tibia para completar la depilación de ambas articulaciones de la rodilla.
      ​NOTA: Asegurarse de eliminar la mayor cantidad posible del pelaje del ratón, y realizar la recogida bajo anestesia.
    3. Configurar el protocolo adecuado usando un gantry de tamaño para ratón.
      1. Asegurarse de que el dispositivo de posicionamiento utilice una secuencia rápida de eco de gradiente en tres planos (TR/TE = 50/3 ms, campo de visión (FOV) = 30 × 30 mm, grosor de corte de 1 mm) para centrar la articulación de la rodilla en la imagen; usar una secuencia de eco de spin rápido ponderada en T2 (T2WI) para escanear la articulación de la rodilla del ratón.
      2. Usar los siguientes parámetros de escaneo: tiempo de repetición (TR) de 2.500 ms, tiempo de eco (TE) de 8 ms, campo de visión (FOV) de 20 × 20 mm, matriz de 256 × 256, grosor de corte de 0,5 mm, sin espaciado entre cortes, y 10 cortes consecutivos que cubran la región desde el cóndilo femoral hasta la meseta tibial; esperar que la duración de un solo escaneo sea aproximadamente 8 min y 20 s.
      3. Examinar las imágenes ponderadas en T2 obtenidas para observar cambios morfológicos en el cartílago de la rodilla, el revestimiento sinovial, la cavidad articular y los tejidos blandos circundantes, y evaluar el derrame articular, el engrosamiento sinovial y la inflamación local.
    4. Colocar al ratón sobre el gantry, inducir anestesia inhalatoria con isoflurano mediante una máscara y asegurar las extremidades con cinta médica para garantizar una posición constante y hacia arriba de las rodillas.
    5. Deslizar el gantry dentro del escáner de resonancia magnética para realizar la imagen.
      1. En el localizador de tres planos, confirmar que el espacio articular de la rodilla sea paralelo al plano coronal, que el centro del bloque coincida con el espacio articular y que los bucles intestinales o cavidades de aire queden excluidos del FOV para evitar artefactos de susceptibilidad; si la posición no es correcta, volver a localizar y escanear.
    6. Exportar las imágenes ponderadas en T2 con múltiples ecos adquiridas en formato DICOM o NIfTI para evaluación cualitativa.
    7. Evaluar las imágenes de RM mediante inspección visual de la intensidad de la señal y la distribución de las áreas hiperintensas dentro de la articulación de la rodilla y los tejidos blandos periartriculares, y comparar las señales inflamatorias entre los grupos basándose en estas imágenes exportadas.

4. Observaciones patológicas y morfológicas

  1. Fijación y seccionamiento de rodillas de ratón
    1. Fije ambas muestras de rodilla de ratón en paraformaldehído al 10 % durante 48 h. Posteriormente, sumerja las muestras en solución salina tamponada con fosfato (PBS) durante 30 min y enjuague.
    2. Después de secar el exceso de humedad, transfiera rápidamente las muestras a una solución recién preparada de descalcificación (pH 7,2–7,4) y reemplace la solución cada 3 días;
    3. Continúe la descalcificación durante 2 semanas, enjuague las muestras con agua corriente y luego sumérjalas en etanol al 75 % durante 2 h.
    4. Realice la deshidratación automática por gradiente en un procesador de tejidos durante 18 h.
    5. Después de la deshidratación, sumerja la muestra en parafina precalentada durante 2 h en una máquina de inclusión en parafina, luego continúe con la inclusión;
    6. Durante la inclusión sagital de la articulación de la rodilla, coloque la superficie articular medial hacia abajo para que esta superficie sea seccionada primero.
    7. Monte el bloque de tejido en el microtomo y realice seccionamiento continuo a 4 µm. Después de alcanzar la separación media del menisco, recoja 21 secciones consecutivas.
    8. Extienda las secciones en un esparcidor de secciones. Use pinzas para separar los especímenes sobre la superficie del agua y recupérelos con cubreobjetos, recolectando dos especímenes por cubreobjetos;
    9. Coloque los portaobjetos en posición horizontal en un secador de portaobjetos durante más de 1 h para asegurar la evaporación completa de la humedad. Coloque los portaobjetos en una caja de especímenes y desparafine en una estufa a 60 °C durante 8 h. Resérvelos para uso posterior.
      ​NOTA: Todo fijador con paraformaldehído, solución de descalcificación y lavados con etanol deben recogerse como residuos peligrosos y eliminarse de acuerdo con las normativas institucionales.
  2. Tinción con Safranina O-Fast Green
    1. Coloque secciones sin teñir en una rejilla de tinción y caliéntelas en una estufa durante 5 min. Durante este tiempo, prepare la solución de tinción en una campana extractora.
    2. Deje que las secciones vuelvan a temperatura ambiente, luego desparafine rutinariamente hasta agua.
    3. Transfiera las secciones a una caja húmeda y tiña con solución fresca de Weigert (Parte A + Parte B) durante 5 min.
    4. Enjuague con agua durante 3 x 1 s.
    5. Diferencie con ácido clorhídrico al 1 % en etanol durante 15 s, luego enjuague con agua destilada durante 10 min.
    6. Tiña con solución de Fast Green durante 4 min y 55 s.
    7. Lave rápidamente las secciones con solución de ácido acético al 1 % durante 10-15 s para eliminar el Fast Green residual, y luego seque al aire.
    8. Sumerja en tinción con Safranina O durante 4 min 35 s.
    9. Deshidrate rápidamente las secciones con etanol al 95 % durante 3-5 s, seguido de enjuagues con etanol absoluto durante 2 x 1 min.
    10. Clarifique con xileno, monte con resina neutra y coloque en una campana extractora durante 4 h para evaporar el xileno.
    11. Revise y escanee la sección con un escáner de portaobjetos completo.
      NOTA: El xileno, el alcohol ácido, el ácido acético, el paraformaldehído y las soluciones de tinción utilizadas en este estudio, incluyendo la solución de Weigert, Fast Green y Safranina O, son materiales peligrosos. Todas las manipulaciones deben realizarse en una campana extractora utilizando equipo de protección personal adecuado, incluyendo guantes de nitrilo, bata de laboratorio y gafas de seguridad. Los residuos peligrosos, incluyendo reactivos usados y lavados, deben segregarse, manteniendo el residuo de xileno separado del residuo acuoso, recogiéndolos en recipientes designados y eliminándolos de acuerdo con las regulaciones institucionales.

5. Análisis estadístico

  1. Presente los datos continuos como media ± desviación estándar (DE), a menos que se indique lo contrario; las puntuaciones OARSI se presentan como mediana (P25, P75).
  2. Para los resultados presentados como media ± DE, realice comparaciones entre múltiples grupos mediante un análisis de varianza de un solo factor (ANOVA), seguido de pruebas post hoc de Tukey. Las puntuaciones OARSI se analizaron utilizando la prueba de Kruskal-Wallis, seguida de pruebas post hoc con la prueba de Mann-Whitney unilateral para comparaciones por pares entre los dos grupos15.
  3. Considere que los valores de P < 0,05 son estadísticamente significativos ("ns" indica que no hay diferencia significativa).

Resultados

La prueba en rotarod mostró una mayor latencia para la caída en el grupo EA en comparación con el grupo DMM (P < 0,05), mientras que el grupo SA no mostró diferencias significativas respecto al grupo DMM (Figura 1C y Tabla 1). Antes del modelado, escáneres longitudinales por ultrasonido de la articulación de la rodilla (distancia de escaneo, 4 mm; tamaño de paso, 0,04 mm) no mostraron diferencias significativas en el volumen de la cavidad articular entre los grupos (Figura 3A,B y Tabla 2). Una semana después del modelado, la reconstrucción tridimensional mostró un volumen de cavidad articular significativamente mayor en los grupos DMM, SA y EA en comparación con el grupo Sham (P < 0,05), sin diferencias significativas entre los grupos DMM, SA y EA (P > 0,05) (Figura 3A,C). Después de 4 semanas de tratamiento con EA, el volumen de la cavidad articular fue significativamente menor en el grupo EA que en el grupo DMM (P < 0,05) (Figura 3A,D), lo que concuerda con una reducción del edema en la cavidad articular.

La IRT es una técnica utilizada para recopilar información sobre la temperatura en el plano focal dentro de un campo de visión y para mostrar las distribuciones de temperatura superficial en formato pseudocolor16. No hubo diferencias significativas en la temperatura superficial de la piel entre los grupos antes de la modelización ni una semana después de esta (Figura 4A-C y Tabla 3). Sin embargo, tras el tratamiento con EA, la temperatura superficial de la piel en el grupo DMM fue significativamente menor que en el grupo Sham. En contraste, la temperatura superficial de la piel en el grupo EA fue significativamente mayor que en el grupo DMM (Figura 4A,D), lo que indica que la EA se asoció con una temperatura superficial local más alta que la DMM, mientras que la SA no lo fue.

Las imágenes de RM no mostraron ninguna anomalía visible en la señal muscular periartricular en el grupo control, cambios de señal más pronunciados en el grupo DMM, cambios menos pronunciados en el grupo EA, y cambios similares en los grupos SA y DMM (Figura 5A). Después del tratamiento con EA, se extrajeron las articulaciones de la rodilla derecha, se incluyeron en parafina y se seccionaron en plano sagital a 4 µm. Las secciones se tiñeron con Safranina O-Verde rápido y se calificaron utilizando el sistema histopatológico OARSI. En comparación con el grupo control, el grupo DMM mostró un mayor desgaste del cartílago articular y una puntuación OARSI más alta. El grupo EA mostró una degeneración del cartílago menor y una puntuación OARSI más baja que el grupo DMM (P < 0,05), mientras que el grupo SA no difirió significativamente del grupo DMM (Figura 5B,C y Tabla 4).

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Figura 1: Cronograma experimental, diagrama de puntos de acupuntura y prueba de rotarod en ratones con OA. (A) Cronograma experimental. (B) Diagrama de los puntos de acupuntura. (C) Prueba de rotarod. n = 6 por grupo. Cada ratón completó tres ensayos. Los datos se presentan como media ± DE. ### Falso vs DMM, P < 0,001; ns, SA vs DMM, P > 0,05; ** EA vs DMM, P < 0,01. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 2: Examen ecográfico paso a paso. (A) Coloque al ratón en una cámara de inducción para anestesia. (B) Aplique crema depilatoria en la extremidad trasera. (C) Tras aplicar uniformemente la crema, espere 1 min. (D) Retire con gasa el exceso de crema depilatoria y el vello. (E) Inspeccione la extremidad trasera depilada. (F) Antes de la adquisición de imágenes, regrese al ratón a la cámara de inducción para anestesia. (G) Aplique agente acoplante de ultrasonido en la extremidad trasera y gire el transductor hasta que quede paralelo al eje longitudinal de la extremidad trasera. (H) Adquiera imágenes ecográficas. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

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Figura 3: Imágenes representativas y resultados cuantitativos de exámenes de ultrasonido en animales pequeños en ratones con OA. (A) Reconstrucciones tridimensionales por ultrasonido de la articulación de la rodilla antes de la cirugía, 1 semana después de la cirugía y tras el tratamiento con EA (distancia de exploración, 4 mm; tamaño de paso, 0,04 mm). Barras de escala = 2 mm. (B) Volumen de la cavidad articular preoperatorio (n = 6 por grupo). (C) Volumen de la cavidad articular 1 semana después de la cirugía (n = 6 por grupo). (D) Volumen de la cavidad articular tras la intervención con EA (n = 6 por grupo). ### Falso vs DMM, P < 0,001; ns, SA vs DMM, P > 0,05; *** EA vs DMM, P < 0,001. Haga clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

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Figura 4: Termogramas infrarrojos representativos y resultados cuantitativos de temperatura cutánea en ratones con OA. (A) Termogramas de la extremidad inferior antes de la cirugía, 1 semana después de la cirugía y tras el tratamiento con EA. Cada termograma se mostró utilizando el rango de temperatura automático del software de la cámara infrarroja; por lo tanto, los colores no son directamente comparables entre los paneles. Las comparaciones cuantitativas deben basarse en los gráficos de dispersión de los paneles B–D. (B–D) Análisis cuantitativo de la temperatura cutánea en la región de interés (ROI) en la articulación de la rodilla, definida como la línea articular medial en la articulación femorotibial. (B) Temperatura cutánea de la extremidad inferior antes de la cirugía (n = 6 por grupo). (C) Temperatura cutánea de la extremidad inferior 1 semana después de la cirugía (n = 6 por grupo). (D) Temperatura cutánea de la extremidad inferior tras la intervención con EA (n = 6 por grupo). Los datos se presentan como media ± DE. ### Falso vs DMM, P < 0,001; ns, SA vs DMM, P > 0,05; ** EA vs DMM, P < 0,01. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

figure-results-5
Figura 5: Imágenes representativas de resonancia magnética de cambios en la señal del músculo periartricular, secciones histológicas de la articulación de la rodilla y resultados cuantitativos en ratones con OA. (A) Imágenes representativas de resonancia magnética de cada grupo. (B) Secciones representativas de rodilla teñidas con Safranina O-Verde rápido. Barras de escala = 1 mm. (C) Puntuaciones de patología del cartílago según OARSI (n = 6 por grupo). Las puntuaciones OARSI se presentan como mediana (P25, P75). ### Sham frente a DMM, P < 0,001; ns, SA frente a DMM, P > 0,05; ** EA frente a DMM, P < 0,01. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

GrupoNSemana 5
Sham6101.300 ± 5.416
DMM670.280 ± 3.363###
SA670.060 ± 7.796
EA684.390 ± 9.504**
Nota: ### Sham frente a DMM, P < 0.001; ** EA frente a DMM, P < 0.01.

Tabla 1: Prueba de rotarod (media ± DE; n = 6 por grupo). ### Sham vs DMM, P < 0,001; ** EA vs DMM, P < 0,01.

GrupoNSemana 0Semana 1Semana 5
Falso62.029 ± 0.0552.056 ± 0.0712.061 ± 0.079
DMM62.058 ± 0.0682.591 ± 0.056###2.926 ± 0.088###
SA62.056 ± 0.0452.592 ± 0.0762.915 ± 0.112
EA62.032 ± 0.0592.548 ± 0.0742.177 ± 0.110***
Nota: ### Falso vs DMM, P < 0.001; *** EA vs DMM, P < 0.001.

Tabla 2: Volumen de la cavidad articular (media ± DE; n = 6 por grupo). ### Falsa cirugía vs DMM, P < 0,001; *** EA vs DMM, P < 0,001.

GrupoNSemana 0Semana 1Semana 5
Sham635.517 ± 1.36635.717 ± 0.54635.650 ± 0.701
DMM635.783 ± 1.29235.033 ± 0.78132.967 ± 1.223###
SA635.583 ± 1.78035.283 ± 0.86133.267 ± 0.501
EA635.500 ± 1.51035.417 ± 0.88234.533 ± 0.929**
Nota: ### Sham frente a DMM, P < 0.001; ** EA frente a DMM, P < 0.01.

Tabla 3: Temperatura de la piel (media ± DE; n = 6 por grupo). ### Falso vs DMM, P < 0,001; ** AE vs DMM, P < 0,01.

GrupoNSemana 5Mediana
Falso60,000 (0,000; 0,250)0
DMM64,000 (3,000; 4,250)###4
SA64,000 (3,000; 4,250)4
EA62,500 (1,750; 3,000)**2,5
Nota: ### Falso vs DMM, P < 0,001; ** EA vs DMM, P < 0,01.

Tabla 4: Puntuación OARSI [mediana (P25, P75); n = 6 por grupo]. ### Falso operado vs DMM, P < 0,001; ** EA vs DMM, P < 0,01.

Discusión

La osteoartritis de rodilla (KOA) es una enfermedad degenerativa progresiva, y las intervenciones terapéuticas actuales ofrecen una eficacia limitada para detener su progresión subyacente17. La función muscular alterada y el rendimiento físico reducido son predictores clínicamente significativos de la gravedad de los síntomas. En consecuencia, el manejo activo de factores de riesgo modificables es esencial para retrasar la progresión de la KOA18. Mediante un sistema de evaluación multimodal, este estudio demostró que la EA se asoció con un mejor rendimiento motor, un volumen de la cavidad articular reducido, una temperatura más alta de la superficie cutánea local, cambios menos pronunciados en la señal de la resonancia magnética de los músculos periarticulares y puntuaciones OARSI más bajas en ratones con OA.

Los hallazgos de la termografía infrarroja respaldan aún más esta visión integrada. Una semana después de la cirugía, las temperaturas cutáneas no difirieron entre los grupos, incluido el grupo Sham, lo que probablemente refleja una respuesta uniforme al trauma quirúrgico, caracterizada por una vasoconstricción transitoria y un edema superficial que redujo temporalmente la emisión de calor desde la superficie de la piel. En contraste, la marcada divergencia térmica observada tras el tratamiento sugiere que las acciones antiinflamatorias y sobre la microcirculación de la EA son acumulativas y no inmediatas, volviéndose evidentes solo tras sesiones repetidas. Estas medidas de resultado podrían estar interrelacionadas. La hinchazón de la cavidad articular generalmente refleja el grado de inflamación sinovial y efusión, mientras que el estado microcirculatorio local está estrechamente relacionado con los cambios en la permeabilidad vascular durante la inflamación19. En nuestros experimentos, la reducción del volumen articular tras la administración de EA coincidió con un aumento de la temperatura local. Aunque la termografía infrarroja no mide directamente el flujo sanguíneo, los cambios coincidentes sugieren que un mayor flujo sanguíneo local podría facilitar la eliminación de mediadores inflamatorios, reduciendo así la infiltración inflamatoria en el tejido sinovial y en los músculos circundantes. La mejora subsiguiente en la función motora podría derivarse de los beneficios combinados de una menor hinchazón y una inflamación atenuada. En conjunto, los cambios observados en estos parámetros parecen ser respuestas interconectadas y no eventos aislados. Este patrón sugiere que la EA podría modular múltiples procesos patológicos de manera integrada, en lugar de actuar a través de un único mecanismo20.

En comparación con las evaluaciones histológicas convencionales de punto final, el sistema de monitoreo dinámico multimodal empleado en este estudio ofrece ventajas prácticas distintas. La ecografía en animales pequeños permite un seguimiento longitudinal y no invasivo del derrame articular sin exposición a radiación, evitando la variabilidad entre animales inherente al muestreo tisular de punto final21. La resonancia magnética en animales pequeños complementa la ecografía al proporcionar una visualización detallada de los cambios de señal en los músculos periariculares. Esto permite una evaluación cualitativa de la inflamación muscular que la ecografía por sí sola podría no captar completamente. Junto con la termografía infrarroja (IRT), que permite la medición en tiempo real de la temperatura cutánea local, este enfoque ofrece un indicador indirecto de la resolución de la inflamación. La disponibilidad de estas modalidades de imagen hace posible realizar mediciones repetidas a lo largo del tratamiento. Más allá del cumplimiento de los principios 3R, este diseño longitudinal permite observaciones repetidas dentro de cada animal, lo que minimiza la influencia de la variabilidad interindividual. Hasta donde sabemos, ningún estudio previo en animales que evalúe la acupuntura para la OA ha integrado ecografía, resonancia magnética, termografía, pruebas conductuales e histopatología dentro de un mismo marco experimental. Este enfoque multiescalado produce datos complementarios en los ámbitos funcional, morfológico e histológico, proporcionando una evaluación más completa de la que podría ofrecer cualquier punto final individual.

Se deben reconocer varias limitaciones. En primer lugar, este trabajo se basa en datos observacionales de experimentos con animales y carece de evidencia mecanicista proveniente de estudios in vitro. Se desconoce si la AE activa la vía de la familia de receptores tipo NOD, dominio pirina 3 (NLRP3)/caspasa-1/IL-1β. La IL-1β y la IL-18 son mediadores clave de la inflamación sinovial y muscular, y su maduración requiere la activación del inflamasoma NLRP322. Tampoco podemos determinar si las mejoras circulatorias observadas se correlacionan con cambios en la expresión del factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) o de la óxido nítrico sintasa endotelial (eNOS)23. En segundo lugar, aplicamos un único parámetro de AE (2/100 Hz) en dos puntos de acupuntura (E36 y B10). Si diferentes configuraciones u otras combinaciones de puntos de acupuntura podrían producir resultados superiores requiere una investigación adicional24. En tercer lugar, un solo operador obtuvo todos los datos de imágenes. Aunque este enfoque garantizó consistencia técnica, no se evaluó la fiabilidad entre observadores, lo que podría limitar la generalización de los hallazgos por imágenes. En cuarto lugar, omitimos un grupo control sometido únicamente al confinamiento, lo que dificulta separar por completo los efectos de la anestesia, inmovilización y manipulación de los efectos terapéuticos de la AE. En quinto lugar, el procedimiento de SA se diseñó como un control mínimo para reducir los efectos específicos de los puntos de acupuntura, los tejidos profundos y la estimulación eléctrica. Sin embargo, la diferencia en la profundidad de punción entre las intervenciones real y simulada nos impide aislar la contribución de la profundidad por sí sola. Por consiguiente, nuestros hallazgos deben interpretarse como una comparación entre el protocolo completo de AE y un procedimiento simulado mínimo, más que como una evaluación estricta de la estimulación eléctrica aislada. En sexto lugar, la distancia de la cámara, el ángulo de imagen y el área absoluta de la ROI no fueron documentados formalmente, lo que constituye una limitación técnica. Una última limitación es el uso de ANOVAs separadas por cada punto temporal, lo que ignora las correlaciones de medidas repetidas y la interacción tiempo por grupo, reduciendo así la sensibilidad ante cambios dinámicos.

En resumen, la EA se asoció con resultados antiinflamatorios y funcionales en un modelo murino de OA inducida por DMM. A pesar de limitaciones como la resolución variable entre modalidades, la dependencia del operador en US e IRT, los altos costos de la MRI y el posible estrés derivado de mediciones repetidas, el protocolo sigue siendo una plataforma factible para la evaluación longitudinal multimodal. El sistema integrado proporciona un marco para la evaluación preclínica. Futuros estudios deben optimizar los parámetros eléctricos y aprovechar plataformas de organoides, órganos-en-chip e inteligencia artificial para elucidar los mecanismos y orientar terapias individualizadas25,26. También se requieren controles simulados mejorados, protocolos estandarizados y un seguimiento más prolongado para mejorar la traducción clínica.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Esta investigación fue financiada por el Plan de Acción de Innovación Científica y Tecnológica de Shanghái (23YF1447900 para JMC) y por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (U23A20508 para LQY, 82575196 para HSC y U24A6013 para HX).

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Solución al 1% de ácido acéticoSolarbioCat# G1371Solución de diferenciación/lavado para tinción
Ácido clorhídrico al 1% en etanolSolarbioCat# G1371Solución de diferenciación con ácido-alcohol
Resonancia magnética para animales pequeños 7TShanghai Chenguang7T MRI NOVALSistema de imagen por resonancia magnética para animales pequeños
Agujas de acupuntura (0,16 mm × 25 mm)Wuxi Jiajian Medical Instrument, Wuxi, Chinan.º de lote 491226Agujas de acupuntura estériles
Portaobjetos adhesivosJiangsu ShitaiMH0662Portaobjetos para secciones de tejido
Etileno anhidroShanghai Titan Technology Co., Ltd.64-17-5Etileno para deshidratación
Ratones C57BL/6Shanghai Silaike Laboratory Animal Co., Ltd.https://www.slaccas.com/Animales experimentales
CubreobjetosJiangsu ShitaiNo proporcionadoRecogida y montaje de secciones de tejido
Solución descalcificanteSerivebioG1105-500mlReactivo descalcificante para hueso y articulaciones, pH 7,2-7,4
Dispositivo de terapia eléctricaSuzhou Medical Supplies Factory Co., Ltd.SD-ZEstimulador de electroacupuntura
Ácido etilendiaminotetraacéticoShanghai Titan Technology Co., Ltd.60-00-4Reactivo quelante
Fiji (ImageJ)Institutos Nacionales de Salud (NIH)ImageJ con Java 8 de 64 bits incluido.Software de análisis de imágenes
GasaWeizhe MedicalTipo A1: Compresas de gasa estándar (estériles)Material para depilación y limpieza
Cremas depilatoriasVEETNo proporcionadoCremas depilatorias
Software de análisis de imágenes infrarrojasFLIRVersión no proporcionadaSoftware suministrado con el termógrafo infrarrojo
Termógrafo infrarrojoFLIR435-0007-03 (Lote inicial)Sistema de termografía infrarroja
Sistema de anestesia por inhalación para animales pequeñosMatrx07149Sistema de anestesia gaseosa para animales pequeños
Isoflurano (anestésico por inhalación)RWD217140901Anestésico por inhalación
Cinta elástica médica impermeable Naisikang (3,81 cm × 4,57 m)Naisikang™732Material para fijación de extremidades en resonancia magnética
Kit de tinción modificado con Safranina O y Verde rápido (para hueso)SolarbioCat# G1371Kit de tinción para cartílago y hueso
PortaagujasRWDF21001-12Pinzamiento y sutura intraoperatoria
Medio de montaje con resina neutrabiosharp23338664Medio de montaje histológico
OxígenoNo proporcionadoNo proporcionadoGas portador para anestesia por inhalación
Máquina de inclusión en parafinaLEICAEG1150CSistema de inclusión en parafina
Microtomo de parafinaLEICARM2235Microtomo rotatorio
Cera de parafinaepredia151534Medio de inclusión
ParaformaldehídoSinopharm Reagents Co., Ltd.80096618Fijador de tejidos
PBSServicebioG0002Solución salina tamponada con fosfato
Aparato rotarodPanlabLE8205Sistema de prueba de fatiga rotarod
Plataforma de imagen por ultrasonidos para animales pequeñosFujiVevo 3100Sistema de ultrasonidos para animales pequeños
Hidróxido de sodioShanghai Titan Technology Co., Ltd.G19852HReactivo de laboratorio
Stereo microscopioOlympusSZ61Microscopio de disección
Agujas de sutura con hilo (sutura 6-0 absorbible y sutura 6-0 de seda)Ningbo Medical Suture Co., Ltd.Agujas cosméticas 1/2 4X12 40Sutura postoperatoria
Cuchillas quirúrgicas (10#)Hangzhou Nuoyang Biotechnology Co., Ltd.20090120Incisión del ligamento meniscal medial
Desecador de tejidosLEICATP1020Procesador automático de tejidos
Secador de tejidosLEICAHI1220Secador de portaobjetos
Bloques de inclusión de tejidosJiangsu ShitaiREF31050102WConsumibles para inclusión
Dispersor de tejidosLEICAHI1210Sistema de extensión de secciones
Software de análisis por ultrasonidos (Vevo Lab 3.1.0)OpticVersión 3.1.0Software de análisis tridimensional por ultrasonidos
Agente acoplador para ultrasonidosHu Qingyu TangYY0299-2008Gel acoplador para ultrasonidos
Escáner de portaobjetos completoOlympusVS200Sistema digital de escaneo de portaobjetos
XilenoSinopharm Reagents Co., Ltd.10023418Reactivo de aclarado

Referencias

  1. Lee BJ et al. Association between metabolic syndrome and knee osteoarthritis: a cross-sectional nationwide survey study. J Rehabil Med. 2019;51(6):464-70.
  2. Glyn-Jones S et al. Osteoarthritis. Lancet. 2015;386(9991):376-87.
  3. Hunter DJ, Bierma-Zeinstra S. Osteoarthritis. Lancet. 2019;393(10182):1745-59.
  4. Rahmati M, Mobasheri A, Mozafari M. Inflammatory mediators in osteoarthritis: a critical review of the state-of-the-art, current prospects, and future challenges. Bone. 2016;85:81-90.
  5. Fokam D, Lehmann C. Clinical assessment of arthritic knee pain by infrared thermography. J Basic Clin Physiol Pharmacol. 2019;30(3):20170218.
  6. Ren G et al. Serum and synovial fluid cytokine profiling in hip osteoarthritis: distinct from knee osteoarthritis and correlated with pain. BMC Musculoskelet Disord. 2018;19(1):39.
  7. Siqueira MB et al. Comparison of synovial fluid cytokine levels between traumatic knee injury and end-stage osteoarthritis. J Knee Surg. 2017;30(2):128-33.
  8. Xu H et al. Utilization of longitudinal ultrasound to quantify joint soft-tissue changes in a mouse model of posttraumatic osteoarthritis. Bone Res. 2017;5:17012.
  9. Tattersall GJ. Infrared thermography: a non-invasive window into thermal physiology. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 2016;202:78-98.
  10. Schiavon G et al. Infrared thermography for the evaluation of inflammatory and degenerative joint diseases: a systematic review. Cartilage. 2021;13(2_suppl):1790S-801S.
  11. De Marziani L et al. Infrared thermography in symptomatic knee osteoarthritis: joint temperature differs based on patient and pain characteristics. J Clin Med. 2023;12(6):2319.
  12. Zhao Y, Liu B, Liu CJ. Establishment of a surgically-induced model in mice to investigate the protective role of progranulin in osteoarthritis. J Vis Exp. 2014;(84):e50924.
  13. Jiang Y et al. Electroacupuncture ameliorates cerebrovascular impairment in Alzheimer’s disease mice via melatonin signaling. CNS Neurosci Ther. 2023;29(3):917-31.
  14. Wang Z et al. Effect of electroacupuncture on the kisspeptin system in a pubertal rat model of polycystic ovary syndrome. Acupunct Med. 2021;39(5):491-500.
  15. Brochard S, et al. A single intraarticular injection of a tranexamic acid-modified hyaluronic acid (HA/TXA) alleviates pain and reduces OA development in a murine model of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis. Front Pharmacol. 2024;15:1456495.
  16. Mi B et al. A preliminary study on the diagnostic value of infrared thermography in children with idiopathic thrombocytopenic purpura. Sheng Wu Yi Xue Gong Cheng Xue Za Zhi. 2020;37(4):652-60.
  17. Bannuru RR et al. OARSI guidelines for the non-surgical management of knee, hip, and polyarticular osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 2019;27(11):1578-89.
  18. Oliveira MC, Vullings J, van de Loo FAJ. Osteoporosis and osteoarthritis are two sides of the same coin paid for obesity. Nutrition. 2020;70:110486.
  19. Ramezanpour S et al. Impact of sustained synovitis on knee joint structural degeneration: 4-year MRI data from the Osteoarthritis Initiative. J Magn Reson Imaging. 2023;57(1):153-64.
  20. Zhao M et al. Electroacupuncture alleviates osteoarthritis and is associated with activation of the Nrf2/HO-1 pathway and reduced ferroptosis-related changes. Front Mol Biosci. 2026;13:1764620.
  21. Blackshear CP et al. Three-dimensional ultrasound versus computerized tomography in fat graft volumetric analysis. Ann Plast Surg. 2018;80(3):293-6.
  22. Karmakar V et al. Targeting the NLRP3 inflammasome as a novel therapeutic target for osteoarthritis. Inflammopharmacology. 2025;33(2):461-84.
  23. Wilson TG et al. Circulating miR-126-3p is a mechanistic biomarker for knee osteoarthritis. Nat Commun. 2025;16(1):2021.
  24. Wang J et al. Effects of electroacupuncture on knee osteoarthritis in rats through suppressing p38 MAPK/ERK/CREB pathway. J Inflamm Res. 2026;19:581985.
  25. Cao JC, et al. Electrostrategies in orthopaedic research. Biomater Transl. 2025;6(3):294-313.
  26. Wei Y, et al. Organoids in aging research: Bridging cutting-edge biotechnology with the wisdom of traditional Chinese medicine.Organoid Res. 2026;2(1):025460035.

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