Este artículo presenta un protocolo de canulación intraventricular y perfusión de trazador adaptado para estudios de resonancia magnética con contraste dinámico (DCE-MRI) en roedores. El protocolo permite la administración continua de trazador durante la adquisición de imágenes, lo que posibilita la obtención de mapas cerebrales completos del transporte del trazador y su eliminación desde el cerebro dentro de una única sesión de imagen continua e ininterrumpida.
Artículo de método
Imagen del transporte del líquido cefalorraquídeo mediante resonancia magnética con contraste vía Infusión intraventricular en roedores
En este artículo
Resumen
Resumen
La canulación intraventricular (ICV) permite la administración de trazadores exógenos o agentes terapéuticos directamente en el ventrículo lateral, origen de la vía de circulación del líquido cefalorraquídeo (LCR). Las moléculas infundidas son transportadas por el flujo masal del LCR a través de los compartimentos ventriculares hacia el espacio subaracnoideo y posteriormente penetran en el parénquima cerebral. mediante el espacio perivascular. Sin embargo, los métodos convencionales de cannulación intraventricular (ICV) suelen utilizar cánulas ferromagnéticas, que son incompatibles con los estudios de resonancia magnética (RM) y, por lo tanto, requieren que la infusión se realice fuera del escáner y que la cánula se retire antes de la adquisición de imágenes. El tiempo necesario para el traslado del animal y la preparación del sistema de imagen suele provocar la pérdida de la fase inicial, y posiblemente más crítica, del transporte del trazador. Aquí describimos un protocolo de cannulación e infusión ICV compatible con RM para roedores, que permite la administración continua del trazador durante la adquisición dinámica de imágenes dentro del escáner. La línea de infusión está construida íntegramente con materiales no magnéticos, lo que posibilita la adquisición ininterrumpida de imágenes en una misma sesión. Este enfoque es especialmente adecuado para estudios de RM dinámica con contraste en la dinámica del líquido cefalorraquídeo (LCR), transporte gliatilinfático, eliminación de solutos y administración intratecal de fármacos.
Introducción
El cerebro es uno de los órganos más metabólicamente activos y dinámicos del cuerpo, generando continuamente productos de desecho que deben eliminarse eficientemente para mantener la función neural normal1. La acumulación de desechos metabólicos es una característica distintiva de la neurodegeneración y del envejecimiento cerebral2. El sistema gliofático desempeña un papel central en este proceso de eliminación, facilitando la remoción de subproductos metabólicos y desechos tóxicos mediante el flujo masivo de líquido cefalorraquídeo (LCR) y el intercambio entre el LCR y el líquido intersticial (LI)3,4,5, un proceso facilitado por los canales de agua acuaporina-4 (AQP4) localizados en los pies astrocíticos6. Se ha obtenido un conocimiento sustancial sobre la dinámica del LCR mediante el estudio del transporte de diversos trazadores de LCR. La resonancia magnética con contraste dinámico (DCE-MRI) utilizando agentes de contraste basados en gadolinio (GBCA) es especialmente adecuada para evaluar el transporte de trazadores en todo el cerebro7,8. La relevancia clínica de este enfoque se ha demostrado mediante estudios traslacionales en humanos. La administración intratecal de GBCA seguida de resonancias magnéticas seriadas se utilizó para evaluar la dinámica del LCR en el cerebro humano9. Trabajos posteriores demostraron el transporte de trazadores en todo el cerebro seguido de su eliminación durante la noche10. Este enfoque se aplicó recientemente para revelar un transporte periarterial de trazadores alterado en sujetos con capacidad reducida de reserva volumen-presión intracraneal, así como en pacientes con hidrocefalia de presión normal idiopática11. Estos estudios establecen la DCE-MRI del transporte de trazadores de LCR como un enfoque trasladable a la clínica y motivan el desarrollo de métodos preclínicos rigurosos y reproducibles para investigar mecanicistamente la regulación de la dinámica del LCR y la eliminación de desechos.
La canulación de la cisterna magna intra (ICM) se utiliza comúnmente en estudios del sistema glinfático para la administración de trazadores12. Sin embargo, solo aproximadamente el 20 % de los agentes de contraste con base de gadolinio (GBCA) administrados mediante esta vía son transportados al parénquima cerebral, mientras que la mayoría drena directamente hacia la médula espinal o los sistemas linfáticos8. Este enfoque también conlleva el riesgo de dañar el cerebelo o el tronco encefálico, y asegurar la cánula para estudios longitudinales sigue siendo técnicamente difícil. La canulación intraventricular (ICV) ha surgido como una alternativa más robusta13,14,15. Un estudio reciente demostró su reproducibilidad y ventajas clave en la administración de trazadores fluorescentes, incluyendo una fijación estable de la cánula que permite el movimiento libre del animal y soporta inyecciones repetidas de trazadores en estudios longitudinales13.
A pesar de estas ventajas, los protocolos existentes de canulación ICV no son directamente compatibles con estudios de RM16. Dado que la canulación ICV requiere la penetración del parénquima cerebral, normalmente se utilizan cánulas ferromagnéticas que generan artefactos de susceptibilidad severos en las imágenes de RM. Como resultado, la infusión del trazador debe realizarse fuera del escáner, retirando la cánula antes de trasladar al animal para la obtención de imágenes. Un flujo de trabajo típico implica adquirir una exploración basal, retirar al animal para la canulación y la infusión del trazador, y luego reposicionar al animal para exploraciones dinámicas posteriores. Este flujo de trabajo interrumpido impide la adquisición continua referenciada a la línea basal e introduce desalineaciones por reposicionamiento que pueden dificultar el análisis cinético por vóxeles. Más importante aún, dado que la fase temprana de captación suele ser la porción más dinámica y transitoria de la cinética del trazador, realizar el traslado del animal y la configuración del escáner durante este período provoca la pérdida de los datos más informativos.
Aquí presentamos un protocolo que aborda estas limitaciones mediante la integración de una línea de infusión intracerebroventricular compatible con RM con capacidad de administración de agente de contraste dentro del escáner, lo que permite la adquisición continua y dinámica de imágenes por RM en roedores. Este enfoque permite la obtención de mapas cuantitativos de todo el cerebro del transporte de trazadores en el LCR durante una única sesión de imagen sin interrupciones. Este protocolo es adecuado para estudiar la dinámica del LCR en todo el cerebro, el transporte gliofático y la cinética de eliminación de solutos. Aunque aquí se describe para ratas adultas, el protocolo puede adaptarse para ratones con ajustes apropiados en las coordenadas de canulación y los parámetros de infusión15.
Protocolo
El protocolo descrito a continuación fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (IACUC) de la Universidad Case Western Reserve (A-3145-01-2023-0015), de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y la Política del Servicio de Salud Pública sobre el Cuidado Humano y Uso de Animales de Laboratorio. Los reactivos y el equipo utilizados se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Preparación de la línea de infusión
- Corte un segmento de 30 mm de una cánula de cobre y un tramo de 2 m de tubo de polietileno (PE) utilizando tijeras dentadas.
- Bajo un microscopio, ensanche suavemente un extremo del tubo de PE con una aguja de 30 G, luego inserte la cánula de cobre en el extremo ensanchado y asegure la unión con adhesivo de cianocrilato. Conecte el extremo opuesto del tubo de PE a una aguja de 30 G.
NOTA: El cobre es altamente dúctil; tenga cuidado de no colapsar la luz durante el corte. Evite deformar la cánula o perforar el tubo durante el ensamblaje. La longitud del tubo de PE debe permitir colocar la bomba de jeringa fuera del campo magnético periférico del escáner. - Llene el ensamblaje de cánula y tubo con solución trazadora desgasificada y conéctelo a una jeringa Hamilton de 50 µL. Envuelva la punta de la jeringa con cinta selladora de politetrafluoroetileno (PTFE) para evitar fugas. Tenga cuidado de no introducir burbujas de aire durante este procedimiento.
- Monte la jeringa Hamilton en la bomba de jeringa y extraiga adicionales 30 µL de solución trazadora dentro de la jeringa.
2. Procedimiento de canulación
- Pese la rata y anestésiela con una inyección intraperitoneal de ketamina (90 mg/kg) y xilacina (10 mg/kg). Confirme la profundidad adecuada del anestésico mediante el reflejo de pellizco en el dedo del pie. Suplemente con un tercio de la dosis inicial si es necesario y vuelva a verificar antes de continuar.
- Afeite la cabeza y el cuello, retire el pelo suelto y esterilice la piel expuesta con toallitas de etanol al 70 %.
- Sujete la rata en un marco estereotáxico y coloque una almohadilla térmica cubierta con papel absorbente debajo del animal. Aplique una pomada oftálmica en ambos ojos para prevenir el secado corneal.
- Ajuste la pinza nasal para nivelar el cráneo. Realice una incisión en la línea media y retraja la piel con cuatro pinzas hemostáticas para exponer el bregma y lambda. Aplique peróxido de hidrógeno al 3 % sobre el cráneo para eliminar el periostio residual y mejorar la visibilidad de los puntos de referencia.
NOTA: El nivelado preciso del cráneo es fundamental para una colocación reproducible de la cánula. Como medida práctica de control de calidad, compare las coordenadas mediolaterales (ML) y dorsoventrales (DV) en el bregma y lambda: si el cráneo está correctamente nivelado, la diferencia entre ambos puntos de referencia no debe exceder 0,2 mm en ninguno de los ejes ML o DV. - Monte el taladro eléctrico con una broca fina en el brazo estereotáxico y asegúrese de que el brazo esté firmemente fijado.
- Coloque la broca en el bregma, luego muévala 0,7 mm hacia posterior y 1,4 mm hacia lateral derecho. Baje la broca hasta que haga contacto con la superficie del cráneo y registre la coordenada DV.
- Bajo observación microscópica, avance el taladro en incrementos de 0,1 mm. Deténgase inmediatamente al atravesar el cráneo (el espesor típico del cráneo en ratas adultas es de 0,3–0,4 mm).
- Reemplace el taladro por la cánula precargada en el brazo estereotáxico. Avance brevemente la bomba de infusión hasta que el líquido apenas emerja de la punta de la cánula, confirmando un trayecto libre de obstrucciones.
- Asegúrese de que la cánula esté montada perpendicularmente a la superficie del cráneo, luego alinéela sobre el orificio practicado. Avance la cánula a 0,1 mm/s hasta una profundidad final objetivo de 3,5 mm por debajo de la superficie dural.
- Aplique una gota de adhesivo tisular en la interfaz entre la cánula y el cráneo. Una vez curado, cierre la incisión del cuero cabelludo con puntos de sutura y doble suavemente la cánula de cobre paralela a la superficie del cráneo para evitar el contacto con la bobina de RM.
3. Configuración de la RM y adquisición dinámica
- Coloque la bobina transmisora de volumen en el isocentro del escáner.
- Transfiera al animal a una camilla compatible con MRI en posición prona. Conecte el sistema de monitoreo fisiológico, que incluye el sensor respiratorio y la sonda de temperatura rectal. Encienda el baño de agua tibia circulante para mantener la temperatura corporal en ~37 °C.
- Mantenga una anestesia adecuada durante toda la sesión de escaneo utilizando isoflurano suplementario administrado mediante cono nasal. Ajuste la concentración de isoflurano entre 0,25 % y 1,0 % para mantener una frecuencia respiratoria de 50 a 70 respiraciones/min.
NOTA: La anestesia con ketamina-xilacina administrada antes de la cirugía de canalización proporcionará sedación residual durante la transferencia inicial a la camilla de RM. Introduzca isoflurano gradualmente y supervise continuamente la frecuencia respiratoria durante el escaneo.
PRECAUCIÓN: El isoflurano es un agente volátil que representa un riesgo por inhalación; utilice un sistema de captación activa y minimice la exposición del personal. - Coloque la bomba de infusión fuera del campo magnético periférico, y ajuste la velocidad de infusión a 1 µL/min y la duración de la infusión a 20 min, lo que corresponde a un volumen total de infusión de 20 µL. Organice y asegure cuidadosamente la línea de infusión a lo largo del soporte para evitar tensión y desplazamiento.
PRECAUCIÓN: Los objetos ferromagnéticos pueden convertirse en proyectiles peligrosos cuando se colocan cerca de un escáner de MRI. Mantenga todo el equipo incompatible con MRI fuera del campo periférico. - Coloque la bobina de matriz superficial directamente sobre el cráneo dorsal, centrada en el cerebro. Coloque un pequeño trozo de papel absorbente entre la bobina y el sitio de incisión para absorber cualquier exudado de la herida.
- Avance la camilla hacia el imán hasta que el cerebro se encuentre en el isocentro. Verifique que la línea de infusión y los cables de monitoreo fisiológico permanezcan sin obstrucciones.
- Realice la configuración inicial del escáner y adquiera imágenes anatómicas para confirmar la colocación exitosa de la cánula.
- Después de adquirir las imágenes de línea base, inicie simultáneamente la bomba de infusión y el escaneo dinámico, y continúe la adquisición durante un total de 3 h (ver Tabla 1 para detalles de adquisición).
Resultados
La estación de trabajo quirúrgica se configura para permitir una colocación precisa de la fresa con el fin de dirigirse al ventrículo lateral (0,7 mm posterior y 1,4 mm lateral al bregma; Figura 1A,D). La línea de infusión consta de una cánula de cobre de 30 mm, un segmento de 2 m de tubo de PE y una aguja de calibre 30 conectada a una jeringa Hamilton (Figura 1B). La longitud extendida del tubo permite colocar la bomba de jeringa fuera del campo periférico del escáner. Tras la perforación del orificio de trépano, se monta en el brazo estereotáxico la línea de infusión precargada y se avanza la cánula hacia el ventrículo lateral hasta una profundidad de 3,5 mm por debajo de la superficie dural (Figura 1C). Una vez fijada, la cánula se dobla paralela a la superficie del cráneo para evitar el contacto con la bobina de RM (Figura 1E).
La colocación exitosa de la cánula ICV puede confirmarse mediante imágenes anatómicas que resuelven claramente el sistema ventricular y el trayecto de la cánula, permitiendo la visualización directa de la punta de la cánula dentro de la luz ventricular en vistas sagital (Figura 2A) y axial (Figura 2B). Estas imágenes también permiten excluir animales con colocación fuera del blanco de los escáneres de RM por DCE, incluyendo inserciones insuficientes, cuando la punta termina dentro del cuerpo calloso, e inserciones excesivas, cuando la punta se extiende hacia el tálamo. La distribución espacio-temporal del trazador en los escáneres de RM por DCE puede proporcionar una confirmación adicional de la colocación precisa de la cánula, ya que las colocaciones fuera del blanco introducen el trazador en el parénquima cerebral, produciendo cinéticas que no son consistentes con la propagación ventricular del trazador.
Para las exploraciones de MRI con contraste dinámico (DCE-MRI), la infusión intraventricular de agentes de contraste se inicia tras la adquisición de la imagen basal, y la adquisición dinámica de imágenes puede durar hasta 3 h o más (Figura 2C). Figura 2D muestra imágenes representativas en 3D ponderadas en T1 adquiridas en diferentes momentos tras la infusión del agente de contraste. Al final de la infusión de 20 minutos, ya es evidente el realce dentro del ventrículo lateral infundido (ipsilateral), los ventrículos tercero y cuarto, y la cisterna magna, lo que refleja una propagación rápida por flujo en masa del trazador a través de la vía ventricular-subaracnoidea. También se observa un aumento de señal en el parénquima que rodea el ventrículo lateral ipsilateral, lo que sugiere el transporte del trazador hacia el tejido periventricular a través de la membrana ependimaria.
Se puede obtener una evaluación más cuantitativa del transporte del agente de contraste mediante técnicas de mapeo paramétrico, como el mapeo de T1 y T2 utilizando la huella digital por resonancia magnética (MRF; Figura 3). A través de los compartimentos intratecales, T1 disminuye rápidamente durante la infusión, propagándose desde el ventrículo lateral ipsilateral hasta los ventrículos tercero y cuarto, mostrando la cisterna magna un ligero retraso en el inicio del acortamiento de T1. Los agentes de contraste administrados por vía ICV también demuestran una penetración extensa en el parénquima cerebral, donde las regiones periventriculares (próximas) muestran una reducción de T1 más temprana y pronunciada, mientras que las regiones más distales presentan una reducción de T1 retardada y menor. Con un protocolo de escaneo de 3 h, también puede evaluarse la eliminación del agente de contraste desde el parénquima cerebral a partir de la cinética de recuperación de T1. En conjunto, este protocolo permite el monitoreo dinámico de las principales fases del transporte de trazadores en el LCR, incluyendo la distribución ventricular rápida, la propagación intratecal, la captación parenquimatosa y la eliminación subsiguiente, todo dentro de una única sesión continua de MRI.
Figura 1: Configuración quirúrgica y montaje de la línea de infusión para la canulación ICV compatible con RM. (A) Estación de trabajo quirúrgica. Un taladro eléctrico se coloca sobre el campo operatorio para realizar el orificio de trepanación. (B) Línea de infusión ensamblada, que consta de una aguja de calibre 30 (flecha roja), un segmento de tubo de polietileno de 2 m (flecha verde) y una cánula de cobre de 30 mm (flecha azul). (C) Línea de infusión precargada montada en el brazo estereotáxico para la implantación de la cánula. (D) Coordenadas para la implantación de la cánula. (E) Apariencia final antes del cierre; la cánula de cobre se dobla paralela a la superficie del cráneo para evitar el contacto con la bobina de RM. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Colocación de la cánula y monitoreo dinámico del transporte del agente de contraste tras la infusión ICV. (A,B) Visualización de la colocación de la cánula (flechas rojas) en imágenes anatómicas en vistas sagital y axial, respectivamente. (C) Esquema del protocolo de imagen. (D) Imágenes representativas de T1 ponderadas en 3D en puntos temporales seleccionados en las vistas sagital (arriba), axial (en medio) y coronal (abajo). Barras de escala, 5 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Evaluación cuantitativa del transporte del trazador mediante huella digital de resonancia magnética (MRF). (A) Mapas de T1 (arriba) y T2 (abajo) reconstruidos a partir de datos MRF 3D en puntos temporales seleccionados tras la infusión ICV. Barra de escala, 5 mm. (B) Curvas temporales medias de T1 en compartimentos intratecales, incluyendo el ventrículo lateral ipsilateral (LV), el tercer ventrículo (V3), el cuarto ventrículo (V4) y la cisterna magna (CM). La región gris sombreada indica el período de infusión de 20 minutos. (C) Curvas temporales medias de T1 en el tejido parenquimatoso proximal y distal a V4 y al LV ipsilateral. Las ubicaciones de las ROI para las curvas temporales se muestran en (A). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4: Esquemas del transporte del trazador en el LCR tras la infusión ICV. (A) Vista sagital que muestra la infusión del trazador mediante cánula ICV y su distribución por flujo masivo a través del sistema ventricular hacia el espacio subaracnoideo (flechas rojas), así como su transporte a través de la membrana ependimaria hacia el parénquima cerebral adyacente (flechas azules). LV: ventrículo lateral; V3: tercer ventrículo; V3v: tercer ventrículo ventral; V4: cuarto ventrículo; CM: cisterna magna. (B) Esquema ampliado del área del recuadro en (A) que muestra la vía de intercambio entre LCR y LIE. El LCR entra al parénquima a lo largo del espacio pararterial, facilitado por los canales de agua acuaporina-4 (AQP4) expresados en los pies terminales de los astrocitos, se desplaza por flujo convectivo a través del espacio intersticial y sale mediante el espacio paravenoso hacia la vena de drenaje. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
| Parámetros | DCE-RM (FLASH 3D) | MRF 3D |
| Tipo de secuencia | FLASH 3D ponderado en T1 | MRF 3D (pila de espirales) |
| TR / TE (ms) | 20.0 / 2.7 | 10.0 / 2.0 |
| Ángulo de giro | 10° | Variable (programación de ángulo de giro variable) |
| Preparación de la magnetización | Ninguna | Inversión o preparación en T2 (6 de 8 segmentos) |
| Campo de visión | 36 × 24 × 24 mm³ | 60 × 60 mm² (en el plano); 15 mm (a través del plano) |
| Tamaño de la matriz | 144 × 96 × 96 | 300 × 300 (en el plano); 30 (a través del plano) |
| Resolución espacial | 0,25 mm isotrópico | 0,2 × 0,2 mm² (en el plano); 0,5 mm (a través del plano) |
| Resolución temporal | 3 min/marco | 7 min/marco |
| Trayectoria en el espacio k | Cartesiana | Trayectorias de pila de espirales; 48 intercalados para muestreo completo |
| Aceleración | Ninguna (promedio simple) | 48 veces (24× en el plano, 2× a través del plano) |
| Nota | Todos los experimentos de imagen se realizaron en un sistema Bruker BioSpin 9.4 T operando en la plataforma ParaVision 360 v3.4. Se utilizó una bobina volumétrica cuadratura de 86 mm como transmisor y una bobina de matriz superficial de 4 canales como receptor. | |
Tabla 1: Parámetros de adquisición de RM.
Discusión
El protocolo descrito aquí integra la canulación ICV con la infusión durante la adquisición de imágenes por resonancia magnética dinámica, lo que permite una evaluación cuantitativa de todo el cerebro del transporte de trazadores en el LCR dentro de una sola sesión de imagen. Los valores, así como las limitaciones, de la infusión ICV se evalúan mejor en comparación con la infusión ICM. La infusión ICM evita la canulación transparénquimatosa y, por lo tanto, es menos invasiva. Sin embargo, dado que la cisterna magna se encuentra a media distancia en la vía de circulación del LCR, la infusión ICM, especialmente a tasas más altas, puede inducir una inversión transitoria del gradiente de presión que impulsa la circulación del LCR17. Más importante aún, los trazadores administrados por vía ICM se distribuyen rápidamente al espacio subaracnoideo aguas abajo y, posteriormente, al espacio perivascular. Aunque los canales AQP4 en los pies de los astrocitos facilitan el intercambio LCR-LIF, estos canales no son permeables a los agentes de contraste basados en gadolinio (GBCA) debido a su gran tamaño molecular. Como resultado, los trazadores administrados por vía ICM muestran una mejora del contraste significativamente reducida en el parénquima en comparación con la infusión ICV15, lo que hace que la infusión ICM sea menos adecuada para estudiar la eliminación de solutos desde el cerebro. La infusión ICV aborda estas limitaciones al entregar trazadores cerca de los sitios endógenos de producción del LCR13,14. Además, los gradientes de presión y concentración durante la infusión ICV favorecen el transporte directo de trazadores a través de la capa ependimaria13,14,15, permitiendo el uso de estos trazadores como marcadores de la eliminación de desechos (Figura 4).
Varios detalles técnicos son fundamentales para obtener resultados reproducibles. Un nivelado preciso del cráneo es esencial para apuntar de manera consistente al ventrículo lateral, ya que el margen de error en la colocación de la cánula es muy pequeño debido al pequeño tamaño del ventrículo. El montaje de una línea de infusión libre de obstrucciones y fugas es igualmente importante. Las burbujas de aire u oclusiones parciales pueden alterar el perfil de infusión y comprometer la interpretación de la cinética en fase temprana; en el peor de los casos, una burbuja grande puede obstruir completamente la línea, lo que lleva al fracaso del experimento. Los problemas comunes durante la configuración de la RM incluyen fugas en la unión entre la jeringa y la aguja, que pueden reducirse mediante cinta selladora de rosca de PTFE, y la tensión sobre la línea de infusión durante la inserción del soporte, que puede evitarse asegurando el tubo a lo largo del soporte para prevenir tirones o dobleces.
Las coordenadas objetivo y la profundidad de inserción presentadas aquí fueron optimizadas para ratas Wistar de 12 semanas de edad y pueden requerir ajustes para otras edades y cepas. La infusión ICV puede realizarse en ratones con modificaciones adecuadas para tener en cuenta el menor peso corporal y el tamaño ventricular15. La velocidad de infusión y el volumen total pueden ajustarse según las propiedades fisicoquímicas del trazador, incluyendo el tamaño molecular y la relajividad; sin embargo, dado el pequeño volumen de los compartimentos ventriculares, velocidades de infusión más altas podrían aumentar significativamente la presión ventricular y, por lo tanto, deben usarse con precaución. Además, la cánula de cobre utilizada en el presente estudio proporciona la resistencia mecánica necesaria para penetrar la dura madre y atravesar el parénquima en un único paso recto. Sus propiedades dúctiles también facilitan su doblado, lo cual es ventajoso en configuraciones de bobinas con espacio limitado18. El calentamiento inducido por RF es mínimo debido a la corta longitud empotrada de la cánula. Sin embargo, una degradación excesiva del cobre puede liberar iones de cobre libres que provocan neurotoxicidad; por lo tanto, es probable que una cánula de cobre no sea adecuada para implantes crónicos. Para configuraciones de bobinas que permitan una cánula sobresaliente, los catéteres de sílice o PEEK ofrecen suficiente resistencia mecánica para la inserción, evitando así las preocupaciones relacionadas con la toxicidad14,19,20.
El agente de contraste utilizado aquí (Gd-DOTA) tiene un peso molecular de 558,65 Da, que es varias veces mayor que los solutos metabólicos endógenos como el lactato (90 Da) y la glucosa (180 Da), pero considerablemente menor que los agregados proteicos de mayor tamaño de interés en la neurodegeneración, como los monómeros de amiloide-β (~4,5 kDa) o la proteína tau (~45–65 kDa). Esto convierte a los GBCA en indicadores razonables para la cinética de eliminación de solutos de pequeña molécula, pero los hallazgos no deben extrapolarse directamente a la eliminación de solutos macromoleculares más grandes. Además, dado que los canales de agua AQP4 no son permeables a los GBCA, los hallazgos no pueden extrapolarse directamente al intercambio LCR-LIS facilitado por AQP4.
En el presente estudio, el procedimiento de canulación fue seguido inmediatamente por una sesión de imagenología con el fin de demostrar su viabilidad. Vale la pena destacar que la implantación de la cánula puede provocar una respuesta inflamatoria que podría suprimir la función glinfática13, y un período de espera de 24 horas permitiría la recuperación de la función glinfática a niveles basales21. Los investigadores deben tener en cuenta este factor al diseñar estudios destinados a explorar la función glinfática. Además, un estudio previo informó que la entrada de LCR es mayor bajo anestesia con ketamina/xilacina que con isoflurano18. Por consiguiente, el presente protocolo utiliza ketamina/xilacina para la inducción inicial. Sin embargo, una sola dosis de ketamina/xilacina no es suficiente para mantener una anestesia estable durante toda la duración del protocolo combinado de canulación e imagenología. El régimen anestésico utilizado aquí fue adaptado de un estudio previo que empleó dexmedetomidina con isoflurano en dosis baja22. Este representa un equilibrio entre mantener la estabilidad fisiológica durante un protocolo prolongado y minimizar la supresión de la función glinfática relacionada con la anestesia.
A pesar de sus ventajas, la infusión ICV tiene algunas limitaciones. Dado el pequeño volumen del LCR craneal (~300 µL)23, solo se puede infundir un volumen limitado de trazadores. Además, la velocidad de infusión (1 µL/min) es comparable a la velocidad de producción del LCR (~1,6 µL/min)23,24; por lo tanto, se espera un aumento transitorio de la presión ventricular durante la infusión. Reducir el volumen o la velocidad de infusión podría mitigar parcialmente este problema; sin embargo, un volumen menor de trazador podría comprometer la sensibilidad de detección, mientras que una velocidad de infusión más lenta prolonga el tiempo total de infusión sin atenuar completamente el aumento de presión. Por consiguiente, se debe tener precaución al interpretar la dinámica de transporte del trazador durante el período de infusión, aunque esta limitación no impide una caracterización confiable de las fases posteriores de distribución y eliminación. En conjunto, este protocolo de infusión ICV compatible con RM ofrece una plataforma práctica y adaptable para capturar todo el curso temporal del transporte de trazadores en el LCR in vivo, abriendo nuevas vías para estudiar la dinámica del LCR, la eliminación de solutos y su alteración en las enfermedades.
Divulgaciones
Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.
Agradecimientos
Este trabajo fue respaldado por los Institutos Nacionales de Salud bajo los números de concesión R01NS124206 y RF1AG094791. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente las opiniones oficiales de los Institutos Nacionales de Salud. La figura 4 fue creada con BioRender.com.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Aguja hipodérmica de 30 G × 1 pulgada con cono de plástico | Exel | 26439 | |
| Jeringa gastight de 50 µL, punta Luer (LT) | Hamilton | 80901 | |
| Pinzas anatómicas estrechas | Fine Science Tools | 11003-12 | |
| LCR artificial | TOCRIS | 3525 | |
| Attane Isoflurano 1000 mg/g | ScanVet | 55226 | |
| Tubo capilar de cobre 0,32 mm de diámetro externo × 0,16 mm de diámetro interno | Nippon Tokushukan Mfg. Co., Ltd. | C1220-11-109 | |
| Clip de cobre | IEUYO | FEBA 1801 | |
| Hisopo de algodón | Puritan | 868-WCS | |
| Dotarem (inyección de gadoterato meglumina), 0,5 mmol/mL | Guerbet | NDC 67684-2001-1 | |
| Taladro | Foredom | Modelo SR | |
| Broca | Fine Science Tools | 19007-05 | |
| Soporte para taladro | Stoelting | 51630 | |
| Pinzas médicas Dumont | Fine Science Tools | 11252-00, 11253-20 | |
| Pomada ocular | Rugby | NDC 0536 | |
| Sistema clásico de anestesia E-Z Anesthesia EZ-7000 | E-Z Systems | EZ-7000 | |
| Pinzas de Graefe | Fine Science Tools | 11052-10,11152-10 | |
| Almohadilla térmica | Braintree Scientific | 5381 | |
| Kit de cauterización de alta temperatura | Fine Science Tools | 18010-00 | |
| Ketaminol Vet 100 mg/mL (ketamina) | Intervet International BV | 511519 | |
| Adhesivo de silicona KWIK-SIL, baja toxicidad, kit | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Aguja de un solo uso, estéril, 26 G, 5/8 pulgadas | BD | 305115 | |
| Tubo de polietileno 0,61 mm de diámetro externo × 0,28 mm de diámetro interno | Scandidact | SKU252 | |
| Rompin Vet 20 mg/mL (xilazina) | KVP Pharma + Veterinär Produkte GmbH | 148999 | |
| Cuchillas de bisturí | Fine Science Tools | 10023-00 | |
| Tijeras | Fine Science Tools | 91460-11, 14007-14 | |
| Espátula | Fine Science Tools | 10090-13 | |
| Marco estereotáxico | Stoelting | 51600U | |
| Portaagujas quirúrgico | AgnTho’s | 12502-12 | |
| Bomba de jeringa | New era pump system | NE-4000 | |
| Xylocain 20 mg/mL (lidocaína) | AstraZeneca | 158543 |
Referencias
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