Este protocolo describe la fabricación e implantación quirúrgica de extensiometros flexibles y biocompatibles de silicona para el monitoreo continuo de la motilidad gástrica en ratones C57BL/6J en movimiento libre. El método proporciona grabaciones estables a largo plazo mediante una encapsulación refinada de silicona y una fijación segura de conectores montados en la cabeza.
Artículo de método
Fabricación e implantación de extensiometros refinados de silicona para el monitoreo a largo plazo de la motilidad gástrica en ratones en movimiento libre
En este artículo
Resumen
Resumen
Este protocolo describe la fabricación e implantación quirúrgica de extensiometros flexibles y biocompatibles de silicona para el monitoreo a largo plazo de la motilidad gástrica en ratones C57BL/6J en movimiento libre. La evaluación continua de la actividad gástrica-motora en animales conscientes sigue siendo técnicamente un reto porque la anestesia y los procedimientos invasivos pueden alterar la fisiología gastrointestinal normal. Para abordar estos desafíos, este protocolo combina una encapsulación refinada en silicona del galga extensio-manómetro con una fijación segura del conector montado en la cabeza para mejorar la estabilidad del dispositivo durante grabaciones a largo plazo, protegiendo al mismo tiempo el circuito eléctrico de daños mecánicos asociados a la actividad animal normal. El procedimiento permite una implantación fiable y un registro continuo de la actividad gástrica contráctil durante un periodo postoperatorio de 15 días. Los registros representativos muestran patrones de motilidad gástrica distintos durante la anestesia, la línea basal de vigilia, la recuperación postoperatoria y la acomodación inducida por la alimentación. La evaluación histológica indica solo respuestas tisulares locales leves alrededor del lugar de implantación, lo que respalda la biocompatibilidad del dispositivo bajo las condiciones examinadas. Este protocolo proporciona un enfoque reproducible para obtener registros estables de motilidad gástrica a largo plazo en ratones conscientes y puede facilitar investigaciones de fisiología y enfermedades gastrointestinales, incluyendo estudios con modelos de ratones modificados genéticamente.
Introducción
El monitoreo preciso de la actividad fisiológica en la investigación biomédica, especialmente en estudios sobre la motilidad gastrointestinal, es fundamental para comprender los mecanismos digestivos y las patologías deenfermedades 1,2. Sin embargo, los métodos actuales para monitorizar la motilidad gástrica en animales en movimiento libre presentan limitaciones significativas. Las técnicas de imagen suelen estar limitadas por la complejidad operativa, los altos requisitos de equipamiento y la posible exposición aradiación 3,4. Los métodos basados en balón, aunque útiles, generalmente no pueden monitorizar la motilidad gástrica en animales que se mueven libremente durante largos periodos y a menudo se limitan a estadosanestesiados 5. Los enfoques mínimamente invasivos, como la sonomicrometría, son incapaces de registrar la motilidad gástrica en animalesconscientes 6. De manera similar, los métodos manométricos son aplicables principalmente a ratonesanestesiados 7,8,9. Alternativamente, se ha desarrollado el registro electrofisiológico de las ondas lentas gástricas mediante electrodos serosos como un enfoque directo para captar la actividad mioeléctrica subyacente del marcapasos que impulsa las contraccionesgástricas 10,11. Aunque los electrodos serosos son muy efectivos para detectar ritmos eléctricos y disritmias, no miden directamente la fuerza mecánica resultante. Además, las ondas lentas extracelulares obtenidas in vivo pueden no reflejar siempre fielmente las verdaderas ondas lentasintracelulares 12, y las señales eléctricas registradas en electrodos superficiales o serosos pueden verse sustancialmente influenciadas por una actividad neuronal localizada, lo que significa que no representan necesariamente contracciones mecánicas fásicasreales 13,14.
En cambio, los extensiometros de silicona convierten cambios en el movimiento mecánico en señales eléctricas, permitiendo un registro prolongado de patrones de motilidad en órganos viscerales huecos como el estómago y los intestinos, tanto en condiciones fisiológicas comopatológicas 15,16,17. El objetivo general de este protocolo es describir la fabricación e implantación quirúrgica de extensiometros refinados de silicona para el monitoreo a largo plazo de la motilidad gástrica en ratones C57BL/6J en movimiento libre, el fondo genético más utilizado para modelos transgénicos en gastroenterología. Basándose en metodologías de extensiomètredescritas anteriormente 18, este protocolo incorpora un perfil sensor ultrafino (0,2 mm) con una encapsulación ligera y biocompatible de silicona 704 para reducir la carga mecánica sobre la pared gástrica murina en comparación con diseños anteriores. Además, una estrategia modular de enrutamiento de conectores montados en la cabeza minimiza la tensión postoperatoria del cable y los daños relacionados con la masticación, mejorando así la estabilidad del dispositivo durante grabaciones a largo plazo. El protocolo está destinado a investigadores que buscan mediciones directas y a largo plazo de la actividad gástrica mecánica en ratones conscientes durante diferentes estados fisiológicos, incluyendo la recuperación y alimentación postoperatoria. Las reducciones reportadas en la adhesión tisular y la mínima alteración funcional deben interpretarse dentro del alcance de los datos de validación presentados, y una evaluación cuantitativa adicional de estos parámetros sigue siendo una dirección importante para futuros estudios.
Protocolo
Este estudio se llevó a cabo de acuerdo con las Dictas Directrices sobre el Tratamiento de Animales Experimentales emitidas por el Ministerio de Ciencia y Tecnología. Todos los experimentos fueron aprobados por el Comité de Ética de los Experimentos con Animales de la Academia China de Ciencias Médicas China (No. D2024-01-26-07).
1. Preparación de animales
- Obtén ratones machos sanos de tipo salvaje C57BL/6J que tengan 8 semanas y pesen 25 ± 3 g.
- Mantener a los ratones bajo condiciones específicas libres de patógenos (SPF) a 22°C ± 1°C, 55% ± 5% de humedad relativa y un ciclo claro/oscuro de 12 horas. En el grupo no más de cinco ratones por jaula.
- Proporciona comida y agua estándar a voluntad. Permite que los ratones tengan libre acceso a comida y agua hasta la inducción de la anestesia para mantener la tensión gástrica adecuada durante la cirugía.
- Permite que los animales se aclimaten al laboratorio durante 7 días antes de iniciar los experimentos en el día 8.
- Asignar aleatoriamente los ratones aclimatados a los grupos experimentales para minimizar el posible sesgo de selección.
- Realiza una evaluación clínica de salud para cada ratón 24 horas antes de la cirugía, evaluando la apariencia física, el comportamiento y el peso corporal. Excluye a los animales que presenten signos de enfermedad, lesión o pérdida de peso corporal superior al 10%.
- Mide el peso corporal de cada ratón justo antes de la anestesia. Calcular el volumen de inyección en 20 mL/kg, correspondiente a una dosis de tribromoetanol de 250 mg/kg.
2. Preparación delextensiomètre 18
- Obtén una galga extensiométrica de 350 Ω con una base de 3,6 mm × 3,0 mm, una rejilla de 2,0 mm × 1,0 mm, y un grosor de 0,06 mm. Utilice un extensiometro con un coeficiente de sensibilidad del 2,0% ± 1% (Clase de Precisión A) preinstalado a cables esmaltados dobles (0,15 mm de diámetro, 100 mm de longitud).
- Aplicar una capa uniforme de caucho de silicona a ambos lados del galga extensiométrica hasta que el dispositivo completamente encapsulado tenga aproximadamente 0,2 mm de grosor. Asegúrate de que todas las superficies estén completamente cubiertas sin zonas expuestas.
- Aplica una gota adicional de caucho de silicona en el punto de soldadura y extiéndela uniformemente con un hisopo de algodón hasta que el galga quede completamente encapsulado. Verifica que las dimensiones finales del dispositivo sean aproximadamente 6,0 mm × 8,0 mm.
- Confirma la encapsulación completa asegurándote de que el recubrimiento de silicona sea liso y libre de burbujas o huecos de aire, y que el dispositivo final coincida con las dimensiones objetivo.
- Curar el galga extensiguador encapsulado durante al menos 48 horas a temperatura ambiente (22°C ± 1°C) y humedad relativa entre el 60% y el 70% en un entorno bien ventilado y libre de polvo.
- Suelda el conector montado en la cabeza al cable esmaltado usando un soldador, soldadura y fundente de soldadura sin ácido.
- Verifica la integridad de las uniones de soldadura tirando suavemente de los cables esmaltados con pinzas de disección de iris. Confirma que las conexiones permanecen seguras sin desconexión de cable.
- Conecta el extensiometro ensamblado a un amplificador puente mediante una caja de ajuste cero con sensor de galga.
- Equilibra el circuito conectando el galga extensiguador ensamblado a una caja personalizada de ajuste cero de 350 Ω y al amplificador puente para eliminar el desplazamiento base causado por la resistencia del cable y maximizar el rango de señal disponible. Tras completar todas las conexiones, dobla suavemente el galga extensiometro encapsulado con pinzas tanto en aire como en solución salina al 0,9% mientras monitoriza la forma de onda de salida en el software de adquisición. Confirma el correcto funcionamiento del dispositivo verificando una clara desviación de la forma de onda, indicando conectividad eléctrica adecuada, impermeabilización y sensibilidad del sensor.
3. Procedimiento quirúrgico para la implantación de un extensiomètre
- Esteriliza todos los instrumentos quirúrgicos con etanol al 75%. Remojar los componentes preparados del galga extensiométrica en etanol al 75% durante 15 minutos, seguido de inmersión en solución de cloruro de sodio al 0,9% durante 15 minutos.
- Retirar los componentes del galga extensiométrica de la solución de cloruro de sodio al 0,9% y proceder inmediatamente con la implantación quirúrgica sin secado al aire ni enjuague adicional.
- Anestesiar al ratón mediante la inyección intraperitoneal de una solución de tribromoetanol al 1,25% (20 mL/kg).
- Utiliza una solución comercial de tribromoetanol al 1,25% sin diluir más. Guarda la solución a 4°C en un frasco ámbar protegido de la luz y úsala dentro de la fecha de caducidad del fabricante.
- Monitoriza al animal cada 10 minutos durante la cirugía para asegurar una respiración regular y la ausencia de movimiento en respuesta a la estimulación táctil. Confirma un plano quirúrgico adecuado de anestesia verificando la pérdida del reflejo de enderezamiento y la ausencia del reflejo de retirada del pellizco del dedo.
- No se requirió anestesia suplementaria porque la dosis inicial proporcionaba un plano quirúrgico adecuado durante todo el procedimiento.
- Mantén la temperatura corporal central del animal entre 37,0°C ± 0,5°C usando una manta térmica controlada por realimentación. Aplica pomada oftálmica de petrolato durante todo el procedimiento quirúrgico para evitar el resecamiento corneal.
- Elimina el vello del abdomen y el cráneo usando una máquina de cortar pelo para animales pequeños. Desinfectar la piel expuesta con una solución de povidona-yodo al 1% seguida de etanol al 75% (Figuras 1A–C).
- Cubre el abdomen con una cortina quirúrgica estéril (Figura 1D).
- Cubre el campo quirúrgico con una gasa quirúrgica estéril. Crear una incisión ventral en la línea media de aproximadamente 1,5–3,0 cm de longitud, que se extiende caudalmente desde el proceso xifoides a través de la piel y la musculatura abdominal. Crear una segunda incisión longitudinal de aproximadamente 5,0–8,0 mm de largo a lo largo de la sutura sagital en el ápice del cráneo (Figura 1E,J).
- Seleccione la longitud de la incisión según el tamaño corporal del animal para proporcionar una exposición adecuada del antro gástrico para la sutura, minimizando el trauma tisular y facilitando el cierre de la herida.
- Exterioriza suavemente el estómago con un hisopo de algodón. Separa el omento mayor y mantén la hidratación tisular durante todo el procedimiento utilizando bolas de algodón empapadas en solución salina fisiológica al 0,9% (Figura 1F).
- Separa el omento mayor de la pared gástrica mediante una disección suave y roma utilizando un hisopo de algodón húmedo o pinzas romas, teniendo cuidado de evitar daños en los vasos sanguíneos adyacentes y los tejidos circundantes.
- Aplica solución salina estéril al 0,9% tibia (37,0°C± 0,5°C) en el estómago expuesto cada 3–5 minutos, o siempre que la superficie del tejido empiece a secarse, para mantener la hidratación del tejido.
- Separa suavemente la piel de la musculatura subyacente usando un hisopo de algodón y pinzas de disección para crear un túnel subcutáneo continuo entre las incisiones craneal y abdominal. Pasa el conjunto de galga extensiométrica a través del túnel, coloca el conector montado en la cabeza en la frente y coloca el galga sobre la región abdominal (Figura 1G,J).
- Pasar el alambre por el túnel subcutáneo desde la incisión abdominal a lo largo de la pared lateral izquierda del cuerpo, bajo la extremidad anterior izquierda y sobre el cuello dorsal hasta la incisión craneal.
- Sutura el extensiometro a la superficie sorosa del antro gástrico utilizando suturas 7-0 no absorbibles (Figura 1H). Reposiciona el omento mayor sobre el galga extensiguador y limita el área funcional de sutura a aproximadamente 5,0 mm × 5,0 mm.
- Coloque el extensiometro sobre la superficie sorosa del antro gástrico con su eje largo y los cables adheridos alineados paralelos a las fibras musculares longitudinales que se extienden desde el cárdio hasta el piloro. Orienta las uniones de soldadura hacia la pared abdominal, con el extremo soldado hacia la cabeza y el extremo opuesto hacia el piloro (Figura 1H).
- Fija el extensiometro a la serosa gástrica usando una sutura continua con tres puntos de fijación. Se coloca un punto en el extremo caudal (pilórico) y dos puntos secuenciales en el extremo craneal (cardíaco), luego se asegura el conjunto con un solo nudo en la línea media superior (Figura 1H).
- Devuelve el estómago y todos los demás órganos abdominales a sus posiciones anatómicas normales. Asegura el alambre esmaltado a la musculatura abdominal para minimizar el movimiento anteroposterior.
- Asegura los alambres esmaltados a la musculatura abdominal colocando un nudo inicial en el músculo con la sutura, enrollando la sutura alrededor de ambos alambres varias veces y atando un nudo final para anclar firmemente los alambres.
- Cierra la musculatura abdominal seguida de la piel usando suturas absorbibles 6-0 (Figura 1I).
- Retirar el periostio utilizando peróxido de hidrógeno al 3% para exponer la fontanela anterior (Figura 1J).
PRECAUCIÓN: El peróxido de hidrógeno es un irritante. Lleva el equipo de protección personal adecuado y evita el contacto con los ojos y la piel. - Aplica peróxido de hidrógeno al 3% en el cráneo expuesto durante aproximadamente 10 segundos para eliminar el periosteo y controlar el sangrado leve. Retira inmediatamente la solución con un hisopo de algodón estéril, enjuaga bien con solución salina estéril y seca completamente la superficie antes de aplicar la resina de base.
- Mezcla y aplica la resina de base en el cráneo. Presiona el conector montado en la cabeza sobre la resina hasta que se solidifique de forma natural. Sutura el cuero cabelludo alrededor del conector asegurado dejando expuesta la abertura circular del conector montado en la cabeza (Figura 1K).
- Deja que la resina de base polimerice sin molestar durante aproximadamente 5 minutos. Confirma el curado completo tocando suavemente la superficie de resina con la punta de un par de pinzas.
- Estabilizar el conector montado en la cabeza con pinzas durante la fase inicial de curado hasta que la resina se haya endurecido lo suficiente para mantener el conector en posición sin soporte.
- Aplica solución de povidona-yodo alrededor de la herida quirúrgica. Administrar meloxicam (0,2 mg/kg, por vía subcutánea) para analgesia postoperatoria y tratamiento antiinflamatorio.
- Tras recuperarse de la anestesia, devuelva al ratón a su jaula de origen. Administrar meloxicam (0,2 mg/kg, intraperitoneal) una vez al día durante dos días consecutivos.
- Solo devuelve al ratón a su jaula de origen después de que haya recuperado el reflejo de enderezamiento, muestre una respiración regular y estable, y sea capaz de moverse con normalidad.
- Controla a los ratones diariamente durante al menos los dos primeros días postoperatorios y al menos dos veces por semana después. Eutanasiar humanamente a los animales que presenten una pérdida persistente de peso corporal acompañada de una reducción de la actividad locomotora de acuerdo con los criterios humanos predefinidos.
Figura 1. Flujo de trabajo de implantación quirúrgica y configuración de registro de motilidad gástrica. (A) Depilación del abdomen. (B) Desinfección con solución de povidona-yodo. (C) Limpieza con etanol al 75%. (D) Colocación de una cortina quirúrgica estéril sobre el abdomen. (E) Incisión abdominal media e incisión en el cuero cabelludo. (F) Exposición del estómago. (G) Paso subcutáneo del conjunto del extensiometro y colocación del sensor en el antro gástrico. (H) Sutura del galomètro extensiguador a la capa serosa del antro gástrico, anatómicamente situada entre la incisura angular y el piloro. (I) Cierre secuencial de la musculatura abdominal y la piel. (J) Exposición de la fontanela anterior tras la extracción del periosteo usando peróxido de hidrógeno al 3%. (K) Fijación del conector montado en la cabeza y cierre del cuero cabelludo alrededor de la apertura del conector. (L) Dispositivo de extensión personalizado mostrado junto a una regla. (M) Esquema del sistema de registro de motilidad gástrica de movimiento libre, incluyendo la cámara de grabación, el conmutador rotatorio, el conector montado en la cabeza con cable, el amplificador del puente, el sistema de adquisición de datos, el ordenador y el software de análisis de señales. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
4. Registro de la motilidad gástrica
- Coloca la cámara de grabación circular libre y personalizada bajo una cámara de autoenfoque 2K para permitir un monitoreo conductual sincronizado y continuo del ratón.
- Construye la cámara de grabación usando un recipiente cilíndrico transparente de Plexiglás (35 cm de diámetro × 45 cm de altura).
- Monta una placa colgante personalizada (39,5 cm × 10,0 cm) sobre la recámara para soportar el cable conector montado en la cabeza.
- Sostiene la placa colgante usando dos soportes verticales situados en lados opuestos de la cámara. Ajusta la altura (hasta 15,5 cm) para mantener la tensión adecuada del cable durante la grabación.
- Coloca el ratón en la cámara de grabación. Conecta el zócalo hembra montado en la cabeza al cable flexible multicanal suspendido del conmutador rotatorio. Asegúrate de que la cuerda permita moverse, girar y alimentarse sin restricciones.
- Aclimatar a los ratones a la cámara de grabación durante 60 minutos diarios durante 3 días consecutivos antes de la cirugía. Tras la implantación, colocar al ratón anestesiado en la cámara durante 30 minutos para permitir la estabilización fisiológica antes de iniciar el registro continuo.
- Conecta el extremo opuesto del cable flexible al amplificador del puente y conecta el amplificador al sistema de adquisición de datos PowerLab 8/35.
- Verifica el balance del amplificador del puente y la anulación de la galga extensiométrica como se describe en el Paso 2.9. Monitoriza la señal en directo durante al menos 2 minutos y comienza a grabar solo después de confirmar una línea base estable con una deriva insignificante.
- Configura los ajustes de hardware en el software de adquisición de datos LabChart (versión 8.0) con una frecuencia de muestreo de 10 kHz y una ganancia de amplificación del 10× para el canal bruto de señal gástrica.
- Configura el sistema de adquisición con un rango de voltaje de entrada de ±5 V, un voltaje de excitación en puente de 5 V y un filtro pasa-bajos por hardware configurado a 100 Hz para minimizar el ruido de alta frecuencia y preservar la fidelidad de la señal.
- Enciende la cámara de enfoque automático 2K y simultáneamente ejecuta el software de adquisición de datos en el ordenador de grabación.
- Adquiere datos utilizando el software de adquisición de datos con una plantilla dedicada a la adquisición. Configura un canal analógico para la señal bruta del extensiomètre gástrico y un canal de vídeo sincronizado de la cámara de enfoque automático 2K. Guarda todas las grabaciones en el formato nativo de software de adquisición (*.adicht).
- Realizar sesiones de grabación durante la recuperación postoperatoria, la transición de la anestesia al estado de vigilia y una prueba conductual de alimentación de 6 minutos que consiste en una línea base preprandial de 2 minutos, una fase de alimentación de 2 minutos y una fase postprandial de 2 minutos.
- Realiza grabaciones entre las 09:00 y las 15:00 en los días postoperatorios (PODs) 1, 3, 5, 7, 10 y 15. Comienza a registrar inmediatamente después de colocar al animal en la cámara y utiliza los datos obtenidos a partir de los 10 minutos para el análisis y así asegurar la estabilización fisiológica.
- Ratones rápidos durante 12 horas antes del experimento de alimentación. Registrar la motilidad gástrica de forma continua durante 6 minutos, que comprende un punto base preprandial de 2 minutos, un periodo de alimentación de 2 minutos que comienza cuando el animal inicia la alimentación y un periodo postprandial de 2 minutos.
- Excluir las grabaciones del análisis si cumplen alguno de los siguientes criterios: (i) pérdida de señal causada por fallo del conector o rotura de cable; (ii) artefactos de movimiento graves resultantes de la preparación o funcionamiento que superan el rango de entrada del amplificador; o (iii) señales inestables o deriva de línea base superior al 20% de la amplitud base durante una sola sesión de grabación.
5. Procesamiento de señales y análisis estadístico
- Establecer la conexión completa del hardware y aplicar el flujo de trabajo de filtrado por hardware y software para procesar las señales biológicas en bruto y aislar las ondas de motilidad gástrica de los artefactos de movimiento.
- Enrutar las señales biológicas a través del filtro analógico pasa-bajos integrado del amplificador del puente y del sistema de adquisición de datos. Ajustar la frecuencia de corte del filtro analógico pasa-bajos a 100 Hz para reducir el ruido electromagnético de alta frecuencia y la interferencia de la línea eléctrica, y generar el canal de datos base en bruto (Figura S1).
- No aplique filtros hardware adicionales, como filtros pasa altos, muesca o antialiasing, durante la adquisición de datos.
- Genera un canal de análisis suavizado usando el módulo de suavizado en el software de adquisición (Figura S2). Selecciona Suavizado en el menú desplegable del canal, elige Triangular (Bartlett) como tipo de suavizado y ajusta el ancho de ventana a 10 s (Figura S3).
NOTA: La ventana triangular de 10 s funciona como un filtro digital adaptativo pasa-bajos que atenúa artefactos respiratorios y de movimiento mientras preserva la amplitud y el ritmo de la onda lenta gástrica basal murina (~5 ciclos/min; ~0,083 Hz). - No aplique pasos adicionales de preprocesamiento digital, incluyendo corrección de línea base, destendencia, remuestreo, ajuste de desplazamiento del canal o normalización de señal.
- Guarda la forma de onda suavizada como un nuevo canal de análisis (Canal 2) junto con la señal en bruto (Canal 1) en el mismo archivo nativo de software de adquisición (*.adicht) sin conversión externa (Figuras S3 y S4).
- Extrae las señales de motilidad gástrica suavizadas para su análisis. Selecciona ventanas de registro continuo estables y representativas de 2 minutos para cada condición experimental, minimizando artefactos relacionados con el movimiento y el comportamiento (Figura S4).
- Selecciona aleatoriamente una ventana de grabación continua de 2 minutos usando la grabación de vídeo sincronizada. Incluye solo segmentos con una línea base estable y sin artefactos de movimiento, comportamiento de acicalamiento ni actividad locomotora.
- Extraer un segmento continuo de grabación de 2 minutos de cada POD designado 1–15. Comparar las formas de onda de motilidad gástrica registradas bajo anestesia profunda con las registradas en estado plenamente consciente.
- Estandariza todos los registros entre las 09:00 y las 15:00, como se describe en el Paso 4.12, para minimizar la influencia de la variación circadiana en la motilidad gástrica.
- Analiza una grabación continua de 6 minutos del experimento de alimentación dividiendo la grabación en tres periodos consecutivos de 2 minutos que representan la fase inicial preprandial, la alimentación activa y la postprandial.
- Identifica el inicio de la alimentación a partir de la grabación sincronizada en vídeo cuando el animal comienza a masticar de forma sostenida. Define la fase de alimentación como el intervalo de 2 minutos siguientes y excluye las grabaciones en las que la alimentación dura solo unos segundos.
- Cuantifique la frecuencia cíclica media (ciclos/min), la amplitud cíclica (μV) y el área bajo la curva (AUC; mV·s·min−1) a partir de las formas de onda suavizadas. Determinar la frecuencia contráctil mediante análisis de intervalos pico a pico y calcular el AUC integrando la señal contráctil rectificada sobre el intervalo de grabación seleccionado (Figura S5).
- Realizar la detección de picos automáticamente utilizando el módulo de Mediciones Cíclicas en el software de adquisición de datos Data Pad para calcular la frecuencia cíclica media de cada segmento de grabación seleccionado (Figura S5).
- Defina la línea base como el voltaje mínimo de señal dentro del intervalo de grabación seleccionado. Calcula el AUC automáticamente usando la función Integral Relativa al Mínimo en el módulo Data Pad (Figura S5).
- Mide automáticamente la amplitud contráctil como la Altura Cíclica Media usando el módulo Data Pad, que calcula la altura media de pico a valle para cada segmento de grabación de 2 minutos (Figura S5).
- Resumir gráficamente y analizar estadísticamente los datos de frecuencia, amplitud y AUC en todas las condiciones experimentales.
- Compara los parámetros de motilidad gástrica entre la anestesia profunda y las condiciones de plena consciencia.
- Evaluar los cambios longitudinales en la motilidad gástrica desde POD 1 hasta POD 15.
- Comparar los parámetros de motilidad gástrica durante la fase de alimentación activa con los de las fases preprandial y postprandial.
- Incluir todos los datos que cumplan con los criterios predefinidos de calidad de grabación en el análisis estadístico. No realices detección estadística de valores atípicos ni excluyas observaciones basadas en criterios estadísticos.
- Evaluar la normalidad y homogeneidad de la varianza de los datos antes del análisis estadístico. Analizar datos distribuidos normalmente utilizando un análisis ordinario unidireccional de varianza (ANOVA) o una prueba t no emparejada. Analizar datos distribuidos de forma no normal utilizando la prueba de Kruskal–Wallis o la prueba de Mann– Whitney U .
- Evalúa la normalidad de los datos usando la prueba de Shapiro–Wilk y la homogeneidad de la varianza usando la prueba de Brown–Forsythe. Analizar datos distribuidos normalmente con varianzas iguales usando ANOVA unidireccional y analizar datos no normalmente distribuidos o datos con varianzas desiguales usando la prueba de Kruskal–Wallis.
- Realizar pruebas de comparación múltiple post hoc usando la prueba de Tukey siguiendo ANOVA unidireccional o la prueba de Dunn siguiendo la prueba de Kruskal–Wallis, según corresponda.
- Analiza todos los datos usando GraphPad Prism versión 10.0. Informa de los datos como la media ± error estándar (SE). Considera p < 0,05 estadísticamente significativo.
- Realizar todos los análisis estadísticos como pruebas de dos colas. Consideremos p < 0,05 estadísticamente significativo.
- Cega al investigador responsable del filtrado de datos y la extracción de parámetros ante los grupos experimentales y tratamientos. Anonimiza y codifica todos los conjuntos de datos antes de analizarlos.
- Archivar todas las formas de onda en bruto, señales procesadas y metadatos asociados en el formato nativo de software de adquisición (*.adicht). Almacena estos archivos y hojas de cálculo exportadas en un repositorio centralizado para permitir una verificación independiente. Poned a disposición los conjuntos de datos y archivos de análisis estadístico relevantes a petición académica razonable.
Resultados
Motilidad gástrica bajo anestesia y estados de vigilia
Para evaluar el posible impacto de la anestesia en la motilidad gástrica, se compararon los parámetros de motilidad gástrica entre ratones anestesiados y conscientes (n = 6; Figura 2A,B). No se observó una diferencia significativa en la frecuencia entre los estados anestesiado y consciente (5,38 ± 0,13 vs. 5,48 ± 0,10 ciclos min−1 [cpm], respectivamente; prueba t no emparejada: t = 0,4053, p = 0,6874). De manera similar, ni la amplitud (73,88 ± 10,79 frente a 60,79 ± 3,96 μV; Test U de Mann–Whitney: U = 68,5, p = 0,1620) ni el área bajo la curva (AUC) (6,83 ± 1,26 vs. 7,47 ± 0,84 mV·s·min−1; Test U de Mann–Whitney: U = 102, p = 0,8437) difería significativamente entre ambas condiciones. Estos registros representativos demuestran parámetros de motilidad gástrica comparables bajo las condiciones anestesiadas y conscientes examinadas.
Figura 2. Registros representativos de motilidad gástrica, análisis cuantitativo e histología estomacal tras la implantación del galán extensio. (A,B) Trazas representativas de motilidad gástrica registradas inmediatamente después de la cirugía bajo anestesia (A) y en estado consciente (B) (n = 6 ratones). (C–H) Trazas representativas de motilidad gástrica registradas durante la recuperación postoperatoria en el día postoperatorio (POD) 1 (C), POD 3 (D), POD 5 (E), POD 7 (F), POD 10 (G) y POD 15 (H). La barra de escala en H se aplica a los paneles A–H: 50 μV, 15 s. (I–K) Cuantificación de la frecuencia de motilidad gástrica (I; análisis de varianza de Brown-Forsythe y Welch con comparaciones múltiples, F = 0,3898, p = 0,8762), amplitud (J; prueba H de Kruskal–Wallis, H = 3,989, p = 0,6782), y área bajo la curva (AUC) (K; Test H de Kruskal–Wallis, H = 0,8218, p = 0,9915) a lo largo de los puntos temporales longitudinales (n = 6 ratones). (L) Traza representativa de motilidad gástrica registrada antes, durante y después de la alimentación voluntaria. La zona sombreada indica el periodo de alimentación de 2 minutos. Barra de escala: 100 μV, 30 s. (M–O) Cuantificación de la frecuencia de motilidad gástrica (M; análisis ordinario unidireccional de varianza, F = 5,490, p = 0,0138), amplitud (N; Test H de Kruskal–Wallis, H = 0,3639, p = 0,8451), y AUC (O; análisis ordinario unidireccional de la varianza, F = 4,954, p = 0,0193) antes, durante y después de alimentarse (n = 7 ratones). (P–D) Secciones del estómago teñidas con hematoxilina y eosina de ratones control normales (P) y ratones implantados en POD 7 (Q), POD 10 (R) y POD 15 (S). En el panel P, a indica la muscular, b indica la submucosa y c indica la mucosa. La barra a escala de 100 μm que se muestra en el panel S se aplica a todos los paneles histológicos (P–S). Los datos se presentan como medio ± error estándar. *p < 0,05. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Cambios en la motilidad gástrica postoperatoria a lo largo del tiempo
Se monitorizó la motilidad gástrica en ratones en movimiento libre desde POD 1 hasta POD 15 para evaluar la estabilidad postoperatoria (n = 6; Figura 2C–K). Durante la fase postoperatoria temprana (POD 1–3), la frecuencia no difería significativamente de la medición inicial (5,76 ± 0,27 frente a 5,38 ± 0,14 cpm; Análisis de varianza de Brown-Forsythe y Welch [ANOVA] con comparaciones múltiples, p = 0,9670). Asimismo, no se observaron diferencias significativas en amplitud (60,41 ± 3,41 frente a 56,43 ± 4,78 μV; Test de Kruskal–Wallis con comparaciones múltiples, p > 0,9999) o AUC (6,34 ± 0,79 vs. 6,42 ± 0,92 mV·s·min−1; prueba de Kruskal–Wallis con comparaciones múltiples, p > 0,9999).
Durante la fase intermedia postoperatoria (POD 5–7), los parámetros medidos se mantuvieron estables, sin diferencias significativas en la frecuencia (5,49 ± 0,23 frente a 5,31 ± 0,22 cpm; p > 0,9999), amplitud (58,96 ± 5,40 frente a 63,29 ± 8,01 μV; p > 0,9999), o AUC (7,52 ± 1,59 vs. 5,78 ± 0,69 mV·s·min−1; p > 0,9999) en relación con los valores base correspondientes.
Durante la fase postoperatoria posterior (PODs 10–15), no se observaron cambios significativos en la frecuencia (5,55 ± 0,42 frente a 5,41 ± 0,10 ciclos/min; p > 0,9999), amplitud (69,33 ± 21,04 frente a 56,33 ± 7,95 μV; p > 0,9999), o área bajo la curva (AUC; 9,74 ± 3,87 vs. 9,00 ± 2,71 mV·s·min−1; p > 0,9999) en comparación con los valores de referencia correspondientes. En conjunto, estos datos representativos demuestran que los parámetros de motilidad gástrica medidos permanecieron estables durante todo el periodo de observación postoperatorio bajo las condiciones examinadas.
Motilidad gástrica durante la ingesta de alimentos
Se obtuvieron registros representativos de motilidad gástrica durante la ingesta voluntaria de alimentos sólidos para caracterizar cambios dependientes de fase en la motilidad gástrica (n = 7; Figura 2L–O). Durante la alimentación activa, la frecuencia disminuyó significativamente respecto al nivel base preprandial (5,78 ± 0,30 a 4,44 ± 0,42 cpm; ANOVA unidireccional ordinaria con comparaciones múltiples, p = 0,0301). En contraste, la amplitud no difirió significativamente entre las fases preprandial y de alimentación (62,73 ± 3,31 vs. 77,33 ± 15,32 μV; prueba de Kruskal–Wallis con comparaciones múltiples, p > 0,9999). Aunque la AUC disminuyó de 7,50 ± 0,61 a 4,92 ± 0,78 mV·s·min⁻1 durante la alimentación, la diferencia no alcanzó significación estadística (ANOVA unidireccional ordinaria con comparaciones múltiples, p = 0,0611).
Tras el cese de la alimentación, la frecuencia aumentó significativamente en comparación con la fase de alimentación (5,84 ± 0,27 cpm; p = 0,0230). Asimismo, la AUC aumentó significativamente de 4,92 ± 0,78 a 8,01 ± 0,82 mV·s·min−1 (p = 0,0228). No se observó una diferencia significativa en la amplitud entre las fases de alimentación y postprandial (77,33 ± 15,32 vs. 64,17 ± 5,65 μV; p > 0,9999). Cuando se comparó la fase postprandial con la línea base preprandial, no se detectaron diferencias significativas en frecuencia (p = 0,9908), amplitud (p > 0,9999) ni AUC (p = 0,8784), lo que indica que los parámetros de motilidad medidos volvieron a los niveles basales durante el periodo de observación.
Cambios histológicos gástricos
El examen histológico del tejido estomacal recogido en los PODs 7–15 demostró cambios inflamatorios localizados adyacentes al extensómetro implantado, incluyendo infiltración leve de células inflamatorias, arquitectura celular desorganizada y anomalías nucleares (Figuras 2P–S). No se observó inflamación grave ni daño extenso en los tejidos en las secciones examinadas. Estos hallazgos histológicos representativos indican respuestas tisulares localizadas en el lugar de implantación bajo las condiciones examinadas.
Figura S1. Establecimiento del canal base de registro de motilidad gástrica bruta. Captura representativa de la señal bruta de motilidad gástrica adquirida en el software de adquisición de datos tras el filtrado analógico por hardware con un filtro pasa-bajos de 100 Hz. Este canal de grabación base sirve como entrada para el procesamiento y análisis digital de señales posteriores. Por favor, haga clic aquí para descargar este archivo.
Figura S2. Generación del canal de análisis suavizado en el software de adquisición de datos. Captura de pantalla representativa que ilustra la creación de un nuevo canal de análisis suavizado utilizando la función de suavizado en el software de adquisición de datos. El canal suavizado se generó a partir del registro bruto de motilidad gástrica para el análisis cuantitativo posterior. Por favor, haga clic aquí para descargar este archivo.
Figura S3. Configuración de los parámetros de suavizado en el software de adquisición de datos. Capturas de pantalla representativas que muestran los ajustes de suavizado del software de adquisición de datos usados para el procesamiento digital de señales. La ventana de suavizado triangular (Bartlett) se seleccionó con un ancho de ventana de 10 s para atenuar artefactos respiratorios y de movimiento, preservando al mismo tiempo el ritmo fisiológico de ondas lentas gástricas. Por favor, haga clic aquí para descargar este archivo.
Figura S4. Selección de ventanas de registro representativas para el análisis cuantitativo. Ejemplo representativo que demuestra la selección de un segmento estable de registro continuo de 2 minutos (región sombreada en gris) a partir de la traza de motilidad gástrica suavizada para análisis cuantitativo. Se seleccionaron ventanas de registro para minimizar artefactos relacionados con el movimiento y el comportamiento antes de calcular los parámetros de motilidad gástrica. Por favor, haga clic aquí para descargar este archivo.
Figura S5. Cuantificación de los parámetros de motilidad gástrica a partir de la forma de onda suavizada. Capturas representativas del software de adquisición de datos Data Pad y la interfaz de análisis utilizada para cuantificar los parámetros primarios de motilidad gástrica. Se calcularon la frecuencia cíclica media (ciclos/min), la amplitud cíclica media (μV) y el área integrada bajo la curva (AUC; mV·s·min⁻1) a partir de los segmentos de grabación suavizados seleccionados. Por favor, haga clic aquí para descargar este archivo.
Discusión
Este protocolo refinado proporciona un enfoque estable, biocompatible y reproducible para el registro a largo plazo de la motilidad gástrica en ratones que se desplazan libremente. Un paso crítico es la fabricación del galga extensiométricade silicona 18, que proporciona un dispositivo optimizado (dimensiones totales: ~6,0 mm × 8,0 mm; área funcional: ~5,0 mm × 5,0 mm) que se adapta al antro gástrico murino minimizando la interferencia con el piloro y el fondode ojo 19. En comparación con los dispositivos rígidos convencionales, la encapsulación con caucho de silicona 704 proporciona una mayor adherencia mecánica y elasticidad (alargamiento al romper ≥ 140%), permitiendo que el sensor se adapte a la distensión gástrica durante la alimentación fisiológica y reduce la probabilidad de fractura del dispositivo o restricción de movimiento. Además, se espera que la encapsulación lisa de silicona reduzca la adhesión tisular alrededor del implante, ayudando así a preservar la calidad de la señal durante los registros longitudinales. Aunque una evaluación cuantitativa sistemática de la formación de adherencias postoperatorias y el rendimiento mecánico a largo plazo estaba fuera del alcance de este estudio, los registros crónicos demostraron una calidad de señal estable y una sensibilidad sostenida del sensor hasta 15 días después de la implantación. El recubrimiento fino y liso de silicona también actúa como barrera protectora que puede ayudar a reducir la adhesión excesiva de tejidos. No obstante, será importante una validación a largo plazo adicional mediante puntuación cuantitativa de adherencias y pruebas mecánicas dedicadas para caracterizar plenamente el rendimiento crónico del dispositivo. Por último, integrar un conector montado en la cabeza con el extensiometro de silicona minimiza la torsión de cables y los daños relacionados con la masticación, facilitando así el registro a largo plazo de la motilidad gástrica en animales en movimiento libre.
Una modificación clave de este protocolo es que los ratones mantienen acceso ad libitum a la comida hasta la inducción de la anestesia. A diferencia de los protocolos quirúrgicos gastrointestinales convencionales, el ayuno preoperatorio se omite porque la distensión gástrica resultante de una ingesta normal de alimentos facilita la visualización de la superficie del seroso gástrico y puede reducir el riesgo de penetración inadvertida de la mucosa durante la colocación de las suturas serosales7-0 16,19. En cambio, el colapso gástrico inducido por el ayuno prolongado aumenta la redundancia tisular, lo que puede complicar la colocación precisa de suturas. Sin embargo, para las sesiones posteriores de registro de motilidad, se implementa un periodo estandarizado de ayuno de 12 horas antes de los registros de referencia para minimizar la variabilidadpostprandial 16,19.
Otra modificación importante del procedimiento es la selección del régimen anestésico. Aunque la anestesia por inhalación se utiliza ampliamente en cirugía deroedores 20,21, el procedimiento quirúrgico de doble sitio descrito aquí requiere reposicionamientos repetidos del animal y acceso libre al campo quirúrgico craneal para la colocación de los conectores montados en la cabeza. La adquisición de datos también se basa en un cable ligero conectado a una cámara de registro personalizada (Figura 1M), lo que puede restringir el movimiento del animal en comparación con un entorno de jaula doméstica sin restricciones. Meile et al. desarrollaron un sistema inalámbrico de telemetría extensiométrica capaz de registrar la motilidad gastrointestinal en ratas que se desplazanlibremente 22. Sin embargo, las dimensiones y el peso de ese dispositivo de telemetría no son fácilmente compatibles con ratones adultos C57BL/6J, lo que limita su aplicación directa en este modelo. En consecuencia, la configuración con cable descrita aquí representa un enfoque práctico para el registro a largo plazo de la motilidad gástrica en ratones, manteniendo la adquisición continua de señales. En estas condiciones, la administración intraperitoneal de tribromoetanol al 1,25% proporciona acceso quirúrgico sin obstáculos durante todo el procedimiento. El uso de tribromoetanol al 1,25% se apoya gracias a su rápida inducción, anestesia quirúrgica fiable y excelente relajación muscular necesaria para la microsutura. Para garantizar la estabilidad química y minimizar la degradación, se utilizaba una solución de trabajo preparada comercialmente y se almacenaba a 4°C protegida de la luz. Aunque el tribromoetanol puede inducir inhibición gastrointestinal transitoria o irritación tisular si se prepara o manipula incorrectamente, estudios recientes han demostrado su eficacia y seguridad cuando se utiliza bajo procedimientos adecuados de controlde calidad 23. De acuerdo con estos informes, no se observaron eventos adversos, incluyendo íleo postoperatorio ni peritonitis, durante el presente estudio.
El protocolo actual tiene varias limitaciones. En primer lugar, aunque la evaluación histológica representativa demostró cambios localizados en el tejido postoperatorio, el estudio actual no incluyó una evaluación cuantitativa de las respuestas inflamatorias ni de las adherencias postoperatorias. Este protocolo se desarrolló principalmente como una guía metodológica para la fabricación de dispositivos reproducibles y la implantación anatómica precisa, más que como una evaluación patológica integral. En consecuencia, la puntuación histológica semicuantitativa, la evaluación patológica a ciegas y la evaluación cuantitativa de las adherencias postoperatorias quedaron fuera del alcance del presente estudio. No obstante, las secciones representativas teñidas con hematoxilina y eosina mostraron cambios tisulares leves y localizados confinados a la superficie serosa, sin evidencia de daño extenso en los tejidos examinados. Los estudios futuros que incorporen análisis histológicos cuantitativos y puntuación estandarizada de adherencias proporcionarán una evaluación más completa de las respuestas tisulares a largo plazo.
Finalmente, la validación actual se centró principalmente en los registros de motilidad gástrica y las observaciones histológicas. Las evaluaciones fisiológicas complementarias, incluyendo el vaciado gástrico, el tiempo de tránsito intestinal total y la producción de pellets fecales, estaban fuera del alcance de este estudio inicial de validación. Aunque estas medidas proporcionarían una evaluación más completa de la función gastrointestinal, los patrones estables y rítmicos de contractilidad gástrica observados durante el periodo de registro postoperatorio sugieren que el procedimiento de implantación mantuvo registros fiables de motilidad gástrica bajo las condiciones examinadas. No obstante, la evaluación integral de la función gastrointestinal general mediante estos ensayos fisiológicos complementarios sigue siendo una dirección importante para la validación futura de este enfoque de registro crónico.
A pesar de estas limitaciones, el protocolo amplía el conjunto de herramientas experimentales disponibles para la evaluación a largo plazo de la motilidad gástrica en ratones conscientes. Las frecuencias gástricas basales observadas son consistentes con los valores previamente reportados usando transductores de fuerzaextraluminal 19 y registros electrofisiológicos serosos10, y los cambios representativos asociados a la alimentación son consistentes con las respuestas fisiológicas previamente descritas en modelos mamíferos. No obstante, los valores absolutos de amplitud de señal y AUC siguen dependiendo de variables experimentales, incluyendo la fabricación del sensor, los ajustes de amplificación y las condiciones de implantación quirúrgica, por lo que deben interpretarse en el contexto de cada montaje experimental. Este protocolo puede ser útil para estudios longitudinales de fisiología gástrica y enfermedades, incluyendo modelos de dispepsia funcional, gastroparesia diabética e íleo postoperatorio, y puede facilitar la evaluación de intervenciones terapéuticas bajo condiciones de registro consciente.
Divulgaciones
Los autores afirman que no tienen intereses financieros en competencia ni relaciones personales conocidas que pudieran haber influido en el trabajo reportado en este artículo.
Agradecimientos
Los autores desean agradecer la ayuda de Yikuan Xie del Instituto de Ciencias Médicas Básicas de la Academia China de Ciencias Médicas, por sus contribuciones a la preparación de la galga extensiométrica y la optimización de los procedimientos experimentales. Este trabajo fue apoyado por los Fondos de Investigación Fundamental para los Institutos Centrales de Investigación en Bienestar Público (ZZ-JQ2023002), el Proyecto de Innovación Científica y Tecnológica de la Academia China de Ciencias Médicas China (CI2026A03401) y la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (82174281 y 82230123).
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 1% Povidone-Iodine Solution | Jiangmen Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd., Guangdong, China | 500 mL | Desinfección de la piel |
| 1.25% Ready-to-Use Tribromoethanol Solution | Nanjing Aibei Biotechnology Co., Ltd., Jiangsu, China | M2910 | Usado directamente sin preparación o dilución adicional. |
| 2K Auto-focus Camera | Shenzhen Lvlian Technology Co., Ltd., Guangdong, China | CM717-25442 | Monitoreo de comportamiento |
| 3% Hydrogen Peroxide Solution | Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China | 100 mL | Preparación del cráneo |
| 6-0 Absorbable Sutures with Needle | Jinhuan Medical Products Co., Ltd., Shanghai, China | R611 | Cierre de músculos abdominales y piel |
| 7-0 Non-absorbable Sutures | Ningbo Chenghe Microscopic Instrument Factory, Zhejiang, China | 45/35 | Fijación de galga de tensión |
| 75% Ethanol | Lircon Medical Technology Co., Ltd., Shandong, China | 500 mL | Desinfección de instrumentos y dispositivos |
| Acid-free Soldering Flux | Prokit's Industries Co., Ltd., Shanghai, China | 8S005 | Ensamblaje eléctrico |
| Animal Mini Arco Cordless Trimmer | AUX Group Co., Ltd., Zhejiang, China | C6S | Depilación |
| Basing Resin | YAMAHACHI Dental Material Co., Ltd., Jiangsu, China | LSBR-NPS | Fijación craneal del conector montado en la cabeza |
| Circular Free-moving Recording Chamber | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China | Construcción personalizada | Contenedor transparente de Plexiglas cilíndrico (35 cm de diámetro × 45 cm de altura) equipado con una placa colgante superior personalizada (39.5 cm × 10.0 cm) y dos soportes ajustables en altura (hasta 15.5 cm) para suspender el cable del conector montado en la cabeza. |
| Custom Strain Gauge (350 Ω) | Yiyang Heshan District Guangce Electronics Co., Ltd., Hunan, China | Personalizado | Base: 3.6 mm × 3.0 mm; rejilla: 2.0 mm × 1.0 mm; espesor: 0.06 mm |
| Delicate Scissors | RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China | S12003-09 | Tijeras quirúrgicas |
| Disposable Micro-applicator | Ouwen Medical Device Technology Co., Ltd., Guangdong, China | Pequeño | Aplicación de silicona |
| Feedback-controlled Electric Heating Blanket | Nanjing Xin Xiao Yuan Biotech, Jiangsu, China | H-KWDY-III | Mantenimiento de la temperatura corporal durante la cirugía |
| GraphPad Prism | GraphPad Software, LLC, MA, USA | Versión 10.0 | Análisis estadístico |
| Head-mounted Connector | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China | Construcción personalizada | Cabeza de pin personalizado de 2 × 3 para montaje en cabezal de ratón; distancia entre pines de 1.27 mm, diámetro de pin de 0.44 mm, distancia entre terminales de cola de 4.90 ± 0.25 mm; dimensiones: 4.88 mm × 3.25 mm × 5.32 mm (L × W × H); altura del aislante: 3.80 mm. |
| Iris Dissecting Forceps | RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China | F12006-10 | Disección de tejidos |
| LabChart Professional Software | ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia | Versión 8.0 | Adquisición de datos y procesamiento de señales |
| Meloxicam Injection | Qilu Animal Health Products Co., Ltd., Shandong, China | 20 mL | Analgesia postoperatoria |
| Needle Holders | RWD Life Science Co., Ltd., Guangdong, China | F31047-12 | Suturas quirúrgicas |
| Petrolatum Ophthalmic Ointment | Dechra Pharmaceuticals PLC, Northwich, UK | 17033-211-38 | Protección corneal durante la anestesia |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia | PL3508 | Sistema de adquisición de datos |
| Quad Bridge Amplifier | ADInstruments Ltd., New South Wales, Australia | FE224 | Amplificación de señal |
| Silicone Rubber (704 RTV) | Liyang Kangda Co., Ltd., Jiangsu, China | 704 RTV | Encapsulación de galga de tensión |
| Sodium Chloride Physiological Solution (0.9%) | BBCA Pharmaceutical Co., Ltd., Anhui, China | 500 mL | Enjuague de dispositivos e hidratación de tejidos |
| Solder | SANKI, Japón | Resina central, 0.5 mm de diámetro, 60/40 | Ensamblaje eléctrico |
| Soldering Iron | HAKKO Corp., Osaka, Japón | FX888D-06BY | Ensamblaje eléctrico |
| Standard Chow | SPF (Beijing) Biotechnology Co., Ltd., Beijing, China | SPF-F02-001 | Dieta para animales |
| Sterile Protective Membrane for Surgical Incisions | Shanghai Sea Pure Biological Science and Technology Co., Ltd., Shanghai, China | SPU12 (10 cm × 12 cm) | Manta quirúrgica estéril |
| Strain Gauge Sensor Zero Setting Box | Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Co., Ltd., Beijing, China | Construcción personalizada | Caja de ajuste cero personalizada que incorpora un circuito de resistencia de 350 Ω emparejado con el puente de Wheatstone. |
| Wild-type C57BL/6J Mice | Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd., Beijing, China | SCXK (Beijing) 2021-0011 | Macho; 8 semanas de edad; 25 ± 3 g |
Referencias
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