Este protocolo proporciona un método estandarizado para realizar vesicostomía cutánea y el manejo postoperatorio de heridas en ratas, permitiendo un drenaje urinario continuo de baja presión para la investigación preclínica de lesiones de la médula espinal.
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Artículo de método
Vesicostomía en el modelo de rata para el drenaje urinario de baja presión en la investigación de la vejiga neurógena
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Resumen
Resumen
La rata es el modelo animal principal para la investigación preclínica sobre la disfunción urinaria neurogénica del tracto urinario inferior (nLUTD) inducida por lesión de la médula espinal (SCI). Debido a su similitud anatómica y funcional con los humanos, las ratas reproducen fielmente las consecuencias patológicas clave de la SCI. Sin embargo, persiste una brecha translacional crucial: mientras que el manejo estándar de la vejiga en humanos suele basarse en cateterización continua o intermitente, en roedores no son viables enfoques comparables. La práctica común de la expresión manual de la vejiga genera presiones intravesicales excepcionalmente altas, lo que podría introducir un sesgo metodológico al promover independientemente la remodelación patológica de la vejiga tras la SCI. Este protocolo describe la vesicostomía cutánea en ratas, junto con el manejo postoperatorio de la herida, para establecer un drenaje urinario continuo a baja presión en la investigación preclínica de SCI. La vesicostomía cutánea —la creación quirúrgica de una estoma entre el domo de la vejiga y la pared abdominal inferior— permite un drenaje urinario continuo, manteniendo así una vía de drenaje de baja resistencia y evitando la uretra. De esta manera, se pueden evitar la retención excesiva de orina y las presiones intravesicales elevadas, aproximándose al concepto clínico de descompresión continua a baja presión utilizado en la fase temprana postlesión mediante derivación urinaria suprapúbica o transuretral, aunque reconociendo que se eliminan los mecanismos normales de almacenamiento y continencia. De este modo, podrían detectarse con mayor facilidad efectos terapéuticos que de otro modo quedarían enmascarados por el llenado repetitivo y la expresión manual de la vejiga a alta presión. Además, la vesicostomía ofrece una estrategia conceptual para mitigar las limitaciones relacionadas con el sexo en la investigación preclínica de SCI. La longitud considerablemente mayor de la uretra en roedores macho provoca una mayor resistencia al flujo, lo que hace que la expresión manual de la vejiga sea sustancialmente más difícil y limita efectivamente la mayoría de los estudios preclínicos a animales hembra, a pesar del predominio de pacientes masculinos entre los casos clínicos de SCI. Como estrategia alternativa de drenaje, la vesicostomía tiene el potencial de ampliar los paradigmas experimentales de manejo de la vejiga y mejorar la relevancia translacional de futuros estudios, aunque su viabilidad y resultados en ratas macho deberán establecerse en trabajos posteriores específicos.
Introducción
La función saludable de la vejiga depende de la función coordinada del músculo de la vejiga y del esfínter uretral, lograda mediante una red neuronal compleja que involucra al cerebro, al sistema nervioso central (CNS) y al sistema nervioso periférico (PNS), lo que permite el control consciente del tracto urinario inferior (LUT)1,2. La complejidad de estos mecanismos y su circuitría tipo interruptor3 hacen que la función de la vejiga sea susceptible a una amplia variedad de lesiones y enfermedades. Por consiguiente, tras una lesión de la médula espinal (SCI), casi todos los pacientes experimentan alteraciones en la sensibilidad y el control de la vejiga4,5. El término vejiga neurogénica engloba un amplio espectro de disfunciones que afectan el almacenamiento y/o vaciamiento de la orina, dependiendo de las características de la lesión. En particular, las lesiones suprasacras conducen a una hiperactividad del detrusor combinada con hiperactividad del esfínter, a menudo acompañada de pérdida de coordinación entre ambos—denominada disinergia detrusor-estinteriana (DSD)—lo que resulta en retención excesiva de orina y presiones intravesicales elevadas6,7. Esto puede dañar gravemente el LUT, comprometer la integridad del tracto urinario superior (UUT) y, si no se trata, provocar complicaciones potencialmente mortales8. El drenaje urinario intermitente o continuo mediante cateterización representa actualmente el estándar en el manejo de la vejiga en humanos tras una SCI, evitando la sobredistensión vesical mediante un procedimiento seguro y libre de presión9,10,11,12.
Dado que actualmente no existe un tratamiento eficaz para la lesión medular (SCI) y que el manejo predominante de la disfunción urinaria neurogénica asociada (nLUTD) es principalmente sintomático, el desarrollo de nuevas estrategias terapéuticas sigue siendo una prioridad importante en la investigación. Los modelos animales permiten investigar los mecanismos de la enfermedad con un nivel de complejidad comparable al de los seres humanos, a la vez que ofrecen una homogeneidad intragrupal excepcional bajo condiciones experimentales estandarizadas13. Entre ellos, la rata es el modelo preclínico principal, siendo esta especie la más utilizada en la mayoría de los estudios sobre lesión medular14,15. Esta preferencia refleja su similitud anatómica y funcional con los humanos, su respuesta patológica reproducible y su amplia disponibilidad. Sin embargo, persiste una importante brecha traslacional que podría limitar la interpretación y la relevancia clínica de los hallazgos relacionados con la vejiga derivados de modelos roedores.
Aunque las ratas desarrollan DVSnl tras una LES que presenta características clave observadas en humanos, el manejo de la vejiga difiere considerablemente entre especies. Debido a que la cateterización intermitente y otros métodos permanentes de drenaje urinario generalmente no son factibles en ratas, la evacuación de la orina se logra rutinariamente mediante expresión manual de la vejiga16. Esta técnica, análoga a la maniobra de Credé17, que en general no se recomienda en la práctica clínica, genera presiones intravesicales marcadamente elevadas. En consecuencia, podría introducir un sesgo metodológico al promover independientemente la remodelación patológica de la vejiga tras la LES, reduciendo así la relevancia traslacional de los hallazgos experimentales o enmascarando efectos terapéuticos genuinos. Una limitación adicional surge de las diferencias anatómicas relacionadas con el sexo. La longitud considerablemente mayor de la uretra en roedores macho provoca una mayor resistencia al flujo, lo que hace que la expresión manual de la vejiga sea sustancialmente más difícil y, en la práctica, limita la mayoría de los estudios preclínicos con LES a animales hembra14. Dado que la mayoría de los casos clínicos de LES ocurren en hombres18,19, esta discrepancia subraya aún más la necesidad de estrategias alternativas de manejo vesical en modelos preclínicos de LES en ratas.
La vesicostomía cutánea implica la creación quirúrgica de una estoma entre la vejiga y la pared abdominal inferior mediante el avance del domo vesical hasta la piel y su fijación con suturas. Esto permite un drenaje urinario continuo manteniendo una vía de drenaje de baja presión y evitando la uretra. Utilizada principalmente en niños con condiciones médicas complejas o cuando las opciones convencionales de drenaje no son adecuadas, la vesicostomía cutánea proporciona una derivación urinaria confiable con requisitos mínimos de mantenimiento y una baja tasa de complicaciones20,21,22. Más allá de su aplicación clínica, la vesicostomía también se ha realizado con éxito en modelos de roedores23,24,25,26, aunque no en el contexto de la lesión medular (SCI).
En un estudio reciente16, abordamos las limitaciones traslacionales asociadas con la expresión manual de la vejiga en modelos preclínicos de lesión medular (SCI) e introdujimos la vesicostomía en ratas junto con un régimen postoperatorio de manejo de heridas que permitió un seguimiento prolongado. La comparación directa de los dos enfoques de manejo de la vejiga mostró mayores alteraciones estructurales en la vejiga tras la expresión manual, mientras que los animales con vesicostomía exhibieron valores más cercanos a los de los controles sanos en varios parámetros. En particular, el grosor de la pared de la vejiga aumentó de un promedio de 768,26 µm (DE 28,05) en ratas sanas a 1181,94 µm (DE 289,56) dos meses después de la lesión medular con expresión manual de la vejiga, con algunos animales alcanzando valores de hasta 1485 µm. En contraste, las ratas manejadas mediante vesicostomía mostraron un grosor medio de la pared de la vejiga de 963,08 µm (DE 68,82), y solo un animal superó los 1000 µm.
Este estudio proporciona un protocolo estandarizado para realizar vesicostomía en ratas, incluyendo el cuidado perioperatorio y el manejo postoperatorio de la herida, con el fin de permitir una drenaje urinario continuo de baja presión reproducible en investigaciones preclínicas de lesión medular (SCI). El protocolo tiene como objetivo facilitar la reproducción de la técnica y ayudar a los investigadores a determinar su idoneidad para estudios en los que la expresión manual de la vejiga a alta presión podría introducir sesgos metodológicos o en los que sea deseable incluir animales macho. El objetivo de este proyecto fue establecer un protocolo estandarizado de vesicostomía para ratas con lesión medular y evaluar su viabilidad y seguridad durante un período de seguimiento de dos meses. Además, se aplicó un régimen estandarizado de manejo de la herida postoperatoria para minimizar las complicaciones cutáneas y mantener la permeabilidad estomal mediante calibración regular.
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Protocolo
Se utilizaron ratas hembra Lewis de tres meses de edad para este estudio. Aunque este protocolo se desarrolló principalmente para evitar la expresión manual de la vejiga tras una lesión medular (SCI), aquí no se proporcionan los detalles del procedimiento de contusión por lesión medular, los cuales ya han sido descritos previamente. Todos los procedimientos fueron aprobados por la entidad legal gubernamental austríaca para la investigación con animales (BMWFW-2022-0.062.928 y BMWFW-2023-0.848.340) y se llevaron a cabo de acuerdo con las normas locales para el uso de animales y con las directrices ARRIVE. En general, el procedimiento de vesicostomía requiere aproximadamente 15 min.
1. Preparación preoperatoria
- Prepare un área de trabajo estéril, que incluya un microscopio o lentes de aumento (magnificación de 2,5 a 3,5×), todos los instrumentos quirúrgicos necesarios y una almohadilla calefactora.
- Caliente previamente la almohadilla calefactora a 30°C–35°C (temperatura tibia al tacto) y mantenga esta temperatura durante toda la cirugía. Reemplace la almohadilla calefactora si su temperatura desciende por debajo de 30°C durante procedimientos quirúrgicos prolongados.
2. Preparación de los animales
- Anestesia
- Utilice un régimen anestésico general adecuado para el procedimiento quirúrgico.
- Prepare una mezcla anestésica fresca que contenga medetomidina (0.15 mg/kg), midazolam (2 mg/kg) y fentanilo (0.005 mg/kg) según la tabla de cálculo proporcionada (Tabla 1). Seleccione la dosis anestésica y el volumen final de inyección correspondiente según el peso corporal más cercano al peso exacto del animal, y administre la mezcla por vía intramuscular utilizando una jeringa de 1 mL con una aguja de 27G.
- Preparación quirúrgica
- Una vez que la rata esté anestesiada, afeite el abdomen inferior hasta la región vaginal.
- Lave el campo quirúrgico dos veces con agua tibia y jabonosa.
- Lave el campo quirúrgico dos veces con agua tibia y limpia.
- Desinfecte el campo quirúrgico dos veces con una mezcla de povidona-yodo al 7,5% y alcohol al 70%, incluyendo la región vaginal.
- Administre 1,5 mg de enrofloxacino y 0,2 mg de meloxicam de acción prolongada, disueltos en 0,2 mL de cloruro sódico (NaCl) al 0,9% precalentado, por vía subcutánea.
- Administre 3 mL de NaCl al 0,9% precalentado por vía subcutánea para compensar la pérdida de líquidos.
- Aplique una pomada oftálmica de dexpanthenol al 2% en ambos ojos para prevenir la desecación corneal.
- Coloque al animal en posición supina sobre una almohadilla térmica precalentada y ajuste el microscopio o las gafas de aumento.
- Confirme un plano quirúrgico adecuado de anestesia realizando una prueba de retirada nociceptiva en ambas extremidades posteriores antes de comenzar la cirugía.
- Si aún está presente el reflejo de retirada, espere 2 minutos y repita la prueba de retirada nociceptiva. Continúe este procedimiento a intervalos de 2 minutos hasta que el reflejo desaparezca.
| Peso corporal (g) | Medetomidina (1 mg/mL), mL | Midazolam (5 mg/mL), mL | Fentanilo (0,05 mg/mL), mL | Volumen total (mL) |
| 100 | 0.015 | 0.04 | 0.010 | 0.065 |
| 125 | 0.019 | 0.05 | 0.013 | 0.082 |
| 150 | 0.023 | 0.06 | 0.015 | 0.098 |
| 175 | 0.026 | 0.07 | 0.018 | 0.114 |
| 200 | 0.030 | 0.08 | 0.020 | 0.130 |
| 225 | 0.034 | 0.09 | 0.023 | 0.147 |
| 250 | 0.037 | 0.10 | 0.025 | 0.163 |
| 275 | 0.041 | 0.11 | 0.028 | 0.179 |
| 300 | 0.045 | 0.12 | 0.030 | 0.195 |
| 325 | 0.049 | 0.13 | 0.033 | 0.212 |
| 350 | 0.052 | 0.14 | 0.035 | 0.227 |
| 375 | 0.056 | 0.15 | 0.038 | 0.244 |
| 400 | 0.060 | 0.16 | 0.040 | 0.260 |
| 425 | 0.063 | 0.17 | 0.043 | 0.276 |
| 450 | 0.067 | 0.18 | 0.045 | 0.292 |
| 475 | 0.071 | 0.19 | 0.048 | 0.309 |
| 500 | 0.074 | 0.20 | 0.051 | 0.325 |
| 525 | 0.078 | 0.21 | 0.053 | 0.341 |
| 550 | 0.082 | 0.22 | 0.055 | 0.357 |
| 575 | 0.086 | 0.23 | 0.058 | 0.374 |
| 600 | 0.089 | 0.24 | 0.060 | 0.389 |
Tabla 1: Dosis de anestesia intramuscular para ratas. Volúmenes de medetomidina (1 mg/mL), midazolam (5 mg/mL) y fentanilo (0,05 mg/mL) necesarios para preparar la mezcla anestésica intramuscular para ratas que pesan entre 100 y 600 g. El volumen total de inyección representa la suma de los volúmenes individuales de cada fármaco.
3. Preparación de la vejiga
- Para permitir una vesicostomía sin tensión, realice una incisión cutánea longitudinal media de 3 mm con una hoja de bisturí número 11 mientras estabiliza la piel con pinzas con gancho (Adson), aproximadamente a dos tercios de la distancia entre el segundo y el tercer par de pezones (contados de caudal a craneal). Esta incisión corresponde al nivel del domo de la vejiga.
- Identifique los músculos abdominales subcutáneos y la línea alba. Incise la fascia externa con el bisturí, separe por disección roma las capas musculares abdominales utilizando tijeras microquirúrgicas y luego corte cuidadosamente el peritoneo y abra la cavidad abdominal usando pinzas microquirúrgicas con gancho.
- Para identificar la vejiga dentro de la cavidad abdominal, eleve suavemente ambos bordes de las capas musculares abdominales en la incisión para mejorar la visualización y localice la vejiga debajo del tejido adiposo. Si no se puede identificar la vejiga, realice una cateterización transuretral y repita la localización.
4. Colocación del catéter transuretral
- Llene la vejiga a través de un catéter transuretral para facilitar la identificación de la vejiga.
- Aplique gel lubricante a un catéter venoso periférico de 24G (sin aguja introductora) y al meato uretral. Levante la piel periumeutral con pinzas pequeñas dentadas e inserte el catéter aproximadamente a 110° para facilitar una colocación atraumática.
- Avance el catéter de forma atraumática a través de la uretra hasta el nivel del hueso púbico. Baje el catéter hasta que quede paralelo al cuerpo del animal y continúe avanzándolo suavemente hacia la vejiga. Si encuentra resistencia aproximadamente a 1 cm dentro de la uretra, retire completamente el catéter y repita la inserción. Si el catéter avanza sin dificultad al menos 2 cm, continúe con el llenado de la vejiga.
- Confirme la colocación exitosa del catéter infundiendo lentamente cloruro de sodio en la vejiga sin encontrar resistencia. Si la colocación del catéter no es exitosa, la jeringa se obstruye y una leve retirada del catéter provoca fuga de cloruro de sodio por la uretra.
5. Posicionamiento de la vejiga
- Llene la vejiga con un máximo de 400 µL de NaCl al 0,9 % precalentado. Asegúrese de que el llenado transcurra sin aumento de la presión de infusión. Observe visualmente el llenado de la vejiga y confirme que esta permanece centrada dentro de la cavidad abdominal. Tenga en cuenta que el volumen fisiológico de la vejiga depende de la edad, el peso corporal y la cepa del animal, y puede variar. Para ratas Lewis de 12 semanas (LEW/Crl) que pesan entre 200 y 230 g, el volumen máximo fisiológico de la vejiga es aproximadamente 500 µL. Deje el catéter transuretral en su lugar y rellene la vejiga si es necesario.
- Inspeccione la vejiga e identifique el sitio planeado para la vesicostomía debajo del domo vesical, en la pared ventral de la vejiga.
- Coloque dos suturas de retención superficiales utilizando Vicryl recubierto 6-0 en las posiciones de las 3 y las 9 en ambos lados del sitio de incisión planeado. Fije los extremos de las suturas con pinzas para mantener la posición de la vejiga.
6. Vesicostomía de la vejiga
- Agarre cuidadosamente el domo de la vejiga con pinzas microquirúrgicas con gancho y realice una incisión longitudinal de 3 mm utilizando una hoja de bisturí número 11. Asegúrese de que la incisión atraviese todas las capas de la pared de la vejiga para permitir el drenaje inmediato de la orina.
- Inspeccione la incision y, si es necesario, amplíela con tijeras microquirúrgicas hasta aproximadamente 3 mm.
- Utilice las suturas de retención para posicionar la vejiga antes de suturar. Retire el catéter transuretral.
- Comience la sutura con Vicryl recubierto 6-0 en la posición de las 12 en punto, pasando la sutura desde el lado luminal de la pared de la vejiga hasta la piel, excluyendo la capa muscular. Coloque suturas posteriores en las posiciones de las 6, 8, 10, 2 y 4 en punto hasta que la abertura de la vejiga quede completamente aproximada a la piel. Retire las suturas de retención una vez que la vejiga esté firmemente fijada.
- Considere completa la vesicostomía cuando la mucosa de la vejiga esté totalmente adherida a la piel abdominal sin espacios visibles y la abertura de la vesicostomía de 3–5 mm pueda intubarse fácilmente con una varilla de calibración.
- Coloque cuatro suturas de alambre de acero inoxidable aproximadamente a 4–5 mm del borde estomal para disuadir al animal de lamer o morder el sitio quirúrgico. Pase cada alambre a través de la piel utilizando una aguja de calibre 20, asegúrelo con dos nudos simples y corte los extremos del alambre a aproximadamente 2 mm.
7. Calibración y vendaje de heridas
- Limpie la piel circundante con agua limpia, seguido de una incubación durante 10 min con un agente antiséptico compatible con la mucosa, como una solución de hipoclorito de sodio al 0,2%.
- Introduzca una varilla estéril de calibración de aproximadamente 6–11 Charrière (1 Charrière = aproximadamente 0,33 mm de diámetro) en la vesicostomía para evaluar el diámetro estomal.
- Utilice una varilla de calibración que pase suavemente mientras llena la luz estomal sin provocar invaginación hacia adentro de los bordes de la herida.
- Aplique abundantemente adhesivo tópico para piel sobre la piel abdominal afeitada, el tejido que rodea la vesicostomía y la abertura estomal.
- Gire continuamente la varilla de calibración dentro de la vesicostomía hasta que el adhesivo se seque (aproximadamente 10 s), preferiblemente con la ayuda de una segunda persona, para evitar el cierre de la vesicostomía. Se muestran imágenes representativas de la vesicostomía inmediatamente después de la cirugía y tras la cicatrización en Figura 1.
Figura 1. Apariencia representativa de la vesicostomía inmediatamente después de la cirugía y tras la cicatrización. Imágenes representativas del sitio de la vesicostomía inmediatamente después de la cirugía y del vendaje de la herida en el día posterior a la lesión (DPI) 0 (izquierda) y tras la cicatrización en el DPI 53, poco antes de finalizar el período de seguimiento de 56 días (2 meses) (derecha). El recuadro muestra una vista con mayor aumento de la vesicostomía inmediatamente después de la cirugía. Barras de escala = 1 cm (imágenes generales) y 2 mm (recuadro). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
8. Antagonismo
- Antagonizar la anestesia general (no antes de 1 h después de la administración del anestésico) administrando una mezcla de atipamezol (0,76 mg/kg) y flumazenil (0,2 mg/kg) por vía subcutánea usando una jeringa de 1 mL con aguja de 27G según la Tabla 2.
- Para permitir una recuperación sin estrés, colocar al animal en su jaula de origen antes de administrar la mezcla de fármacos antagonistas. Monitorear al animal continuamente hasta que recupere la conciencia por completo. Mantener la jaula de origen bajo una lámpara de calor en una sala de recuperación separada durante 3 h.
| Peso corporal (g) | Atipamezol (5 mg/mL), mL | Flumazenil (0,1 mg/mL), mL | Volumen total (mL) |
| 100 | 0.015 | 0.20 | 0.215 |
| 125 | 0.019 | 0.25 | 0.269 |
| 150 | 0.023 | 0.30 | 0.323 |
| 175 | 0.026 | 0.35 | 0.376 |
| 200 | 0.030 | 0.40 | 0.430 |
| 225 | 0.034 | 0.45 | 0.484 |
| 250 | 0.037 | 0.50 | 0.537 |
| 275 | 0.041 | 0.55 | 0.591 |
| 300 | 0.045 | 0.60 | 0.645 |
| 325 | 0.049 | 0.65 | 0.699 |
| 350 | 0.052 | 0.70 | 0.752 |
| 375 | 0.056 | 0.75 | 0.806 |
| 400 | 0.060 | 0.80 | 0.860 |
| 425 | 0.063 | 0.85 | 0.913 |
| 450 | 0.067 | 0.90 | 0.967 |
| 475 | 0.071 | 0.95 | 1.021 |
| 500 | 0.074 | 1.00 | 1.074 |
| 525 | 0.078 | 1.05 | 1.128 |
| 550 | 0.082 | 1.10 | 1.182 |
| 575 | 0.086 | 1.15 | 1.236 |
| 600 | 0.089 | 1.20 | 1.289 |
Tabla 2: Dosis de antagonismo anestésico subcutáneo para ratas. Volúmenes de atipamezol (5 mg/mL) y flumazenil (0,1 mg/mL) necesarios para preparar la mezcla subcutánea de antagonistas anestésicos para ratas que pesan entre 100 y 600 g. El volumen total de inyección representa la suma de los volúmenes individuales de cada fármaco.
9. Desecho de residuos
- Deseche los objetos punzantes (por ejemplo, agujas de jeringas y restos de alambre de acero inoxidable) en un contenedor aprobado para objetos punzantes. Deseche todos los residuos biológicos y quirúrgicos de acuerdo con las regulaciones institucionales de bioseguridad.
10. Manejo postoperatorio
- Cuidados postoperatorios
- Administrar enrofloxacino (1.5 mg, una vez al día, por vía subcutánea) y meloxicam de acción prolongada (0.2 mg, dos veces al día, por vía subcutánea) durante los primeros 5 días posteriores a la cirugía. Suplementar con NaCl al 0.9% precalentado por vía subcutánea según sea necesario para compensar la pérdida de líquidos.
- Continuar con enrofloxacino en dosis baja (0.5 mg, una vez al día, por vía subcutánea) durante todo el período de seguimiento.
- Reanudar o intensificar el tratamiento con antibióticos y/o analgésicos si se observan signos de dolor o infección durante los exámenes diarios. En tales casos, administrar las mismas dosis de antibiótico y analgésico utilizadas durante los primeros 5 días postoperatorios.
- Iniciar un tratamiento antibiótico de 5 días con la dosis estándar si cambian las características de la orina (por ejemplo, hematuria o orina turbia que persista durante 3 días) y/o si cambia el estado de la piel alrededor de la vesicostomía (por ejemplo, enrojecimiento de la piel que persista durante 2 días sin mejoría). Reanudar el tratamiento analgésico durante los episodios de hematuria y/o al inicio de la formación de placas cutáneas, y continuar el tratamiento hasta que los síntomas desaparezcan.
- Realizar la calibración de la vesicostomía diariamente. Comenzar con una varilla de calibración al menos un tamaño más pequeña que el diámetro estomal documentado previamente y aplicar gel lubricante antes de la inserción. Si la varilla de calibración pasa sin dificultad, repetir el procedimiento con el tamaño inmediatamente superior y registrar el tamaño más grande que pase sin dificultad.
- Reducir la frecuencia de calibración a cada dos días, no antes de las 3 semanas posteriores a la cirugía y solo si el tamaño de calibración ha permanecido estable durante al menos 3 días consecutivos.
- Una vez que el adhesivo cutáneo comience a desprenderse (típicamente entre 3 y 5 días después de la cirugía), limpiar la piel circundante diariamente con un agente antiséptico compatible con la mucosa, como una solución de hipoclorito de sodio al 0.04%, seguido de la aplicación de una película protectora humectante a base de aceite. Evaluar la cicatrización de la herida según el sistema de puntuación de heridas y las apariencias representativas de las heridas mostradas en Figura 2A,B.
- Retirar los alambres de acero inoxidable 7 días después de la cirugía.
- Monitoreo postoperatorio
- Monitorear cuidadosamente a todos los animales durante todo el período postoperatorio.
- Examinar a cada animal al menos dos veces al día en busca de signos de dolor o malestar según la Escala de Hocico de Dolor en Ratas27, hinchazón anormal, sangrado, otros cambios en el sitio quirúrgico y secreción excesiva de porfirina. Evaluar la vesicostomía utilizando el sistema de puntuación de heridas mostrado en Figura 2A,B y registrar el tamaño de calibración como se muestra en Figura 2C.
- Mantener registros detallados para cada animal y documentar regularmente los siguientes parámetros:
- Peso corporal (en relación con el valor preoperatorio)
- Estado general (pelaje, ojos, bigotes, orejas y respiración)
- Comportamiento al caminar (por ejemplo, marcha rígida o inestable)
- Características de la orina (por ejemplo, cambio de color u olor fuerte)
- Tamaño de calibración de la vesicostomía
- Estado de la piel alrededor de la vesicostomía
Figura 2. Cicatrización postoperatoria de la herida y calibración de la vesicostomía durante el seguimiento. (A) Puntuación de la herida en el sitio de la vesicostomía durante el período de seguimiento de 7 semanas. (B) Imágenes representativas de las puntuaciones de herida 1–4, que ilustran la progresión desde la apariencia normal de la herida hasta la formación de úlceras. Se excluyeron los animales con lesiones cutáneas abiertas según los criterios predefinidos del estudio. Barras de escala = 5 mm. (C) Tamaño de calibración de la vesicostomía medido en Charrière durante el período de seguimiento. Los datos en los paneles A y C se presentan como media ± desviación estándar (DE). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Resultados
Un total de 18 ratas se sometieron a vesicostomía. Para establecer la técnica, el procedimiento se realizó primero en seis animales sin lesión medular (LM) para verificar su seguridad y viabilidad básicas y para evaluar el manejo posoperatorio en animales sanos. Posteriormente, se realizó la vesicostomía en combinación con una lesión medular por contusión torácica a nivel de las vértebras T8/T9 en 12 animales. De estos, seis animales se utilizaron para perfeccionar aún más el protocolo de manejo de la herida posoperatori...
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Discusión
Este protocolo proporciona la primera descripción detallada de la vesicostomía en roedores como un método para drenaje urinario continuo y de baja presión tras una lesión medular (SCI). Además de describir la técnica operatoria, ofrecemos un protocolo exhaustivo de manejo postoperatorio de la herida, que resultó fundamental para lograr un seguimiento prolongado y exitoso. Dado que la rata es un modelo de animal pequeño y el objetivo consiste en crear una abertura mínima de la vejiga para limitar influencias confusas y pr...
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Divulgaciones
Los autores declaran que no tienen conflictos de intereses.
Agradecimientos
Los autores agradecen a la especialista en cuidado de heridas Gerlinde Wiesinger su valiosa contribución a la optimización del protocolo de manejo de heridas.
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Cloruro de sodio al 0,9% | Fresenius Kabi, Graz, Austria | — | Solución salina estéril |
| Aguja hipodérmica 20G | Servoprax, Wesel, Alemania | REF L1 0201 | Utilizada para la colocación del alambre de acero inoxidable |
| Catéter venoso periférico 24G | B. Braun, Sempach, Suiza | REF 4254074B | Utilizado como catéter transuretral (sin introductor) |
| Aguja hipodérmica 27G | B. Braun, Melsungen, Alemania | REF 4657705 | Utilizada para inyecciones |
| Sutura Vicryl recubierta 6-0 | Ethicon, Puerto Rico, EE. UU. | REF V134H | Utilizada para la fijación de la vejiga |
| Solución de irrigación para heridas Actimaris forte | ActiMaris, Appenzell, Suiza | REF 30350 | Solución de hipoclorito de sodio al 0,2% |
| Solución de irrigación para heridas Actimaris sensitive | ActiMaris, Appenzell, Suiza | REF 30300 | Solución de hipoclorito de sodio al 0,04% |
| Atipamezol (Antisedan 5 mg/mL) | Orion Pharma, Espoo, Finlandia | No disponible número de catálogo | Antagonista anestésico |
| Varillas de calibración para vejiga (6–11 Charrière) | Sin fabricante disponible | No disponible número de catálogo | Utilizadas para la calibración de vesicostomía |
| Cuchilla de bisturí de acero al carbono n.º 11 | Aesculap, Tuttlingen, Alemania | REF BB511 | Cuchilla de bisturí |
| Pomada oftálmica de dexpanthenol (2%) | Fresenius Kabi, Graz, Austria | REF RA4302436 | Pomada para los ojos |
| Enrofloxacino (Baytril 25 mg/mL) | Elanco, Monheim, Alemania | No disponible número de catálogo | Antibiótico |
| Ratas hembra Lewis (12 semanas de edad) | Charles River Laboratories, Sulzfeld, Alemania | — | Animales experimentales |
| Fentanilo (50 µg/mL) | hameln pharma, Hameln, Alemania | No disponible número de catálogo | Anestésico |
| Flumazenilo (0,1 mg/mL) | Fresenius Kabi, Graz, Austria | No disponible número de catálogo | Antagonista anestésico |
| Almohadilla térmica | Lenric, Littlehampton, Reino Unido | No disponible número de catálogo | Utilizada para mantener la temperatura corporal |
| Pinzas con gancho (pinzas de Adson) | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemania | 11019-12 | Manejo de tejidos |
| Pinzas microquirúrgicas con gancho | Medicon, Tuttlingen, Alemania | 13.71.62 | Pinzas microquirúrgicas |
| Meloxicam de acción prolongada (Metacam 5 mg/mL) | Boehringer Ingelheim, Ingelheim am Rhein, Alemania | No disponible número de catálogo | Analgésico |
| Gel lubricante (Cathejell C) | Montavit, Absam, Austria | No disponible número de catálogo | Utilizado para cateterización transuretral y calibración de vesicostomía |
| Medetomidina (Sedator 1 mg/mL) | Dechra, Aulendorf, Alemania | No disponible número de catálogo | Anestésico |
| Microscopio o gafas quirúrgicas de aumento (2,5–3,5×) | Evident Europe GmbH, Viena, Austria | Olympus SZ61 | Utilizado durante la microcirugía |
| Tijeras microquirúrgicas (tijeras de Bonn) | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemania | 14084-08 | Tijeras microquirúrgicas |
| Hemostato mosquito | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemania | 13009-12 | Utilizado para asegurar las suturas de retención |
| Película protectora hidratante a base de aceite | Panin, Rovigo, Italia | No disponible número de catálogo | Protección cutánea postoperatoria |
| Solución de yodo-povidona (7,5%) | B. Braun, Melsungen, Alemania | No disponible número de catálogo | Antiséptico cutáneo |
| Mango de bisturí n.º 3 | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemania | 10003-12 | Compatible con cuchilla de bisturí n.º 11 |
| Pinzas pequeñas dentadas | Fine Science Tools, Heidelberg, Alemania | 11050-10 | Utilizadas para la manipulación de la piel perirretral |
| Alambre de acero inoxidable | Vömel, Kronberg, Alemania | No disponible número de catálogo | Utilizado para suturas protectoras con alambre |
| Jeringa de 1 mL | Becton Dickinson, Viena, Austria | REF 303172 | Utilizada para la administración de anestésicos y antagonistas |
| Adhesivo tópico para la piel | Ethicon, Puerto Rico, EE. UU. | REF AHVM12 | Adhesivo cutáneo |
Referencias
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