Este protocolo describe un método modificado Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) con una limpieza por extracción en fase sólida dispersiva basada en un adsorbente de silicato de magnesio para la determinación multirresiduo de pesticidas organofosforados en suelos agrícolas mediante cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem, mejorando la eliminación de coextractos, minimizando las interferencias analíticas relacionadas con la matriz y permitiendo una cuantificación fiable a niveles de trazas.
Artículo de método
QuEChERS modificado para el análisis de pesticidas organofosforados en suelos agrícolas mediante cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem
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Resumen
Resumen
La determinación precisa de residuos de pesticidas organofosforados (OPP) en suelos agrícolas mediante cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem (GC-MS/MS) suele verse obstaculizada por efectos de señal inducidos por la matriz, causados por materia orgánica coextraída, sustancias húmicas y interferentes asociados a minerales. Las estrategias convencionales de purificación Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) pueden no eliminar suficientemente los componentes de la matriz en extractos de suelos complejos, comprometiendo el rendimiento analítico. Este estudio presenta un protocolo QuEChERS modificado que incorpora un adsorbente en la purificación por extracción en fase sólida dispersiva con mezcla de sorbentes (dSPE) para la determinación simultánea de 12 OPP en suelos agrícolas mediante GC-MS/MS. Se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE en seis suelos agrícolas con propiedades edáficas variables. La eliminación de coextractos se cuantificó gravimétricamente, y la combinación de amina primaria-secundaria, octadecilsilano y un adsorbente de silicato de magnesio (50 mg cada uno, junto con 150 mg de sulfato de magnesio anhidro) logró la mayor eliminación promedio de coextractos (88 %). Se incorporaron protectores del analito, compuestos por etilglicerol, L-gulonato γ-lactona, D-sorbitol y ácido shikímico, en los extractos finales para minimizar los efectos de la matriz, mientras que la calibración con matriz equivalente compensó la variación específica de la señal en cada suelo. Se utilizaron clorpirifos-metil-d10 y fosfato de trifenilo como estándares internos de procedimiento y de inyección, respectivamente. Las curvas de calibración con matriz equivalente (5–600 µg/kg) mostraron una excelente linealidad, con coeficientes de determinación ≥0,9933 para la mayoría de las combinaciones analito-suelo. Se empleó el límite de detección (5 µg/kg) para la evaluación de la linealidad, mientras que el límite de cuantificación del método se estableció en 50 µg/kg como el nivel más bajo validado. La exactitud y la precisión evaluadas en tres niveles de recuperación (50, 200 y 400 µg/kg, n = 5 por nivel) mostraron recuperaciones entre el 70 % y el 120 %, con desviaciones estándar relativas ≤20 % para la mayoría de las combinaciones analito-suelo, cumpliendo así con los criterios de desempeño de SANTE/2020/12830 (Rev.2). Solo se observaron recuperaciones más bajas para fenamifos, pirimifos-etilo y etión en ciertas matrices de suelo. Los resultados demuestran que el adsorbente de silicato de magnesio mejora la purificación dSPE al reducir los coextractos y que su combinación con protectores del analito y calibración con matriz equivalente permite una determinación fiable de múltiples residuos de OPP en matrices de suelo complejas mediante GC-MS/MS.
Introducción
Los plaguicidas organofosforados (POF) siguen siendo una de las clases más ampliamente utilizadas de agroquímicos en todo el mundo debido a la eficacia de amplio espectro y versatilidad de esta clase de plaguicidas en la protección de cultivos1. Aunque muchos POF se degradan en el medio ambiente más rápidamente que los plaguicidas organoclorados, la aplicación generalizada y recurrente de estos compuestos provoca su presencia continua en suelos agrícolas2. El suelo actúa como el compartimento ambiental principal que recibe los aportes de plaguicidas y puede funcionar como un reservorio temporal desde el cual los residuos pueden transferirse a los cultivos, aguas superficiales, aguas subterráneas y ecosistemas circundantes3. La presencia de residuos de POF es motivo de preocupación porque se ha asociado a efectos neurotóxicos en humanos mediante la inhibición de la actividad de la acetilcolinesterasa, así como a impactos adversos sobre organismos no objetivo, comunidades microbianas del suelo y el funcionamiento de los ecosistemas2. Por lo tanto, la presencia de residuos de POF en suelos agrícolas puede contribuir a la pérdida de biodiversidad, al desequilibrio ecológico y a la exposición ambiental a través de rutas en la cadena alimentaria y por agua3. La determinación confiable de residuos de POF es por ende esencial para generar datos de presencia de alta calidad, apoyar evaluaciones de exposición ambiental y mejorar la comprensión del destino ambiental de los POF bajo diferentes condiciones agrícolas. Además, los métodos analíticos desarrollados y optimizados utilizando un solo tipo de suelo no necesariamente ofrecen un rendimiento equivalente cuando se aplican a suelos con características fisicoquímicas contrastantes4,5, lo que resalta la importancia de evaluar la aplicabilidad del método en diversos entornos agrícolas. Sin embargo, la cuantificación a niveles traza sigue siendo un desafío porque los suelos agrícolas presentan una variabilidad fisicoquímica considerable, que influye en la eficiencia de extracción, los efectos de matriz (EM) y el rendimiento analítico general6.
Se reconoce ampliamente a la cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem (GC-MS/MS) como una técnica analítica de referencia para la determinación multirresiduo de OPPs a niveles traza en matrices complejas7,8. Sin embargo, la cuantificación precisa depende no solo del rendimiento instrumental, sino también de la eficacia de la preparación de la muestra. Los extractos de suelo comúnmente contienen componentes de la matriz coextraídos que llegan al sistema cromatográfico junto con los analitos objetivo y pueden alterar la respuesta del analito mediante supresión o potenciación de la señal4,5,6. La magnitud de estos efectos varía considerablemente entre diferentes suelos e está influenciada por factores como el contenido de materia orgánica, la fracción de arcilla, la composición mineral y el pH. En consecuencia, los efectos de matriz (MEs) siguen siendo una de las principales fuentes de incertidumbre analítica en la determinación de pesticidas basada en GC-MS/MS, lo que resalta la necesidad de estrategias de limpieza capaces de reducir la carga de coextractos mientras se preserva la recuperación del analito5,9,10. Además, la generación de datos de residuos confiables requiere el cumplimiento de criterios de desempeño analítico aceptados internacionalmente para garantizar la exactitud del método, la comparabilidad entre estudios y la idoneidad para aplicaciones de monitoreo ambiental11.
El método Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) se ha convertido en el enfoque más ampliamente utilizado para la preparación de muestras en el análisis multirresiduos de pesticidas debido a su simplicidad, bajo consumo de disolvente y amplia aplicabilidad en matrices agrícolas4,12,13. Su diseño modular y flexible ha permitido una adaptación extensa a diversos tipos de muestras y aplicaciones analíticas, lo que ha contribuido a su amplia adopción en el análisis multirresiduos contemporáneo y a su frecuente asociación con la química analítica sostenible debido al reducido consumo de disolventes y a la simplificación de la preparación de muestras. Esta adaptabilidad también permite personalizar el método mediante la selección de condiciones de extracción y limpieza según las características específicas de cada matriz. En el análisis de suelos, la eficacia del paso de limpieza mediante extracción en fase sólida dispersiva (dSPE) es fundamental, ya que la eliminación insuficiente de componentes de la matriz coextraídos puede afectar negativamente el rendimiento analítico de la determinación subsiguiente por GC-MS/MS4,14. Las combinaciones convencionales de sorbentes basadas en amina primaria-secundaria (PSA) y octadecilsilano (C18) a menudo proporcionan una eliminación limitada de los componentes húmicos polares, que son uno de los principales responsables de los efectos de señal inducidos por la matriz en extractos de suelos agrícolas14. La Florisil, un adsorbente de silicato de magnesio con afinidad por compuestos que abarcan un amplio rango de polaridad, ha demostrado un rendimiento prometedor en la limpieza de matrices alimentarias y vegetales15,16. Sin embargo, su contribución a estrategias de limpieza dSPE con mezclas de sorbentes para suelos agrícolas sigue estando insuficientemente caracterizada, particularmente en suelos con diversas propiedades fisicoquímicas17,18,19,20,21.
Este estudio presenta un protocolo QuEChERS modificado en el que se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE en seis suelos agrícolas con diferentes valores de pH, contenido de materia orgánica y textura. El estudio se basó en la hipótesis de que la incorporación del adsorbente de silicato de magnesio en la limpieza dSPE con mezclas de sorbentes mejoraría la eliminación de componentes de matriz coextraídos de extractos de suelo agrícola. La selección del sorbente se basó en la evaluación gravimétrica de la eliminación de coextractos, y la combinación que proporcionó la mayor eficiencia media de limpieza se sometió posteriormente a una validación analítica completa. El procedimiento optimizado se validó para la determinación simultánea de 12 OPP mediante normalización con patrón interno, calibración con matriz equivalente y GC-MS/MS. Además, se incorporaron protectores del analito (etilglicerol, L-gulónico ácido γ-lactona, D-sorbitol y ácido shikímico) en el protocolo final como estrategia complementaria para minimizar los efectos residuales de la señal inducidos por la matriz. Al integrar una optimización sistemática de la limpieza con una validación analítica exhaustiva en suelos con propiedades fisicoquímicas contrastantes, este protocolo proporciona un flujo de trabajo robusto y reproducible que puede facilitar la determinación de residuos de pesticidas en suelos agrícolas heterogéneos.
Protocolo
Los datos de origen que respaldan la optimización experimental del procedimiento de purificación mediante dSPE, el conjunto de datos del efecto de matriz y la caracterización fisicoquímica de los seis suelos agrícolas se han depositado en Zenodo y están disponibles públicamente en el DOI: 10.5281/zenodo.21644870. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizados se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Muestreo y preparación del suelo
NOTA: Para garantizar la seguridad personal, se recomienda usar una bata de laboratorio, protección para los ojos y guantes de nitrilo durante todo este protocolo.
- Recolectar una muestra compuesta de suelo en bloque de la capa superior (0–10 cm) en cada ubicación agrícola seleccionada, combinando 8 submuestras individuales recopiladas mediante un diseño de muestreo sistemático con cuadrícula cuadrada22.
NOTA: El diseño de cuadrícula cuadrada de 8 puntos se ajusta a las recomendaciones de la Autoridad de Protección Ambiental de Nueva Gales del Sur (NSW EPA) para sitios de aproximadamente 1000 m2 (0,1 ha)22. - Combine y mezcle completamente estas submuestras en el campo para obtener una sola muestra compuesta representativa (≥500 g) por ubicación, estableciendo una línea de base de matriz homogeneizada para la evaluación del rendimiento del método.
NOTA: El muestreo compuesto se utiliza aquí únicamente para estandarizar los efectos del fondo de la matriz en la optimización y validación del método. En el marco regulatorio para evaluaciones de tierras contaminadas desconocidas o del mundo real, el muestreo compuesto está estrictamente restringido por la EPA de Nueva Gales del Sur debido a los riesgos de dilución química.22. Para la caracterización real del sitio o la detección de puntos calientes, las muestras de los nodos de la cuadrícula deben mantenerse separadas y analizarse individualmente para evitar falsos negativos y preservar los datos de varianza espacial. - Transporte las muestras de suelo al laboratorio en recipientes de vidrio ámbar herméticos y en condiciones de oscuridad.
NOTA: Se prefieren los recipientes de vidrio frente a las bolsas de polietileno para minimizar las pérdidas por adsorción de OPP hidrófobos o semivolátiles sobre superficies plásticas y reducir el riesgo de lixiviación de contaminantes o interacciones entre el polímero y el analito. Las condiciones oscuras minimizan la fotodegradación de compuestos sensibles a la luz durante el transporte. - Seque las muestras al aire a temperatura ambiente en ausencia de luz directa hasta que alcancen peso constante.
NOTA: Se aplica el secado al aire para estandarizar el contenido de humedad del suelo y garantizar que los resultados se informen en base al peso seco, mejorando así la comparabilidad entre muestras con diferentes contenidos naturales de agua. Se evita el secado forzado en horno para prevenir posibles pérdidas de OPPs termolábiles o semivolátiles y alteraciones en la estructura de la materia orgánica del suelo y sus propiedades de sorción. - Romper manualmente los agregados del suelo y tamizar a través de una malla de acero inoxidable de 2 mm. Almacenar los suelos homogenizados en recipientes de vidrio ámbar herméticos, en condiciones oscuras y refrigeradas a 4 °C hasta la extracción.
NOTA: Las características fisicoquímicas de los seis suelos utilizados en este estudio estaban disponibles a partir de análisis rutinarios previos del suelo. Estos datos se utilizaron únicamente para seleccionar suelos agrícolas que abarcaran un amplio rango de pH (suelo:H2O, 1:223, contenido de materia orgánica (método Walkey-Black)24y textura (método Bouyoucos)25 para la evaluación del método.
2. Preparación de reactivos, estándares y soluciones de estándar interno
NOTA: A menos que se indique lo contrario, las soluciones individuales de pesticidas en stock, las soluciones estándar de trabajo mezcladas, las soluciones de estándar interno de procedimiento (P-IS) y de estándar interno de inyección (I-IS), las soluciones de recuperación y las soluciones estándar de calibración se preparan en matraces aforados de 10 mL, se transfieren a viales de vidrio ámbar y se almacenan a −20 °C hasta su uso. Se incorporaron la calibración con matriz emparejada, los protectores de analitos, el P-IS y el I-IS porque cada uno aborda una fuente diferente de variabilidad analítica, mejorando así la robustez del análisis cuantitativo en matrices de suelo complejas.
- Prepare soluciones stock individuales de cada uno de los 12 estándares comerciales de OPP (ver Tabla de Materiales) a 1000 mg/L en tolueno.
- Combine volúmenes adecuados de las soluciones stock individuales para preparar una solución estándar de trabajo mixta en acetonitrilo (ACN) a 400 mg/L.
NOTA: Esta solución estándar de trabajo mixta se utiliza posteriormente para la preparación de soluciones de recuperación y calibración. - Prepare clorpirifos-metilo-d10 como P-IS en ACN a 750 mg/L. Agréguelo durante la extracción (paso 3.2) para monitorear y corregir la variabilidad del procedimiento.
NOTA: Se seleccionó el clorpirifos-metilo-d10 como P-IS porque, al ser un OPP marcado isotópicamente, exhibe un comportamiento fisicoquímico similar al de los analitos objetivo, al tiempo que permanece fácilmente distinguible mediante MS/MS. - Prepare fosfato de trifenilo como I-IS en ACN a 1050 mg/L. Agréguelo inmediatamente antes del análisis instrumental (paso 4.2.4) para corregir la variabilidad de inyección.
- Prepare soluciones stock de recuperación en ACN acidificado con ácido fórmico al 0,05% (v/v) para obtener concentraciones finales equivalentes al suelo de 50 µg/kg, 200 µg/kg y 400 µg/kg para los OPP cuando se añaden 300 µL a 5 g de suelo negro antes de la extracción. Prepare una solución separada de P-IS correspondiente a una muestra equivalente de 200 µg/kg.
NOTA: La acidificación con ácido fórmico mejora la estabilidad de los OPP durante el almacenamiento. - Prepare soluciones de calibración que contengan los 12 OPP y clorpirifos-metilo-d10 en ACN con ácido fórmico al 0,05% (v/v), correspondientes a concentraciones finales equivalentes al suelo de 5, 10, 25, 75, 200, 400 y 600 µg/kg para los analitos y 200 µg/kg para el P-IS.
NOTA: Estas soluciones se utilizan posteriormente para la preparación de curvas de calibración con matriz emparejada para cada matriz de suelo, que se ajustaron mediante regresión lineal no ponderada. El límite de detección (LOD) y el límite de cuantificación (LOQ) se definieron según el documento orientativo SANTE/2020/12830 (Rev.2). El LOD se consideró el nivel más bajo de calibración en la matriz, mientras que el LOQ correspondió al nivel de concentración validado más bajo, que demostró recuperación y precisión aceptables. - Prepare una mezcla de protectores de analitos compuesta por etilglicerol (100 g/L), L-gulónico ácido γ-lactona (10 g/L), D-sorbitol (10 g/L) y ácido shikímico (5 g/L) en ACN:agua (1:1, v/v) acidificado con ácido fórmico al 0,1%. Almacénelo a −20 °C. Agréguelo inmediatamente antes del análisis instrumental (paso 4.2.4) para mitigar el efecto de la matriz (ME).
3. Extracción QuEChERS
- Pese 5,00 g ± 0,01 g de suelo secado al aire y tamizado en un tubo cónico de polipropileno de 50 mL.
- Para los experimentos de recuperación, agregue la solución de IS-P (preparada en el paso 2.3) y la solución de recuperación adecuada (preparada en el paso 2.5) para obtener concentraciones finales de 200 µg/kg para clorpirifos-metil-d10 y de 50, 200 o 400 µg/kg para los OPP objetivo (n = 5 por nivel de recuperación para cada suelo).
NOTA: Para los experimentos de recuperación, se agregan tanto la solución de IS-P como la de pesticidas antes de la extracción, tal como se describe en el paso 3.2. Para el análisis rutinario de muestras de suelo, solo se agrega el IS-P antes de la extracción para compensar la variabilidad del procedimiento durante la preparación y el análisis de las muestras. Para la preparación de extractos de calibración con matriz emparejada, no se agregan ni el IS-P ni los patrones de pesticidas durante la extracción; se preparan extractos de suelo en blanco, y los patrones de calibración que contienen tanto los analitos como el IS-P (preparados en el paso 2.6) se añaden después de la limpieza (véase el paso 4.2.4). - Vortexee durante 30 s y deje que las muestras fortificadas se equilibren durante 10 min a temperatura ambiente.
NOTA: El período de equilibrio favorece la interacción entre los analitos fortificados y la matriz del suelo antes de la extracción, mejorando la representatividad de los experimentos de recuperación. - Agregue 10 mL de agua desionizada y agite manualmente durante 30 s para asegurar una humectación completa de la matriz del suelo.
NOTA: La rehidratación mejora la desorción de los analitos de las partículas del suelo y facilita una partición eficiente durante la extracción. - Agregue 10 mL de ACN que contenga 1 % (v/v) de ácido acético. Tape inmediatamente el tubo y agite vigorosamente durante 2 min.
- Agregue 6,0 g de sulfato de magnesio anhidro (MgSO4) y 1,5 g de acetato de sodio, y agite inmediatamente el tubo vigorosamente durante 1 min.
NOTA: La agitación inmediata tras la adición de las sales es esencial para garantizar una partición eficiente de fases y evitar la formación de agregados de sal. - Centrifugue a 1800 × g durante 5 min.
- Transfiera la fase superior de ACN a un tubo limpio para la posterior limpieza mediante dSPE.
4. Limpieza por extracción en fase sólida dispersiva
NOTA: Esta sección consta de dos enfoques. Primero, se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE para identificar la composición de limpieza que proporcionara la mayor eliminación promedio de coextractivos en seis suelos agrícolas. Posteriormente, la combinación de sorbentes seleccionada se aplicó como el procedimiento de limpieza optimizado para la validación del método según el Documento Orientador de la Dirección General de Salud y Seguridad Alimentaria de la Comisión Europea (DG SANTE) SANTE/2020/12830 (Rev.2)11.
- Optimización de combinaciones de sorbentes para dSPE
NOTA: Se seleccionó la eliminación coextractiva gravimétrica como criterio de optimización porque proporciona una medida independiente del analito de la eficiencia de limpieza. Las cantidades de sorbente evaluadas corresponden a las proporciones convencionales ampliamente utilizadas en procedimientos dSPE basados en QuEChERS, facilitando así la adopción del protocolo propuesto en laboratorios analíticos de rutina.- Prepare tubos microcentrífugos de 2 mL que contengan las siguientes combinaciones de sorbentes: (i) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA; (ii) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de C18; (iii) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio; (iv) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA + 50 mg de C18; (v) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio; (vi) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de C18 + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio; (vii) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio.
- Transfiera alícuotas de 1,0 mL del extracto obtenido en el paso 3.8 a cada tubo de dSPE.
NOTA: Realice todas las evaluaciones de sorbentes por triplicado para cada suelo. Las alícuotas utilizadas para comparación deben provenir del mismo extracto para asegurar que las diferencias en la eliminación de coextractivos se deban exclusivamente a la composición de limpieza. - Vortexee durante 1 min y centrifugue a 1800 × g durante 5 min.
- Transfiera 1,0 mL de cada extracto purificado a un tubo de ensayo de vidrio previamente secado y pesado. Evapore el disolvente hasta sequedad bajo una corriente suave de nitrógeno a 40 °C.
- Deje enfriar el tubo de ensayo en un desecador hasta temperatura ambiente y determine la masa del residuo restante. Calcule la masa de coextractivos restando el peso inicial del tubo de ensayo vacío del peso final tras la evaporación del disolvente.
- Determine la cantidad de coextractivos presentes en extractos sin limpieza mediante dSPE evaporando alícuotas equivalentes de extracto no tratado en condiciones idénticas.
- Calcule el porcentaje de eliminación coextractiva según la Ecuación 126:
- Calcule la eliminación media de coextractivos a partir de las determinaciones por triplicado para cada combinación de sorbentes y suelo. Luego, calcule la eliminación promedio a través de los seis suelos agrícolas para cada combinación de sorbentes.
- Evalúe las diferencias entre combinaciones de sorbentes mediante análisis de varianza (ANOVA) bajo un diseño de bloques completos al azar (RCBD), considerando la combinación de sorbentes como el factor tratamiento y la matriz del suelo como el factor de bloqueo. Antes del ANOVA, evalúe la normalidad de los residuos y la homogeneidad de las varianzas mediante las pruebas de Shapiro-Wilk y Levene, respectivamente. Realice comparaciones por pares utilizando la prueba HSD de Tukey al nivel de significancia α = 0,05.
- Seleccione la composición de limpieza basándose en la evaluación combinada del análisis estadístico y la eliminación media global de coextractivos.
NOTA: Reducir la carga de coextractivos minimiza la introducción de componentes de la matriz en el sistema cromatográfico, mejorando así el rendimiento cromatográfico, reduciendo la contaminación del sistema GC-MS/MS y disminuyendo los requisitos de mantenimiento del instrumento.
NOTA: La combinación que contiene PSA, C18 y el adsorbente de silicato de magnesio (50 mg cada uno, junto con 150 mg de MgSO4 anhidro) logró la mayor eliminación media de coextractivos y, por lo tanto, se seleccionó como el procedimiento de limpieza optimizado para todos los análisis posteriores.
- Aplicación del procedimiento de limpieza dSPE optimizado
- Transfiera 1,0 mL del extracto obtenido en el paso 3.8 a un tubo microcentrífugo de 2 mL que contenga 150 mg de MgSO4 anhidro, 50 mg de PSA, 50 mg de C18 y 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio.
- Vortexee durante 1 min para asegurar la interacción completa entre el extracto y los sorbentes.
- Centrifugue a 1800 × g durante 5 min.
- Transfiera 200 µL del sobrenadante purificado a un vial de muestreador automático y añada 20 µL de la mezcla de protectores de analitos preparada en el paso 2.7 y 50 µL de la solución de fosfato de trifenilo preparada en el paso 2.4. Mezcle bien antes del análisis instrumental.
NOTA: Para la calibración con matriz equivalente, prepare extractos en blanco a partir de cada suelo siguiendo los procedimientos de extracción y limpieza descritos en los pasos 3 y 4.2, sin adición de pesticidas ni del P-IS. Tras la limpieza, transfiera 200 µL del extracto en blanco purificado a siete viales separados de muestreador automático y añada las soluciones de calibración preparadas en el paso 2.6 para obtener concentraciones finales de 5, 10, 25, 75, 200, 400 y 600 µg/kg para los analitos y 200 µg/kg para el P-IS. Añada 20 µL de la mezcla de protectores de analitos y 50 µL de fosfato de trifenilo a cada vial según se describe en el paso 4.2.4, obteniendo un volumen final de 270 µL por vial. Elabore curvas independientes de calibración con matriz equivalente para cada matriz de suelo. Las concentraciones equivalentes al suelo se basan en la alícuota de 200 µL de extracto purificado, que representa el extracto obtenido de la muestra original de 5 g de suelo. La adición posterior de protectores de analitos y del I-IS aumenta el volumen final del vial, pero no modifica la cantidad de suelo representada por la alícuota del extracto. Para la calibración basada en disolvente, sustituya la alícuota de 200 µL de extracto de suelo purificado por 200 µL de ACN y prepare viales de calibración utilizando las mismas concentraciones de analitos, concentración de P-IS, concentración de I-IS y mezcla de protectores de analitos empleadas en la calibración con matriz equivalente. Estas curvas de calibración basadas en disolvente se utilizan posteriormente para la evaluación del efecto de matriz (ME). - Realice el análisis instrumental utilizando un sistema GC-MS/MS.
5. Análisis y adquisición de datos por GC-MS/MS
NOTA: En Varela-Martínez et al.27 están disponibles descripciones detalladas de la configuración del GC-MS/MS y los procedimientos de adquisición de datos. A continuación se resumen los principales parámetros cromatográficos y espectrométricos de masas.
- Utilice un sistema de GC-EM/EM equipado con un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo, una fuente de ionización por electrones (EI) operada a −70 eV y un muestreador automático.
- Instale una columna capilar de sílice fundida de baja polaridad (30 m × 0,25 mm de diámetro interno × 0,25 µm de espesor de película) y utilice helio como gas portador a un flujo constante de 1,2 mL/min.
- Antes del análisis, verifique la disponibilidad del instrumento, incluyendo el suministro de gas portador, el rendimiento del sistema de vacío, el estado de la jeringa y los niveles de solvente de lavado del muestreador automático. Realice la calibración del instrumento según las recomendaciones del fabricante.
NOTA: Verifique que el vacío operativo cumpla con las especificaciones recomendadas por el fabricante del instrumento antes de iniciar cualquier secuencia analítica. - Establezca el programa de temperatura del horno de CG de la siguiente manera: temperatura inicial de 50 °C durante 1 min; aumente hasta 180 °C a 25 °C/min; luego hasta 230 °C a 5 °C/min; y finalmente hasta 290 °C a 25 °C/min. Mantenga la temperatura final durante 6 min. El tiempo total de análisis es de 24,6 min.
- Establezca la temperatura del puerto de inyección en 250 °C y realice inyecciones de 1 µL en modo sin división. Abra el venteo de división 1 min después de la inyección.
NOTA: Para minimizar la retención residual, enjuague la jeringa del muestreador automático secuencialmente con metanol, acetato de etilo y ACN entre inyecciones. - Establezca la temperatura de la línea de transferencia del EM en 250 °C y la temperatura de la fuente de iones en 300 °C.
- Adquiera los datos en modo de monitoreo de reacciones múltiples (MRM) utilizando las transiciones ión precursor-producto listadas en Tabla 1.
- Cuantifique los analitos utilizando curvas de calibración emparejadas con la matriz, preparadas para cada matriz de suelo. Calcule las concentraciones de los analitos a partir de la relación entre el área del pico del analito y el área del pico de clorpirifos-metil-d10.
- Utilice el fosfato de trifenilo como I-IS para verificar la consistencia de las inyecciones a lo largo de la secuencia analítica.
- Calcule los efectos de matriz (ME) según Ecuación 228:
![Fórmula del efecto de matriz, ME(%)=[Pendiente_matriz/Pendiente_solvente-1]x100, fórmula de química analítica.](/files/ftp_upload/72745/72745eq2.jpg "figure-protocol-2")
donde los valores negativos indican supresión de señal y los valores positivos indican potenciación de señal.
NOTA: Se presenta un esquema general del flujo de trabajo analítico completo en Figura 1.
Resultados
Los seis suelos agrícolas seleccionados para la evaluación del método representaron una amplia gama de propiedades del suelo (ver Tabla 2), incluyendo valores de pH (suelo:H2O, 1:2) que oscilaron entre 4,67 y 7,31, contenidos de materia orgánica entre 0,18% y 6,46%, y fracciones de arcilla entre 22,9% y 48,5%. Cinco suelos procedían de regiones agrícolas de Colombia y uno de España. Esta diversidad se incorporó intencionadamente para evaluar la robustez del procedimiento de limpieza propuesto en matrices de suelo contrastantes, dado que se sabe que propiedades del suelo como el pH, el contenido de materia orgánica y la textura influyen en la coextracción, los efectos de matriz (MEs) y la recuperación del analito durante el análisis de residuos de pesticidas.
Se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE mediante la determinación gravimétrica de la eliminación de coextraíbles (véase Figura 2). Entre los sorbentes individuales, la Florisil logró la eliminación promedio más alta de coextraíbles (71%), seguida por PSA (58%) y C18 (41%). El adsorbente de silicato de magnesio alcanzó una eliminación completa de coextraíbles en S2 (100%) y mostró valores superiores al 90% en S3 (91%) y S4 (91%). En contraste, el PSA presentó mayor variabilidad entre los suelos, con eficiencias de eliminación que oscilaron entre un 21% en S4 y la eliminación completa en S6. El C18 mostró el rendimiento más bajo y más variable, con valores que variaron desde 0% en S1 y S2 hasta un 93% en S4. Entre las combinaciones de sorbentes mixtos, PSA+Adsorbente logró un promedio de eliminación de coextraíbles del 80%. Las combinaciones PSA+Adsorbente y C18+Adsorbente resultaron en eliminaciones promedio más bajas, de 73% y 74%, respectivamente. La incorporación del adsorbente de silicato de magnesio a la mezcla PSA+C18 aumentó aún más la eliminación promedio hasta un 88%, representando el valor más alto obtenido entre todas las configuraciones de limpieza evaluadas. La combinación PSA+C18+Adsorbente alcanzó valores de eliminación superiores al 80% en cinco de los seis suelos y logró la eliminación completa de coextraíbles en S2 y S6. El análisis estadístico mediante un ANOVA bajo un diseño en bloques al azar (DBA) reveló un efecto significativo de la combinación de sorbentes sobre la eliminación de coextraíbles (p = 0.0432). Los agrupamientos estadísticos obtenidos mediante la prueba de Tukey´s HSD se presentan en Figura 2.
La selectividad del método se demostró mediante la ausencia de picos cromatográficos interferentes en los tiempos de retención esperados de los analitos objetivo. Se construyeron curvas de calibración con matrices emparejadas para cada analito y matriz de suelo en el rango de concentración de 5–600 µg/kg, con un LDC de 5 µg/kg (ver Tabla 3). No se observaron picos interferentes en los tiempos de retención correspondientes a los analitos objetivo. Se obtuvo una excelente linealidad para la gran mayoría de combinaciones analito-suelo. Solo tres curvas de calibración presentaron coeficientes de determinación (R2) inferiores a 0,9933, todos correspondientes a fenamifos, en S1 (R2 = 0,9888), S3 (R2 = 0,9606) y la calibración basada en disolvente (R2 = 0,9871). En cuanto a los efectos de matriz (EM), basados en los valores promedio en los seis suelos (ver Figura 3), se observó supresión de señal (EM < 0) para 10 de los 12 OPP objetivo, mientras que se observó potenciación de señal (EM > 0) únicamente para malatión (+3 %) y fenamifos (+25 %). La mayoría de los analitos mostraron EM leves, con valores promedio de EM que oscilaron entre −25 % para metidatión y −23 % para paratión-metilo hasta −5 % para etión. Fenamifos mostró el mayor potenciamiento promedio (+25 %), mientras que malatión exhibió solo un ligero potenciamiento (+3 %). A nivel individual de suelo, la supresión de señal más intensa se observó para pirimifos-etilo en S5 (−60 %) y paratión-metilo en S1 (−44 %). En contraste, fenamifos mostró potenciación de señal en cinco de los seis suelos, alcanzando un valor máximo de EM de +58 % en S2, mientras que malatión mostró potenciación en cuatro suelos, con un valor máximo de +16 % en S4.
En la Tabla 4 se resumen los resultados de recuperación y precisión obtenidos en los tres niveles de fortificación. El nivel de fortificación más bajo correspondió al LOQ objetivo del método, de 50 µg/kg. La mayoría de las combinaciones analito-suelo cumplieron con los criterios de desempeño establecidos en SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, con recuperaciones medias entre 70% y 120% y desviaciones estándar relativas (RSD) ≤ 20%. El fenamifos presentó recuperaciones inferiores al 70% en S1, S2 y S4. El pirimifos-etilo mostró recuperaciones inferiores al 70% en S1 y S6, mientras que el etión presentó recuperaciones por debajo del 70% en S1. Para los analitos restantes, las recuperaciones generalmente se encontraron dentro del rango aceptable en todos los suelos y niveles de fortificación. Los valores de RSD se mantuvieron por debajo del criterio de aceptación del 20% en la mayoría de los casos, lo que demuestra una precisión satisfactoria del método a lo largo del rango de concentraciones evaluado.
Figura 1: Esquema del procedimiento para la determinación de OPPs en suelos agrícolas mediante extracción con QuEChERS, purificación optimizada con dSPE y análisis por GC-MS/MS. Las muestras compuestas de suelo se procesaron (homogeneizadas, secadas al aire y tamizadas) antes de la extracción con QuEChERS, utilizando ACN acidificado y partición mediante salting-out. Se evaluaron gravimétricamente siete combinaciones de adsorbentes para dSPE con el fin de optimizar la etapa de purificación, y se utilizó la mezcla seleccionada (150 mg de MgSO4 + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio) para la validación del método. Los extractos finales se analizaron mediante GC-MS/MS empleando protectores de analitos y I-IS. El rendimiento del método para 12 OPPs se evaluó en función de la calibración con matriz emparejada, efectos de matriz (MEs), recuperaciones y precisión, utilizando P-IS. Abreviaturas: QuEChERS = Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe; ACN = acetonitrilo; PSA = amina primaria-secundaria; C18 = octadecilsilano; dSPE = extracción en fase sólida dispersiva; I-IS = estándar interno de inyección; GC-MS/MS = cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem; MRM = monitoreo de reacciones múltiples; OPPs = pesticidas organofosforados; P-IS = estándar interno del procedimiento. Haga clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
Figura 2: Eliminación de coextractivos lograda por siete combinaciones de adsorbentes en la etapa de purificación mediante dispersión sólida (dSPE) en seis suelos agrícolas (S1–S6). La eliminación de coextractivos se determinó gravimétricamente tras la extracción mediante QuEChERS y la limpieza posterior con dSPE. Se evaluaron siete combinaciones de adsorbentes: PSA, C18, adsorbente de silicato de magnesio, PSA+C18, PSA+Adsorbente, C18+Adsorbente y PSA+C18+Adsorbente (50 mg de cada uno, junto con 150 mg de MgSO4 anhidro). Los porcentajes de eliminación se calcularon en relación con extractos no tratados según la Ecuación 1. Los valores representan el promedio de tres determinaciones por cada matriz de suelo, y las barras de error indican la desviación estándar. S1: Villavicencio (Meta, Colombia); S2: Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colombia); S3: Floresta (Boyacá, Colombia); S4: Guasca (Cundinamarca, Colombia); S5: Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colombia); S6: La Laguna (Canarias, España). Letras minúsculas diferentes sobre cada combinación de adsorbentes indican diferencias significativas estadísticamente entre las medias de los tratamientos según un ANOVA bajo un diseño completamente aleatorizado seguido de la prueba de diferencias honestamente significativas (HSD) de Tukey (p < 0,05). Las comparaciones estadísticas se realizaron utilizando las medias de los tratamientos a través de las seis matrices de suelo. Abreviaturas: PSA = amina primaria-secundaria; C18 = octadecilsilano. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3: Mapa de calor de los efectos de matriz (ME%) para 12 OPPs en seis matrices de suelo (S1–S6). El efecto de matriz (ME) se calculó como la diferencia relativa entre las pendientes de calibración en matriz y en disolvente, según la Ecuación 2. Los valores positivos indican aumento de señal (rojo), mientras que los valores negativos indican supresión de señal (azul). Abreviaturas: OPPs = pesticidas organofosforados; IS = estándar interno; OM = materia orgánica. Haga clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.
| Analito | tR (min) | Cuantificador (m/z) | CE (V) | Cualificador 1 (m/z) | CE (V) | Cualificador 2 (m/z) | CE (V) | ||
| Clorpirifos-metilo | 11.720 | 288 286 | 5 | 28693 | 25 | 286125 | 25 | ||
| Paratión-metilo | 11.868 | 263109 | 15 | 10979 | 10 | 263125 | 10 | ||
| Tolclofos-metilo | 11.915 | 265250 | 15 | 267265 | 5 | 265125 | 5 | ||
| Pirimifos-metilo | 12.431 | 290233 | 10 | 305290 | 10 | 290276 | 10 | ||
| Fenitrotión | 12.526 | 277260 | 5 | 277109 | 20 | 125109 | 15 | ||
| Malatión | 12.727 | 12799 | 5 | 173127 | 5 | 12593 | 5 | ||
| Clorpirifos | 12.976 | 314258 | 15 | 199171 | 15 | 19797 | 15 | ||
| Fentión | 13.083 | 278109 | 20 | 278169 | 20 | 278245 | 10 | ||
| Pirimifos-etilo | 13.571 | 333168 | 25 | 333318 | 10 | 318180 | 10 | ||
| Metidation | 14.856 | 14585 | 10 | 14558 | 15 | 14593 | 10 | ||
| Fenamifos | 15.519 | 303288 | 10 | 303154 | 20 | 303217 | 10 | ||
| Etiión | 16.148 | 153125 | 10 | 153125 | 5 | 231153 | 5 | ||
| Clorpirifos-metilo-d10 (P-IS) | 12.862 | 324260 | 25 | 324195 | 25 | 324292 | 10 | ||
| Fosfato de trifenilo (I-IS) | 18.187 | 326325 | 5 | 326169 | 25 | 326215 | 25 | ||
Tabla 1: Tiempos de retención, transiciones cuantificadoras, transiciones cualificadoras y energías de colisión en los análisis por GC-MS/MS para los 12 plaguicidas organofosforados (OPPs) objetivo, clorpirifos-metilo-d10 (P-IS) y fosfato de trifenilo (I-IS). Abreviaturas: GC-MS/MS = cromatografía de gases-espectrometría de masas en tándem; OPPs = plaguicidas organofosforados; P-IS = estándar interno del procedimiento; I-IS = estándar interno de inyección; tR = tiempo de retención; CE (V) = energía de colisión (voltios); m/z = relación masa/carga. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
| Suelo | Origen | pH suelo:H2O (1:2) | Materia orgánica (%) | Arcilla (%) | Clase textural |
| S1 | Villavicencio (Meta, Colombia) | 5.51 | 0.18 | 48.5 | Clay |
| S2 | Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colombia) | 4.67 | 1.04 | 37.4 | Clay loam |
| S3 | Floresta (Boyacá, Colombia) | 5.53 | 1.71 | 28.2 | Clay loam |
| S4 | Guasca (Cundinamarca, Colombia) | 4.89 | 6.46 | 22.9 | Sandy clay loam |
| S5 | Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colombia) | 4.76 | 2.74 | 27.5 | Sandy clay loam |
| S6 | La Laguna (Canarias, España) | 7.31 | 1.27 | 39.6 | Clay loam |
Tabla 2: Origen y propiedades fisicoquímicas de los seis suelos agrícolas (S1–S6) utilizados para la evaluación del método. Los datos incluyen pH (suelo:H2O, 1:2), contenido de materia orgánica (método de Walkley-Black), fracción de arcilla (método de Bouyoucos) y clase textural. Se seleccionaron suelos diversos para garantizar una amplia gama de condiciones fisicoquímicas para la evaluación del método. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
| Analito | Muestra | Rango (µg/kg) | b ± sb·t(0,05;7) | a ± sa·t(0,05;7) | sy/x | R² | ME (%) | ||
| Clorpirifos-metilo | Suelo 1 | 5–600 | 1.50·10⁻² ± 1.75·10⁻⁴ | 2.39·10⁻² ± 5.02·10⁻² | 3.61·10⁻² | 0.9999 | -22 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 1.68·10⁻² ± 3.21·10⁻⁴ | 8,31·10⁻³ ± 9,20·10⁻² | 6,62·10⁻² | 0.9997 | -13 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 1.83·10⁻² ± 5.62·10⁻⁴ | −6,60·10⁻² ± 1,61·10⁻¹ | 1,26·10⁻¹ | 0.9991 | -5 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 1.72·10⁻² ± 1.59·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,56·10⁻² | 3.54·10⁻² | 0.9999 | -11 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 1.66·10⁻² ± 9.51·10⁻⁴ | −6,65·10⁻² ± 2,71·10⁻¹ | 2.09·10⁻¹ | 0.9975 | -14 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 1.62·10⁻² ± 2.28·10⁻⁴ | 1.15·10⁻² ± 6.52·10⁻² | 4.99·10⁻² | 0.9998 | -16 | |||
| Disolvente | 5–600 | 1.93·10⁻² ± 1.19·10⁻³ | −1,23·10⁻¹ ± 3,41·10⁻¹ | 2.46·10⁻¹ | 0.9971 | — | |||
| Paratión-metilo | Suelo 1 | 5–600 | 3.80·10⁻³ ± 1.42·10⁻⁴ | −3,10·10⁻² ± 4,05·10⁻² | 2.92·10⁻² | 0.9989 | -44 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 5.16·10⁻³ ± 1.70·10⁻⁴ | −3,24·10⁻² ± 4,86·10⁻² | 3,50·10⁻² | 0.9992 | -24 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 5.27·10⁻³ ± 1.76·10⁻⁴ | −1,93·10⁻² ± 5,02·10⁻² | 3.93·10⁻² | 0.9990 | -22 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 5.77·10⁻³ ± 1.00·10⁻⁴ | −3,06·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2.23·10⁻² | 0.9997 | -15 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 5.80·10⁻³ ± 3.16·10⁻⁴ | −5,68·10⁻² ± 9,00·10⁻² | 6,96·10⁻² | 0.9978 | -15 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 5.45·10⁻³ ± 1.46·10⁻⁴ | −2,40·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9994 | -20 | |||
| Solvente | 5–600 | 6.80·10⁻³ ± 4.74·10⁻⁴ | −7,73·10⁻² ± 1,36·10⁻¹ | 9.76·10⁻² | 0.9963 | — | |||
| Tolclofos-metilo | Suelo 1 | 5–600 | 1.78·10⁻² ± 2.78·10⁻⁴ | −4,35·10⁻⁴ ± 7,94·10⁻² | 5.72·10⁻² | 0.9998 | -17 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 1,90·10⁻² ± 2,25·10⁻⁴ | 1.40·10⁻² ± 6.44·10⁻² | 4.64·10⁻² | 0.9999 | -12 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 2.10·10⁻² ± 2.15·10⁻⁴ | −4,10·10⁻³ ± 6,15·10⁻² | 4.81·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 1.97·10⁻² ± 3.08·10⁻⁴ | 3.68·10⁻² ± 8.82·10⁻² | 6.85·10⁻² | 0.9998 | -9 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 1.97·10⁻² ± 1,01·10⁻³ | −1,08·10⁻¹ ± 2,88·10⁻¹ | 2,23·10⁻¹ | 0.9980 | -9 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 1.95·10⁻² ± 1.68·10⁻⁴ | 7.35·10⁻³ ± 4.80·10⁻² | 3.67·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Solvente | 5–600 | 2.16·10⁻² ± 9.90·10⁻⁴ | −9,16·10⁻² ± 2,83·10⁻¹ | 2.04·10⁻¹ | 0.9984 | — | |||
| Pirimifos-metilo | Suelo 1 | 5–600 | 6.48·10⁻³ ± 1.09·10⁻⁴ | −3,28·10⁻² ± 3,11·10⁻² | 2.24·10⁻² | 0.9998 | -19 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 7.41·10⁻³ ± 6.28·10⁻⁵ | −2,13·10⁻² ± 1,80·10⁻² | 1,30·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 8.00·10⁻³ ± 1.29·10⁻⁴ | −1,76·10⁻² ± 3,68·10⁻² | 2.88·10⁻² | 0.9998 | 1 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 7.80·10⁻³ ± 1.52·10⁻⁴ | −5,27·10⁻³ ± 4,36·10⁻² | 3.38·10⁻² | 0.9997 | -2 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 7.33·10⁻³ ± 3.71·10⁻⁴ | −6,17·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,16·10⁻² | 0.9981 | -8 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 7,42·10⁻³ ± 8,58·10⁻⁵ | −2,18·10⁻² ± 2,46·10⁻² | 1.88·10⁻² | 0.9999 | -7 | |||
| Solvente | 5–600 | 7,96·10⁻³ ± 4,79·10⁻⁴ | −6,77·10⁻² ± 1,37·10⁻¹ | 9,88·10⁻² | 0.9972 | — | |||
| Fenitrotión | Suelo 1 | 5–600 | 4.65·10⁻³ ± 2.84·10⁻⁴ | −4,91·10⁻² ± 8,12·10⁻² | 5.85·10⁻² | 0.9971 | -40 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 6.34·10⁻³ ± 2.12·10⁻⁴ | −5,64·10⁻² ± 6,06·10⁻² | 4.36·10⁻² | 0.9991 | -18 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 6.43·10⁻³ ± 2.20·10⁻⁴ | −2,81·10⁻² ± 6,31·10⁻² | 4.94·10⁻² | 0.9989 | -17 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 7,41·10⁻³ ± 1,83·10⁻⁴ | −5,38·10⁻² ± 5,23·10⁻² | 4.07·10⁻² | 0.9995 | -4 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 6.84·10⁻³ ± 4.22·10⁻⁴ | −8,07·10⁻² ± 1,20·10⁻¹ | 9.28·10⁻² | 0.9971 | -11 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 6.50·10⁻³ ± 1.48·10⁻⁴ | −5,02·10⁻² ± 4,24·10⁻² | 3.25·10⁻² | 0.9995 | -16 | |||
| Disolvente | 5–600 | 7,71·10⁻³ ± 7,02·10⁻⁴ | −1,06·10⁻¹ ± 2,01·10⁻¹ | 1.45·10⁻¹ | 0.9937 | — | |||
| Malathion | Suelo 1 | 5–600 | 1.20·10⁻² ± 4.06·10⁻⁴ | −4,45·10⁻² ± 1,16·10⁻¹ | 8.37·10⁻² | 0.9991 | -24 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 1.78·10⁻² ± 2.03·10⁻⁴ | −4,55·10⁻² ± 5,81·10⁻² | 4.19·10⁻² | 0.9999 | 12 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 1.67·10⁻² ± 1.44·10⁻³ | 1.00·10⁻¹ ± 4.11·10⁻¹ | 3,21·10⁻¹ | 0.9933 | 5 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 1.83·10⁻² ± 1.44·10⁻⁴ | −2,48·10⁻² ± 4,12·10⁻² | 3,20·10⁻² | 0.9999 | 16 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 1.58·10⁻² ± 8.21·10⁻⁴ | −9,07·10⁻² ± 2,33·10⁻¹ | 1,81·10⁻¹ | 0.9980 | 0 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 1.69·10⁻² ± 2.54·10⁻⁴ | −2,97·10⁻² ± 7,28·10⁻² | 5.57·10⁻² | 0.9998 | 7 | |||
| Solvente | 5–600 | 1.58·10⁻² ± 7.45·10⁻⁴ | −8,76·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1.53·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Clorpirifos | Suelo 1 | 5–600 | 1.03·10⁻² ± 1.59·10⁻⁴ | −1,62·10⁻² ± 4,54·10⁻² | 3,27·10⁻² | 0.9998 | -21 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 1.15·10⁻² ± 1.96·10⁻⁴ | 4,71·10⁻¹ ± 5,62·10⁻² | 4.04·10⁻² | 0.9998 | -12 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 1.26·10⁻² ± 9.94·10⁻⁵ | −1,12·10⁻² ± 2,84·10⁻² | 2.23·10⁻² | 0.9999 | -3 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 1.24·10⁻² ± 1.76·10⁻⁴ | −1,44·10⁻⁴ ± 5,04·10⁻² | 3.92·10⁻² | 0.9998 | -5 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 1.16·10⁻² ± 6.33·10⁻⁴ | −8,42·10⁻² ± 1,80·10⁻¹ | 1.39·10⁻¹ | 0.9977 | -11 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 1.14·10⁻² ± 2.29·10⁻⁴ | 7.10·10⁻⁴ ± 6.57·10⁻² | 5.02·10⁻² | 0.9996 | -12 | |||
| Solvente | 5–600 | 1.30·10⁻² ± 5.48·10⁻⁴ | −7,41·10⁻² ± 1,57·10⁻¹ | 1,13·10⁻¹ | 0.9986 | — | |||
| Fenthion | Suelo 1 | 5–600 | 1.71·10⁻² ± 3.38·10⁻⁴ | −3,26·10⁻² ± 9,68·10⁻² | 6,97·10⁻² | 0.9997 | -16 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 1.88·10⁻² ± 1.89·10⁻⁴ | −2,84·10⁻² ± 5,40·10⁻² | 3.89·10⁻² | 0.9999 | -8 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 2.01·10⁻² ± 4.45·10⁻⁴ | −1,38·10⁻² ± 1,27·10⁻¹ | 9,95·10⁻² | 0.9996 | -2 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 1.96·10⁻² ± 2.89·10⁻⁴ | −8,63·10⁻⁴ ± 8,27·10⁻² | 6.42·10⁻² | 0.9998 | -4 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 1.89·10⁻² ± 9.10·10⁻⁴ | −1,33·10⁻¹ ± 2,59·10⁻¹ | 2.00·10⁻¹ | 0.9983 | -7 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 1,84·10⁻² ± 1,16·10⁻⁴ | −4,97·10⁻² ± 3,31·10⁻² | 2.54·10⁻² | 0.9999 | -10 | |||
| Disolvente | 5–600 | 2.05·10⁻² ± 9.70·10⁻⁴ | −1,27·10⁻¹ ± 2,78·10⁻¹ | 2.00·10⁻¹ | 0.9983 | — | |||
| Pirimifos-etilo | Suelo 1 | 5–600 | 3.30·10⁻³ ± 6.51·10⁻⁵ | −2,54·10⁻² ± 1,86·10⁻² | 1.34·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 3.30·10⁻³ ± 3.66·10⁻⁵ | −5,05·10⁻³ ± 1,05·10⁻² | 7.55·10⁻³ | 0.9999 | -3 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 2.80·10⁻³ ± 1.78·10⁻⁴ | 1.98·10⁻³ ± 5.10·10⁻² | 3.99·10⁻² | 0.9963 | -17 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 2.64·10⁻³ ± 5.18·10⁻⁵ | 2.01·10⁻³ ± 1.48·10⁻² | 1,15·10⁻² | 0.9997 | -22 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 1,36·10⁻³ ± 6,77·10⁻⁵ | 4.60·10⁻⁴ ± 1.93·10⁻² | 1.49·10⁻² | 0.9981 | -60 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 2.92·10⁻³ ± 1.23·10⁻⁴ | −9,09·10⁻³ ± 3,51·10⁻² | 2.69·10⁻² | 0.9985 | -14 | |||
| Solvente | 5–600 | 3.39·10⁻³ ± 1.46·10⁻⁴ | −2,62·10⁻² ± 4,18·10⁻² | 3.01·10⁻² | 0.9986 | — | |||
| Methidathion | Suelo 1 | 5–600 | 2.12·10⁻² ± 7.46·10⁻⁴ | −9,50·10⁻² ± 2,13·10⁻¹ | 1,54·10⁻¹ | 0.9990 | -34 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 2.59·10⁻² ± 5.46·10⁻⁴ | −1,20·10⁻¹ ± 1,56·10⁻¹ | 1,12·10⁻¹ | 0.9997 | -19 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 2.33·10⁻² ± 1.54·10⁻³ | 6.34·10⁻² ± 4.41·10⁻¹ | 3.45·10⁻¹ | 0.9961 | -27 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 2,51·10⁻² ± 3,38·10⁻⁴ | −5,47·10⁻² ± 9,66·10⁻² | 7.51·10⁻² | 0.9998 | -22 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 2,59·10⁻² ± 1,32·10⁻³ | −2,06·10⁻¹ ± 3,75·10⁻¹ | 2,90·10⁻¹ | 0.9980 | -19 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 2,27·10⁻² ± 3,71·10⁻⁴ | −6,62·10⁻² ± 1,06·10⁻¹ | 8,13·10⁻² | 0.9998 | -29 | |||
| Disolvente | 5–600 | 3.21·10⁻² ± 1.75·10⁻³ | −2,83·10⁻¹ ± 5,00·10⁻¹ | 3,60·10⁻¹ | 0.9977 | — | |||
| Fenamifos | Suelo 1 | 5–600 | 2.36·10⁻³ ± 2.87·10⁻⁴ | −4,42·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9888 | 8 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 3.47·10⁻³ ± 1.21·10⁻⁴ | −2,82·10⁻² ± 3,46·10⁻² | 2.49·10⁻² | 0.9991 | 58 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 1.89·10⁻³ ± 4.02·10⁻⁴ | 9.58·10⁻³ ± 1.15·10⁻¹ | 8.99·10⁻² | 0.9606 | -14 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 2.63·10⁻³ ± 7.66·10⁻⁵ | −2,51·10⁻² ± 2,19·10⁻² | 1.70·10⁻² | 0.9992 | 20 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 2.95·10⁻³ ± 1.91·10⁻⁴ | −3,58·10⁻² ± 5,43·10⁻² | 4,20·10⁻² | 0.9969 | 35 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 3.09·10⁻³ ± 5.98·10⁻⁵ | −2,12·10⁻² ± 1,71·10⁻² | 1.31·10⁻² | 0.9997 | 41 | |||
| Disolvente | 5–600 | 2,19·10⁻³ ± 2,87·10⁻⁴ | −4,33·10⁻² ± 8,20·10⁻² | 5,91·10⁻² | 0.9871 | — | |||
| Ethion | Suelo 1 | 5–600 | 5.02·10⁻³ ± 1.00·10⁻⁴ | −1,16·10⁻² ± 2,87·10⁻² | 2.07·10⁻² | 0.9997 | -3 | ||
| Suelo 2 | 5–600 | 5.07·10⁻³ ± 2.15·10⁻⁴ | −1,06·10⁻² ± 6,16·10⁻² | 4.43·10⁻² | 0.9986 | -2 | |||
| Suelo 3 | 5–600 | 4,58·10⁻³ ± 2,21·10⁻⁴ | 9.11·10⁻⁴ ± 6.32·10⁻² | 4.95·10⁻² | 0.9979 | -12 | |||
| Suelo 4 | 5–600 | 5.07·10⁻³ ± 7.18·10⁻⁵ | −1,21·10⁻² ± 2,05·10⁻² | 1.60·10⁻² | 0.9998 | -2 | |||
| Suelo 5 | 5–600 | 5,00·10⁻³ ± 2,32·10⁻⁴ | −2,72·10⁻² ± 6,61·10⁻² | 5,11·10⁻² | 0.9984 | -3 | |||
| Suelo 6 | 5–600 | 4.73·10⁻³ ± 8.29·10⁻⁵ | −6,89·10⁻³ ± 2,37·10⁻² | 1.81·10⁻² | 0.9997 | -9 | |||
| Disolvente | 5–600 | 5,18·10⁻³ ± 2,24·10⁻⁴ | −2,80·10⁻² ± 6,40·10⁻² | 4.61·10⁻² | 0.9986 | — | |||
Tabla 3: Parámetros de calibración con matriz coincidente y efectos de matriz para los 12 OPPs objetivo en seis suelos agrícolas. Abreviaturas: OPPs = pesticidas organofosforados; b = pendiente; sb = desviación estándar de la pendiente; a = intercepto; sa = desviación estándar del intercepto; R2 = coeficiente de determinación; sy/x = desviación estándar de la estimación; ME = efecto de matriz. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
| Analito | S1 | S2 | S3 | S4 | S5 | S6 | |||||||||||||
| 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | 50 µg/kg | 200 µg/kg | 400 µg/kg | ||
| Clorpirifos-metilo | 106 (4) | 102 (2) | 103 (1) | 110 (17) | 99 (2) | 101 (2) | 105 (5) | 104 (2) | 110 (10) | 105 (4) | 98 (3) | 100 (4) | 107 (4) | 107 (3) | 100 (4) | 114 (4) | 102 (3) | 114 (4) | |
| Paratión-metilo | 96 (3) | 96 (0) | 99 (1) | 97 (17) | 92 (3) | 97 (2) | 116 (4) | 104 (6) | 121 (5) | 103 (6) | 87 (4) | 95 (6) | 117 (6) | 110 (4) | 107 (6) | 107 (6) | 100 (4) | 108 (6) | |
| Tolclofos-metilo | 113 (3) | 107 (2) | 104 (1) | 110 (15) | 100 (2) | 105 (3) | 101 (6) | 97 (2) | 104 (10) | 100 (7) | 98 (3) | 102 (2) | 106 (7) | 104 (3) | 101 (2) | 110 (7) | 103 (3) | 108 (2) | |
| Pirimifos-metilo | 78 (12) | 79 (3) | 89 (2) | 106 (22) | 95 (1) | 99 (3) | 102 (7) | 97 (3) | 104 (9) | 101 (5) | 97 (2) | 100 (3) | 104 (5) | 101 (2) | 98 (3) | 113 (5) | 102 (2) | 104 (3) | |
| Fenitrotión | 91 (4) | 90 (2) | 98 (2) | 104 (25) | 90 (3) | 95 (2) | 116 (5) | 105 (4) | 118 (5) | 101 (6) | 90 (3) | 96 (7) | 111 (6) | 107 (3) | 103 (7) | 118 (6) | 101 (3) | 103 (7) | |
| Malatión | 89 (3) | 81 (1) | 87 (4) | 108 (18) | 90 (2) | 92 (2) | 118 (7) | 110 (4) | 119 (5) | 106 (5) | 96 (4) | 97 (5) | 122 (5) | 110 (4) | 102 (5) | 122 (5) | 102 (4) | 103 (5) | |
| Clorpirifos | 97 (4) | 96 (2) | 97 (1) | 160 (13) | 117 (5) | 112 (4) | 97 (6) | 95 (3) | 103 (10) | 102 (6) | 95 (2) | 98 (4) | 105 (6) | 98 (2) | 96 (4) | 108 (6) | 97 (2) | 103 (4) | |
| Fention | 101 (2) | 99 (1) | 98 (2) | 99 (3) | 98 (2) | 103 (2) | 100 (7) | 101 (3) | 106 (8) | 102 (6) | 94 (2) | 97 (4) | 104 (6) | 100 (2) | 100 (4) | 110 (6) | 100 (2) | 104 (4) | |
| Pirimifos-etilo | 63 (14) | 66 (5) | 85 (2) | 100 (21) | 93 (3) | 101 (3) | 70 (12) | 78 (3) | 93 (8) | 105 (9) | 104 (8) | 108 (7) | 113 (9) | 103 (8) | 103 (7) | 55 (9) | 33 (8) | 34 (7) | |
| Metidatión | 92 (3) | 80 (16) | 91 (3) | 103 (16) | 87 (2) | 90 (2) | 125 (8) | 113 (5) | 125 (5) | 90 (12) | 85 (5) | 92 (8) | 97 (12) | 97 (5) | 97 (8) | 113 (12) | 100 (5) | 104 (8) | |
| Fenamifos | 5 (38) | 1 (38) | 3 (52) | 58 (18) | 58 (8) | 56 (6) | 140 (16) | 117 (3) | 126 (2) | 65 (15) | 50 (19) | 40 (20) | 82 (15) | 62 (19) | 69 (20) | 88 (15) | 70 (19) | 70 (20) | |
| Etión | 59 (15) | 42 (11) | 59 (15) | 83 (12) | 82 (3) | 87 (3) | 93 (11) | 97 (4) | 103 (7) | 80 (10) | 78 (6) | 81 (4) | 83 (10) | 77 (6) | 87 (4) | 96 (10) | 87 (6) | 89 (4) | |
Tabla 4: Recuperaciones medias (%) y desviaciones estándar relativas RSD (%) (entre paréntesis) para los 12 plaguicidas organofosforados (OPPs) objetivo en seis suelos agrícolas (S1–S6) a tres niveles de fortificación. Los experimentos de recuperación se realizaron a 50, 200 y 400 µg/kg (n = 5 por nivel) utilizando clorpirifos-metilo-d10 como estándar interno del procedimiento (P-IS). Tanto las soluciones de fortificación de plaguicidas como la de P-IS se añadieron antes de la extracción. De acuerdo con los criterios de desempeño establecidos en SANTE/2020/12830 (Rev.2), las recuperaciones aceptables oscilaron entre el 70 y el 120%, con RSD ≤20%. S1: Villavicencio (Meta, Colombia); S2: Sabana Bogotá (Cundinamarca, Colombia); S3: Floresta (Boyacá, Colombia); S4: Guasca (Cundinamarca, Colombia); S5: Santa Rosa de Viterbo (Boyacá, Colombia); S6: La Laguna (Canarias, España). Abreviaturas: RSD = desviación estándar relativa; OPPs = plaguicidas organofosforados; P-IS = estándar interno del procedimiento. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Discusión
La determinación de residuos de pesticidas en suelos sigue siendo un desafío analítico debido a la alta variabilidad en las propiedades fisicoquímicas del suelo y las diferencias resultantes en la composición de los compuestos coextraídos4,5,6,14,17,18,19,20,21. Aunque los métodos basados en QuEChERS se han aplicado ampliamente a matrices de alimentos y plantas, existen menos estudios que hayan optimizado sistemáticamente la etapa de limpieza mediante dSPE para suelos agrícolas con propiedades diversas4. En el presente estudio, se evaluaron siete combinaciones de sorbentes para dSPE utilizando seis suelos agrícolas seleccionados para representar un rango definido de condiciones edáficas. Los resultados demostraron que la composición del paso de limpieza influyó notablemente en la eliminación de componentes de la matriz coextraídos. Aunque la eliminación de compuestos coextraídos se utilizó como criterio independiente del analito para seleccionar la configuración de dSPE más eficiente, posteriormente se evaluó el rendimiento analítico del procedimiento de limpieza optimizado mediante la evaluación del efecto de matriz (ME) y la validación del método. Al identificar una configuración de dSPE optimizada e integrarla con protectores del analito, un patrón interno deuterado (P-IS), calibración con matriz equivalente y validación de acuerdo con la guía SANTE/2020/12830 (Rev.2), este protocolo proporciona un flujo de trabajo analítico completo, práctico y simultáneo para la determinación de OPPs en suelos agrícolas con propiedades contrastantes. En lugar de representar una optimización para una única matriz de suelo, el protocolo fue diseñado para ofrecer una metodología robusta y fácilmente transferible, adecuada para laboratorios ambientales de rutina.
El mejor rendimiento de la combinación PSA+C18+adsorbente se puede atribuir a los mecanismos de retención complementarios proporcionados por los tres sorbentes. El PSA contribuye principalmente a la eliminación de coextractivos polares ácidos mediante interacciones de intercambio aniónico débil, mientras que el C18 retiene compuestos no polares mediante partición hidrofóbica12,13. La Florisil, un sorbente de silicato de magnesio, proporciona una retención adicional de constituyentes de la matriz polares y moderadamente polares mediante interacciones de enlace de hidrógeno, dipolo-dipolo y ácido-base de Lewis15,16. Los resultados respaldan este comportamiento complementario. El adsorbente por sí solo produjo una eliminación promedio de coextractivos mayor que la del PSA o el C18 individualmente. Además, agregar el adsorbente al PSA o al C18 por separado produjo solo cambios marginales en la eficiencia promedio de purificación, mientras que su inclusión en la combinación PSA+C18 dio como resultado la eliminación más alta de coextractivos entre las siete configuraciones de dSPE evaluadas. Este patrón es más consistente con la contribución del adsorbente a una retención complementaria de constituyentes de la matriz que no son eliminados eficientemente por el PSA o el C18, en lugar de actuar únicamente como una masa adicional de sorbente. Dicha complementariedad es particularmente relevante para los suelos agrícolas, donde las variaciones en el contenido de materia orgánica, la composición mineral y la textura dan lugar a perfiles de coextractivos altamente heterogéneos.
Dado que el objetivo de este estudio fue establecer un único protocolo de limpieza aplicable a suelos agrícolas con diferentes características fisicoquímicas, la selección final del sorbente consideró tanto la comparación estadística entre las configuraciones de limpieza evaluadas como la justificación analítica proporcionada por los mecanismos complementarios de retención de los tres sorbentes. La combinación de MgSO4+PSA+C18+Adsorbent logró la mayor eliminación promedio general de coextractivos, a la vez que ofreció la cobertura fisicoquímica más amplia de los coextractivos de la matriz entre las configuraciones de dSPE evaluadas. Por consiguiente, esta combinación se seleccionó para la validación posterior del método.
Los efectos de matriz (ME) siguen siendo una de las principales fuentes de incertidumbre en la determinación por GC-MS/MS de residuos de plaguicidas, particularmente en matrices heterogéneas como los suelos4,5. Aunque en este estudio el fenómeno predominante observado fue la supresión de señal, la mayoría de los analitos mostraron valores promedio de efectos de matriz dentro del rango generalmente considerado como suave a moderado (−20% a +20% y −20% a −50%, respectivamente)14,28. Este resultado es coherente con una reducción efectiva de la carga de coextractivos que llega al sistema cromatográfico. Sin embargo, aún se observó variabilidad dependiente del analito. Por ejemplo, el metidation, el paration-metilo y el pirimifos-etilo mostraron la supresión de señal promedio más intensa, mientras que el fenamifos exhibió un aumento de señal. Los efectos de matriz en GC-MS/MS son inherentemente dependientes del compuesto y surgen de interacciones entre los analitos, los constituyentes residuales de la matriz y los sitios activos dentro del sistema de inyección y la trayectoria cromatográfica. En consecuencia, los componentes residuales de la matriz pueden disminuir o aumentar la respuesta del detector dependiendo de las propiedades fisicoquímicas de cada analito y de su susceptibilidad a las interacciones superficiales. Las respuestas contrastantes observadas entre los OP fosforados evaluados reflejan por tanto principalmente un comportamiento dependiente del analito superpuesto a diferencias en la composición de la matriz del suelo. Además de la limpieza mediante dSPE, el flujo analítico incorporó una mezcla de protectores de analito previamente descrita para reducir las interacciones de los analitos con sitios activos en sistemas de GC y mejorar el rendimiento cromatográfico en el análisis de residuos de plaguicidas28,29. La persistencia de efectos de matriz específicos de cada analito a pesar de estas medidas pone de manifiesto la complejidad de las matrices de suelo y respalda el uso de curvas de calibración con matriz equivalente para una cuantificación confiable de OP fosforados en suelos con composición matricial diferente.
Los experimentos de recuperación demostraron que el método optimizado proporciona una cuantificación precisa y exacta para la mayoría de los OPP objetivo en una amplia variedad de condiciones de suelos agrícolas. La mayoría de las combinaciones analito-suelo cumplieron con los criterios de aceptación de SANTE/2020/12830 (Rev.2)11, con recuperaciones entre el 70 % y el 120 % y desviaciones estándar relativas (RSD) inferiores al 20 %. No obstante, se observaron algunas desviaciones respecto al rango de recuperación recomendado en un número limitado de combinaciones analito-suelo. Las desviaciones más relevantes estuvieron asociadas al fenamifos, pirimifos-etilo y etión, que mostraron recuperaciones bajas en matrices de suelo específicas. Además, se observaron desviaciones aisladas adicionales, principalmente recuperaciones ligeramente superiores al límite superior de aceptación en niveles individuales de fortificación, en clorpirifos, paratión-metilo, malatión y metidation. Dado que estas desviaciones no se observaron de forma consistente en todas las matrices de suelo, es probable que el comportamiento observado esté relacionado con características dependientes del compuesto combinadas con efectos de matriz (MEs). Se observó un mayor número de desviaciones en S1, que presentaba el contenido más alto de arcilla (48,5 %) entre las matrices evaluadas, lo que sugiere que las características fisicoquímicas del suelo podrían haber contribuido a una eficiencia de extracción reducida para ciertos analitos. Los minerales arcillosos ofrecen numerosos sitios de adsorción que pueden retener moléculas de pesticidas mediante interacciones superficiales, disminuyendo así su desorción durante la extracción. Se espera que la magnitud de estas interacciones dependa también de las propiedades fisicoquímicas del analito, incluyendo su afinidad por las superficies minerales. Sin embargo, la ausencia de un patrón similar en todos los suelos ricos en arcilla indica que ningún parámetro individual del suelo explica completamente las desviaciones observadas. Además, dado que el mismo procedimiento de limpieza basado en adsorbentes proporcionó un rendimiento satisfactorio para la mayoría de las combinaciones analito-suelo, no se observó evidencia de pérdidas sistemáticas asociadas con la etapa de limpieza. Aunque la contribución individual del adsorbente a la retención del analito no se evaluó por separado durante la optimización del sorbente, el buen desempeño en recuperación obtenido con el procedimiento optimizado sugiere que la inclusión de este sorbente no comprometió la determinación del analito. En conjunto, estos resultados demuestran la idoneidad del método propuesto, destacando al mismo tiempo la influencia de las interacciones analito-matriz en el rendimiento de compuestos específicos.
Aunque el método mostró un rendimiento satisfactorio en los seis suelos agrícolas evaluados, su aplicabilidad a suelos con propiedades extremas, como suelos salinos, suelos de turba, suelos con contenidos muy altos de materia orgánica, suelos altamente alcalinos o matrices enriquecidas en materiales carbonosos, aún debe establecerse. Además, la presente validación se realizó utilizando suelos agrícolas fortificados, por lo tanto, la aplicabilidad del método a muestras de campo naturalmente contaminadas aún debe confirmarse. Asimismo, dado que el método fue desarrollado y validado exclusivamente para OPP, no puede asumirse su idoneidad para otras clases de pesticidas. A pesar de estas limitaciones, el protocolo proporciona un enfoque estandarizado para la determinación de residuos de OPP en suelos agrícolas y puede aplicarse en programas de monitoreo ambiental, estudios sobre el destino y transporte de pesticidas, investigaciones de evaluación de riesgos y actividades de vigilancia regulatoria. Las investigaciones futuras deberían evaluar la transferibilidad de la estrategia de limpieza optimizada a otros tipos de suelos y clases de pesticidas, así como explorar mejoras orientadas a incrementar los rendimientos de recuperación para compuestos que presentan baja eficiencia de extracción en matrices ricas en arcilla.
En conjunto, el flujo de trabajo propuesto combina una limpieza por dSPE optimizada, calibración con matriz equivalente, estandarización con patrón interno y protectores del analito en un único protocolo validado para la determinación simultánea de OPP en suelos agrícolas. La evaluación sistemática de combinaciones de sorbentes en suelos con propiedades fisicoquímicas contrastantes proporciona orientación práctica para seleccionar condiciones de limpieza capaces de minimizar los efectos de matriz (ME) manteniendo un rendimiento analítico satisfactorio. Por lo tanto, el protocolo ofrece un enfoque reproducible que puede apoyar el monitoreo ambiental, estudios sobre el destino de pesticidas y la determinación rutinaria de residuos en suelos agrícolas con características edáficas diversas.
Divulgaciones
Durante la preparación de este trabajo, los autores utilizaron la versión gratuita de Claude (Anthropic) para ayudar en el diseño de la disposición gráfica de Figura 3 y la versión gratuita de ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI) para asistencia con la gramática y la ortografía. Tras utilizar estas herramientas, los autores revisaron y editaron cuidadosamente todo el contenido según fuera necesario. Todo el contenido científico, los datos, los análisis y las conclusiones fueron generados, verificados y aprobados por los autores, quienes asumen total responsabilidad por la exactitud e integridad del artículo publicado.
Agradecimientos
Los autores agradecen sinceramente a la Universidad EAN y a su Oficina de Gestión de Investigación y Transferencia por apoyar esta investigación. Los autores también agradecen a los Laboratorios de la Universidad EAN por proporcionar las instalaciones analíticas y los recursos técnicos necesarios para llevar a cabo este trabajo, incluido el acceso al equipo de GC-MS/MS utilizado a lo largo del estudio. Este trabajo fue financiado por la Gestión de Investigación y Transferencia, Universidad EAN, Bogotá D.C., Colombia.
Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| 3-Etoxi-1,2-propanodiol (etilglicerol) | Sigma Aldrich | 260428-1G | |
| Ácido acético | Sigma Aldrich | 695092 | |
| Aetonitrilo | Merck | 1006652500 | |
| Autosampler AOAC 20i/s | Shimadzu | 221-723115-58 | |
| Balanza | OHAUS | PA224 | |
| C18 | Sigma Aldrich | 52600-U | |
| Tubos centrífugos, 2 mL | Eppendorf | 4610-1815 | |
| Tubos centrífugos, 50 mL | Nest | 602002 | |
| Centrífuga Z206A | MERMLE | 6019500118 | |
| Columna SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µm | Shimadzu | 221-75954-30 | |
| Recipiente, con tapa, de vidrio ámbar, 1000 mL | Sigma Aldrich | Z674176 | |
| Desecador | Simax | 415262302 | |
| Dispensette 5-50 mL | BRAND | 4600361 | |
| D-Sorbitol | Sigma Aldrich | 240850-5G | |
| Acetato de etilo | Merk | 1313181212 | |
| Florisil <200 mesh, polvo fino | Sigma Aldrich | 288705-50G | |
| Ácido fórmico | Merck | 1002641000 | |
| GCMS-TQ8040 | Shimadzu | 211552 | |
| Jeringa de inyección | Shimadzu | LC2213461800 | |
| Ácido L-gulónico γ-lactona | Sigma Aldrich | 310301-5G | |
| Linner sin división | Shimadzu | 221-4887-02 | |
| Sulfato de magnesio (anhidro) | Sigma Aldrich | M7506-2KG | |
| Metanol | Panreac | 131091.12.12 | |
| Agua ultrapura Milli-Q (tipo 1) | Millipore | F4H4783518 | |
| Puntas de pipeta 10 - 100 µL | Biologix | 200010 | |
| Puntas de pipeta 100 - 1000 µL | Brand | 541287 | |
| Puntas de pipeta 20 - 200 µL | Brand | 732028 | |
| Pipetas Pasteur | NORMAX | 5426023 | |
| Pipeta Transferpette S variable 10 - 100 µL | BRAND | 704774 | |
| Pipeta Transferpette S variable 100 - 1000 µL | BRAND | 704780 | |
| Pipeta Transferpette S variable 20 - 200 µL | SCILOGEX | 712111099999 | |
| Amina primaria-secundaria (PSA) | Sigma Aldrich | 52738-U | |
| Refrigerador/congelador | Haceb | NEV ALC 404 | |
| Ácido shikímico | Sigma Aldrich | S5375-1G | |
| Acetato de sodio | Sigma Aldrich | 241245-1KG | |
| Software GCMSsolution | Shimadzu | 223-18472-92 | |
| Malla de acero inoxidable de 2 mm | Pinzuar | PS33N10 | |
| Tubo de ensayo, de vidrio, 10 mL | Sigma Aldrich | BR114508 | |
| Tolueno | Merck | 1083252500 | |
| Fosfato de trifenilo (I-IS) | Sigma Aldrich | 241288-50G | |
| Viales con inserto fundido, 0,3 mL | Sigma Aldrich | 29398-U | |
| Viales, con tapa roscada, de vidrio ámbar, 15 mL | Sigma Aldrich | 27088-U | |
| Frasco aforado, 10 mL | Sigma Aldrich | DKW28017-10 | |
| Vórtex | Scilogex | 82120004 | |
| Plaguicidas | |||
| Clorpirifos | Sigma Aldrich | 45395-100MG | 2921-88-2 |
| Clorpirifos-metilo | Sigma Aldrich | 45396-250MG | 5598-13-0 |
| Clorpirifos-metilo-d10 (P-IS) | Sigma Aldrich | 90047-5MG | 285138-81-0 |
| Etión | Sigma Aldrich | 45477-250MG | 563-12-2 |
| Fenamifos | Sigma Aldrich | 45483-250MG | 22224-92-6 |
| Fenitrotión | Sigma Aldrich | 45487-250MG | 122-14-5 |
| Fentión | Sigma Aldrich | 36552-250MG | 55-38-9 |
| Malatión | Sigma Aldrich | 36143-100MG | 121-75-5 |
| Metidatión | Sigma Aldrich | 36158-100MG | 950-37-8 |
| Paratión-metilo | Sigma Aldrich | 36187-100MG | 298-00-0 |
| Pirimifos-etilo | Sigma Aldrich | 45628-250MG | 23505-41-1 |
| Pirimifos-metilo | Sigma Aldrich | 32058-250MG | 29232-93-7 |
| Tolclofos-metilo | Sigma Aldrich | 31209-250MG | 5701804-9 |
Referencias
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