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Artículo de método

QuEChERS modificado para el análisis de pesticidas organofosforados en suelos agrícolas mediante cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem

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DOI:

10.3791/72745

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18 de septiembre de 2026

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1Departamento de Ciencias Básicas, Facultad de Ingeniería, Universidad EAN

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe un método modificado Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) con una limpieza por extracción en fase sólida dispersiva basada en un adsorbente de silicato de magnesio para la determinación multirresiduo de pesticidas organofosforados en suelos agrícolas mediante cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem, mejorando la eliminación de coextractos, minimizando las interferencias analíticas relacionadas con la matriz y permitiendo una cuantificación fiable a niveles de trazas.

Resumen

La determinación precisa de residuos de pesticidas organofosforados (OPP) en suelos agrícolas mediante cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem (GC-MS/MS) suele verse obstaculizada por efectos de señal inducidos por la matriz, causados por materia orgánica coextraída, sustancias húmicas y interferentes asociados a minerales. Las estrategias convencionales de purificación Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) pueden no eliminar suficientemente los componentes de la matriz en extractos de suelos complejos, comprometiendo el rendimiento analítico. Este estudio presenta un protocolo QuEChERS modificado que incorpora un adsorbente en la purificación por extracción en fase sólida dispersiva con mezcla de sorbentes (dSPE) para la determinación simultánea de 12 OPP en suelos agrícolas mediante GC-MS/MS. Se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE en seis suelos agrícolas con propiedades edáficas variables. La eliminación de coextractos se cuantificó gravimétricamente, y la combinación de amina primaria-secundaria, octadecilsilano y un adsorbente de silicato de magnesio (50 mg cada uno, junto con 150 mg de sulfato de magnesio anhidro) logró la mayor eliminación promedio de coextractos (88 %). Se incorporaron protectores del analito, compuestos por etilglicerol, L-gulonato γ-lactona, D-sorbitol y ácido shikímico, en los extractos finales para minimizar los efectos de la matriz, mientras que la calibración con matriz equivalente compensó la variación específica de la señal en cada suelo. Se utilizaron clorpirifos-metil-d10 y fosfato de trifenilo como estándares internos de procedimiento y de inyección, respectivamente. Las curvas de calibración con matriz equivalente (5–600 µg/kg) mostraron una excelente linealidad, con coeficientes de determinación ≥0,9933 para la mayoría de las combinaciones analito-suelo. Se empleó el límite de detección (5 µg/kg) para la evaluación de la linealidad, mientras que el límite de cuantificación del método se estableció en 50 µg/kg como el nivel más bajo validado. La exactitud y la precisión evaluadas en tres niveles de recuperación (50, 200 y 400 µg/kg, n = 5 por nivel) mostraron recuperaciones entre el 70 % y el 120 %, con desviaciones estándar relativas ≤20 % para la mayoría de las combinaciones analito-suelo, cumpliendo así con los criterios de desempeño de SANTE/2020/12830 (Rev.2). Solo se observaron recuperaciones más bajas para fenamifos, pirimifos-etilo y etión en ciertas matrices de suelo. Los resultados demuestran que el adsorbente de silicato de magnesio mejora la purificación dSPE al reducir los coextractos y que su combinación con protectores del analito y calibración con matriz equivalente permite una determinación fiable de múltiples residuos de OPP en matrices de suelo complejas mediante GC-MS/MS.

Introducción

Los plaguicidas organofosforados (POF) siguen siendo una de las clases más ampliamente utilizadas de agroquímicos en todo el mundo debido a la eficacia de amplio espectro y versatilidad de esta clase de plaguicidas en la protección de cultivos1. Aunque muchos POF se degradan en el medio ambiente más rápidamente que los plaguicidas organoclorados, la aplicación generalizada y recurrente de estos compuestos provoca su presencia continua en suelos agrícolas2. El suelo actúa como el compartimento ambiental principal que recibe los aportes de plaguicidas y puede funcionar como un reservorio temporal desde el cual los residuos pueden transferirse a los cultivos, aguas superficiales, aguas subterráneas y ecosistemas circundantes3. La presencia de residuos de POF es motivo de preocupación porque se ha asociado a efectos neurotóxicos en humanos mediante la inhibición de la actividad de la acetilcolinesterasa, así como a impactos adversos sobre organismos no objetivo, comunidades microbianas del suelo y el funcionamiento de los ecosistemas2. Por lo tanto, la presencia de residuos de POF en suelos agrícolas puede contribuir a la pérdida de biodiversidad, al desequilibrio ecológico y a la exposición ambiental a través de rutas en la cadena alimentaria y por agua3. La determinación confiable de residuos de POF es por ende esencial para generar datos de presencia de alta calidad, apoyar evaluaciones de exposición ambiental y mejorar la comprensión del destino ambiental de los POF bajo diferentes condiciones agrícolas. Además, los métodos analíticos desarrollados y optimizados utilizando un solo tipo de suelo no necesariamente ofrecen un rendimiento equivalente cuando se aplican a suelos con características fisicoquímicas contrastantes4,5, lo que resalta la importancia de evaluar la aplicabilidad del método en diversos entornos agrícolas. Sin embargo, la cuantificación a niveles traza sigue siendo un desafío porque los suelos agrícolas presentan una variabilidad fisicoquímica considerable, que influye en la eficiencia de extracción, los efectos de matriz (EM) y el rendimiento analítico general6.

Se reconoce ampliamente a la cromatografía de gases con espectrometría de masas en tándem (GC-MS/MS) como una técnica analítica de referencia para la determinación multirresiduo de OPPs a niveles traza en matrices complejas7,8. Sin embargo, la cuantificación precisa depende no solo del rendimiento instrumental, sino también de la eficacia de la preparación de la muestra. Los extractos de suelo comúnmente contienen componentes de la matriz coextraídos que llegan al sistema cromatográfico junto con los analitos objetivo y pueden alterar la respuesta del analito mediante supresión o potenciación de la señal4,5,6. La magnitud de estos efectos varía considerablemente entre diferentes suelos e está influenciada por factores como el contenido de materia orgánica, la fracción de arcilla, la composición mineral y el pH. En consecuencia, los efectos de matriz (MEs) siguen siendo una de las principales fuentes de incertidumbre analítica en la determinación de pesticidas basada en GC-MS/MS, lo que resalta la necesidad de estrategias de limpieza capaces de reducir la carga de coextractos mientras se preserva la recuperación del analito5,9,10. Además, la generación de datos de residuos confiables requiere el cumplimiento de criterios de desempeño analítico aceptados internacionalmente para garantizar la exactitud del método, la comparabilidad entre estudios y la idoneidad para aplicaciones de monitoreo ambiental11.

El método Quick-Easy-Cheap-Effective-Rugged-Safe (QuEChERS) se ha convertido en el enfoque más ampliamente utilizado para la preparación de muestras en el análisis multirresiduos de pesticidas debido a su simplicidad, bajo consumo de disolvente y amplia aplicabilidad en matrices agrícolas4,12,13. Su diseño modular y flexible ha permitido una adaptación extensa a diversos tipos de muestras y aplicaciones analíticas, lo que ha contribuido a su amplia adopción en el análisis multirresiduos contemporáneo y a su frecuente asociación con la química analítica sostenible debido al reducido consumo de disolventes y a la simplificación de la preparación de muestras. Esta adaptabilidad también permite personalizar el método mediante la selección de condiciones de extracción y limpieza según las características específicas de cada matriz. En el análisis de suelos, la eficacia del paso de limpieza mediante extracción en fase sólida dispersiva (dSPE) es fundamental, ya que la eliminación insuficiente de componentes de la matriz coextraídos puede afectar negativamente el rendimiento analítico de la determinación subsiguiente por GC-MS/MS4,14. Las combinaciones convencionales de sorbentes basadas en amina primaria-secundaria (PSA) y octadecilsilano (C18) a menudo proporcionan una eliminación limitada de los componentes húmicos polares, que son uno de los principales responsables de los efectos de señal inducidos por la matriz en extractos de suelos agrícolas14. La Florisil, un adsorbente de silicato de magnesio con afinidad por compuestos que abarcan un amplio rango de polaridad, ha demostrado un rendimiento prometedor en la limpieza de matrices alimentarias y vegetales15,16. Sin embargo, su contribución a estrategias de limpieza dSPE con mezclas de sorbentes para suelos agrícolas sigue estando insuficientemente caracterizada, particularmente en suelos con diversas propiedades fisicoquímicas17,18,19,20,21.

Este estudio presenta un protocolo QuEChERS modificado en el que se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE en seis suelos agrícolas con diferentes valores de pH, contenido de materia orgánica y textura. El estudio se basó en la hipótesis de que la incorporación del adsorbente de silicato de magnesio en la limpieza dSPE con mezclas de sorbentes mejoraría la eliminación de componentes de matriz coextraídos de extractos de suelo agrícola. La selección del sorbente se basó en la evaluación gravimétrica de la eliminación de coextractos, y la combinación que proporcionó la mayor eficiencia media de limpieza se sometió posteriormente a una validación analítica completa. El procedimiento optimizado se validó para la determinación simultánea de 12 OPP mediante normalización con patrón interno, calibración con matriz equivalente y GC-MS/MS. Además, se incorporaron protectores del analito (etilglicerol, L-gulónico ácido γ-lactona, D-sorbitol y ácido shikímico) en el protocolo final como estrategia complementaria para minimizar los efectos residuales de la señal inducidos por la matriz. Al integrar una optimización sistemática de la limpieza con una validación analítica exhaustiva en suelos con propiedades fisicoquímicas contrastantes, este protocolo proporciona un flujo de trabajo robusto y reproducible que puede facilitar la determinación de residuos de pesticidas en suelos agrícolas heterogéneos.

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Protocolo

Los datos de origen que respaldan la optimización experimental del procedimiento de purificación mediante dSPE, el conjunto de datos del efecto de matriz y la caracterización fisicoquímica de los seis suelos agrícolas se han depositado en Zenodo y están disponibles públicamente en el DOI: 10.5281/zenodo.21644870. Los detalles de los reactivos y el equipo utilizados se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Muestreo y preparación del suelo

NOTA: Para garantizar la seguridad personal, se recomienda usar una bata de laboratorio, protección para los ojos y guantes de nitrilo durante todo este protocolo.

  1. Recolectar una muestra compuesta de suelo en bloque de la capa superior (0–10 cm) en cada ubicación agrícola seleccionada, combinando 8 submuestras individuales recopiladas mediante un diseño de muestreo sistemático con cuadrícula cuadrada22.
    NOTA: El diseño de cuadrícula cuadrada de 8 puntos se ajusta a las recomendaciones de la Autoridad de Protección Ambiental de Nueva Gales del Sur (NSW EPA) para sitios de aproximadamente 1000 m2 (0,1 ha)22.
  2. Combine y mezcle completamente estas submuestras en el campo para obtener una sola muestra compuesta representativa (≥500 g) por ubicación, estableciendo una línea de base de matriz homogeneizada para la evaluación del rendimiento del método.
    NOTA: El muestreo compuesto se utiliza aquí únicamente para estandarizar los efectos del fondo de la matriz en la optimización y validación del método. En el marco regulatorio para evaluaciones de tierras contaminadas desconocidas o del mundo real, el muestreo compuesto está estrictamente restringido por la EPA de Nueva Gales del Sur debido a los riesgos de dilución química.22. Para la caracterización real del sitio o la detección de puntos calientes, las muestras de los nodos de la cuadrícula deben mantenerse separadas y analizarse individualmente para evitar falsos negativos y preservar los datos de varianza espacial.
  3. Transporte las muestras de suelo al laboratorio en recipientes de vidrio ámbar herméticos y en condiciones de oscuridad.
    NOTA: Se prefieren los recipientes de vidrio frente a las bolsas de polietileno para minimizar las pérdidas por adsorción de OPP hidrófobos o semivolátiles sobre superficies plásticas y reducir el riesgo de lixiviación de contaminantes o interacciones entre el polímero y el analito. Las condiciones oscuras minimizan la fotodegradación de compuestos sensibles a la luz durante el transporte.
  4. Seque las muestras al aire a temperatura ambiente en ausencia de luz directa hasta que alcancen peso constante.
    NOTA: Se aplica el secado al aire para estandarizar el contenido de humedad del suelo y garantizar que los resultados se informen en base al peso seco, mejorando así la comparabilidad entre muestras con diferentes contenidos naturales de agua. Se evita el secado forzado en horno para prevenir posibles pérdidas de OPPs termolábiles o semivolátiles y alteraciones en la estructura de la materia orgánica del suelo y sus propiedades de sorción.
  5. Romper manualmente los agregados del suelo y tamizar a través de una malla de acero inoxidable de 2 mm. Almacenar los suelos homogenizados en recipientes de vidrio ámbar herméticos, en condiciones oscuras y refrigeradas a 4 °C hasta la extracción.
    NOTA: Las características fisicoquímicas de los seis suelos utilizados en este estudio estaban disponibles a partir de análisis rutinarios previos del suelo. Estos datos se utilizaron únicamente para seleccionar suelos agrícolas que abarcaran un amplio rango de pH (suelo:H2O, 1:223, contenido de materia orgánica (método Walkey-Black)24y textura (método Bouyoucos)25 para la evaluación del método.

2. Preparación de reactivos, estándares y soluciones de estándar interno

NOTA: A menos que se indique lo contrario, las soluciones individuales de pesticidas en stock, las soluciones estándar de trabajo mezcladas, las soluciones de estándar interno de procedimiento (P-IS) y de estándar interno de inyección (I-IS), las soluciones de recuperación y las soluciones estándar de calibración se preparan en matraces aforados de 10 mL, se transfieren a viales de vidrio ámbar y se almacenan a −20 °C hasta su uso. Se incorporaron la calibración con matriz emparejada, los protectores de analitos, el P-IS y el I-IS porque cada uno aborda una fuente diferente de variabilidad analítica, mejorando así la robustez del análisis cuantitativo en matrices de suelo complejas.

  1. Prepare soluciones stock individuales de cada uno de los 12 estándares comerciales de OPP (ver Tabla de Materiales) a 1000 mg/L en tolueno.
  2. Combine volúmenes adecuados de las soluciones stock individuales para preparar una solución estándar de trabajo mixta en acetonitrilo (ACN) a 400 mg/L.
    NOTA: Esta solución estándar de trabajo mixta se utiliza posteriormente para la preparación de soluciones de recuperación y calibración.
  3. Prepare clorpirifos-metilo-d10 como P-IS en ACN a 750 mg/L. Agréguelo durante la extracción (paso 3.2) para monitorear y corregir la variabilidad del procedimiento.
    NOTA: Se seleccionó el clorpirifos-metilo-d10 como P-IS porque, al ser un OPP marcado isotópicamente, exhibe un comportamiento fisicoquímico similar al de los analitos objetivo, al tiempo que permanece fácilmente distinguible mediante MS/MS.
  4. Prepare fosfato de trifenilo como I-IS en ACN a 1050 mg/L. Agréguelo inmediatamente antes del análisis instrumental (paso 4.2.4) para corregir la variabilidad de inyección.
  5. Prepare soluciones stock de recuperación en ACN acidificado con ácido fórmico al 0,05% (v/v) para obtener concentraciones finales equivalentes al suelo de 50 µg/kg, 200 µg/kg y 400 µg/kg para los OPP cuando se añaden 300 µL a 5 g de suelo negro antes de la extracción. Prepare una solución separada de P-IS correspondiente a una muestra equivalente de 200 µg/kg.
    NOTA: La acidificación con ácido fórmico mejora la estabilidad de los OPP durante el almacenamiento.
  6. Prepare soluciones de calibración que contengan los 12 OPP y clorpirifos-metilo-d10 en ACN con ácido fórmico al 0,05% (v/v), correspondientes a concentraciones finales equivalentes al suelo de 5, 10, 25, 75, 200, 400 y 600 µg/kg para los analitos y 200 µg/kg para el P-IS.
    NOTA: Estas soluciones se utilizan posteriormente para la preparación de curvas de calibración con matriz emparejada para cada matriz de suelo, que se ajustaron mediante regresión lineal no ponderada. El límite de detección (LOD) y el límite de cuantificación (LOQ) se definieron según el documento orientativo SANTE/2020/12830 (Rev.2). El LOD se consideró el nivel más bajo de calibración en la matriz, mientras que el LOQ correspondió al nivel de concentración validado más bajo, que demostró recuperación y precisión aceptables.
  7. Prepare una mezcla de protectores de analitos compuesta por etilglicerol (100 g/L), L-gulónico ácido γ-lactona (10 g/L), D-sorbitol (10 g/L) y ácido shikímico (5 g/L) en ACN:agua (1:1, v/v) acidificado con ácido fórmico al 0,1%. Almacénelo a −20 °C. Agréguelo inmediatamente antes del análisis instrumental (paso 4.2.4) para mitigar el efecto de la matriz (ME).

3. Extracción QuEChERS

  1. Pese 5,00 g ± 0,01 g de suelo secado al aire y tamizado en un tubo cónico de polipropileno de 50 mL.
  2. Para los experimentos de recuperación, agregue la solución de IS-P (preparada en el paso 2.3) y la solución de recuperación adecuada (preparada en el paso 2.5) para obtener concentraciones finales de 200 µg/kg para clorpirifos-metil-d10 y de 50, 200 o 400 µg/kg para los OPP objetivo (n = 5 por nivel de recuperación para cada suelo).
    NOTA: Para los experimentos de recuperación, se agregan tanto la solución de IS-P como la de pesticidas antes de la extracción, tal como se describe en el paso 3.2. Para el análisis rutinario de muestras de suelo, solo se agrega el IS-P antes de la extracción para compensar la variabilidad del procedimiento durante la preparación y el análisis de las muestras. Para la preparación de extractos de calibración con matriz emparejada, no se agregan ni el IS-P ni los patrones de pesticidas durante la extracción; se preparan extractos de suelo en blanco, y los patrones de calibración que contienen tanto los analitos como el IS-P (preparados en el paso 2.6) se añaden después de la limpieza (véase el paso 4.2.4).
  3. Vortexee durante 30 s y deje que las muestras fortificadas se equilibren durante 10 min a temperatura ambiente.
    NOTA: El período de equilibrio favorece la interacción entre los analitos fortificados y la matriz del suelo antes de la extracción, mejorando la representatividad de los experimentos de recuperación.
  4. Agregue 10 mL de agua desionizada y agite manualmente durante 30 s para asegurar una humectación completa de la matriz del suelo.
    NOTA: La rehidratación mejora la desorción de los analitos de las partículas del suelo y facilita una partición eficiente durante la extracción.
  5. Agregue 10 mL de ACN que contenga 1 % (v/v) de ácido acético. Tape inmediatamente el tubo y agite vigorosamente durante 2 min.
  6. Agregue 6,0 g de sulfato de magnesio anhidro (MgSO4) y 1,5 g de acetato de sodio, y agite inmediatamente el tubo vigorosamente durante 1 min.
    NOTA: La agitación inmediata tras la adición de las sales es esencial para garantizar una partición eficiente de fases y evitar la formación de agregados de sal.
  7. Centrifugue a 1800 × g durante 5 min.
  8. Transfiera la fase superior de ACN a un tubo limpio para la posterior limpieza mediante dSPE.

4. Limpieza por extracción en fase sólida dispersiva

NOTA: Esta sección consta de dos enfoques. Primero, se evaluaron siete combinaciones de sorbentes dSPE para identificar la composición de limpieza que proporcionara la mayor eliminación promedio de coextractivos en seis suelos agrícolas. Posteriormente, la combinación de sorbentes seleccionada se aplicó como el procedimiento de limpieza optimizado para la validación del método según el Documento Orientador de la Dirección General de Salud y Seguridad Alimentaria de la Comisión Europea (DG SANTE) SANTE/2020/12830 (Rev.2)11.

  1. Optimización de combinaciones de sorbentes para dSPE
    ​NOTA: Se seleccionó la eliminación coextractiva gravimétrica como criterio de optimización porque proporciona una medida independiente del analito de la eficiencia de limpieza. Las cantidades de sorbente evaluadas corresponden a las proporciones convencionales ampliamente utilizadas en procedimientos dSPE basados en QuEChERS, facilitando así la adopción del protocolo propuesto en laboratorios analíticos de rutina.
    1. Prepare tubos microcentrífugos de 2 mL que contengan las siguientes combinaciones de sorbentes: (i) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA; (ii) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de C18; (iii) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio; (iv) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA + 50 mg de C18; (v) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio; (vi) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de C18 + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio; (vii) 150 mg de MgSO4 anhidro + 50 mg de PSA + 50 mg de C18 + 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio.
    2. Transfiera alícuotas de 1,0 mL del extracto obtenido en el paso 3.8 a cada tubo de dSPE.
      NOTA: Realice todas las evaluaciones de sorbentes por triplicado para cada suelo. Las alícuotas utilizadas para comparación deben provenir del mismo extracto para asegurar que las diferencias en la eliminación de coextractivos se deban exclusivamente a la composición de limpieza.
    3. Vortexee durante 1 min y centrifugue a 1800 × g durante 5 min.
    4. Transfiera 1,0 mL de cada extracto purificado a un tubo de ensayo de vidrio previamente secado y pesado. Evapore el disolvente hasta sequedad bajo una corriente suave de nitrógeno a 40 °C.
    5. Deje enfriar el tubo de ensayo en un desecador hasta temperatura ambiente y determine la masa del residuo restante. Calcule la masa de coextractivos restando el peso inicial del tubo de ensayo vacío del peso final tras la evaporación del disolvente.
    6. Determine la cantidad de coextractivos presentes en extractos sin limpieza mediante dSPE evaporando alícuotas equivalentes de extracto no tratado en condiciones idénticas.
    7. Calcule el porcentaje de eliminación coextractiva según la Ecuación 126:
      Fórmula de equilibrio estático para el porcentaje de eliminación de coextractivos; diagrama de ecuación química.
    8. Calcule la eliminación media de coextractivos a partir de las determinaciones por triplicado para cada combinación de sorbentes y suelo. Luego, calcule la eliminación promedio a través de los seis suelos agrícolas para cada combinación de sorbentes.
    9. Evalúe las diferencias entre combinaciones de sorbentes mediante análisis de varianza (ANOVA) bajo un diseño de bloques completos al azar (RCBD), considerando la combinación de sorbentes como el factor tratamiento y la matriz del suelo como el factor de bloqueo. Antes del ANOVA, evalúe la normalidad de los residuos y la homogeneidad de las varianzas mediante las pruebas de Shapiro-Wilk y Levene, respectivamente. Realice comparaciones por pares utilizando la prueba HSD de Tukey al nivel de significancia α = 0,05.
    10. Seleccione la composición de limpieza basándose en la evaluación combinada del análisis estadístico y la eliminación media global de coextractivos.
      NOTA: Reducir la carga de coextractivos minimiza la introducción de componentes de la matriz en el sistema cromatográfico, mejorando así el rendimiento cromatográfico, reduciendo la contaminación del sistema GC-MS/MS y disminuyendo los requisitos de mantenimiento del instrumento.
      NOTA: La combinación que contiene PSA, C18 y el adsorbente de silicato de magnesio (50 mg cada uno, junto con 150 mg de MgSO4 anhidro) logró la mayor eliminación media de coextractivos y, por lo tanto, se seleccionó como el procedimiento de limpieza optimizado para todos los análisis posteriores.
  2. Aplicación del procedimiento de limpieza dSPE optimizado
    1. Transfiera 1,0 mL del extracto obtenido en el paso 3.8 a un tubo microcentrífugo de 2 mL que contenga 150 mg de MgSO4 anhidro, 50 mg de PSA, 50 mg de C18 y 50 mg de adsorbente de silicato de magnesio.
    2. Vortexee durante 1 min para asegurar la interacción completa entre el extracto y los sorbentes.
    3. Centrifugue a 1800 × g durante 5 min.
    4. Transfiera 200 µL del sobrenadante purificado a un vial de muestreador automático y añada 20 µL de la mezcla de protectores de analitos preparada en el paso 2.7 y 50 µL de la solución de fosfato de trifenilo preparada en el paso 2.4. Mezcle bien antes del análisis instrumental.
      NOTA: Para la calibración con matriz equivalente, prepare extractos en blanco a partir de cada suelo siguiendo los procedimientos de extracción y limpieza descritos en los pasos 3 y 4.2, sin adición de pesticidas ni del P-IS. Tras la limpieza, transfiera 200 µL del extracto en blanco purificado a siete viales separados de muestreador automático y añada las soluciones de calibración preparadas en el paso 2.6 para obtener concentraciones finales de 5, 10, 25, 75, 200, 400 y 600 µg/kg para los analitos y 200 µg/kg para el P-IS. Añada 20 µL de la mezcla de protectores de analitos y 50 µL de fosfato de trifenilo a cada vial según se describe en el paso 4.2.4, obteniendo un volumen final de 270 µL por vial. Elabore curvas independientes de calibración con matriz equivalente para cada matriz de suelo. Las concentraciones equivalentes al suelo se basan en la alícuota de 200 µL de extracto purificado, que representa el extracto obtenido de la muestra original de 5 g de suelo. La adición posterior de protectores de analitos y del I-IS aumenta el volumen final del vial, pero no modifica la cantidad de suelo representada por la alícuota del extracto. Para la calibración basada en disolvente, sustituya la alícuota de 200 µL de extracto de suelo purificado por 200 µL de ACN y prepare viales de calibración utilizando las mismas concentraciones de analitos, concentración de P-IS, concentración de I-IS y mezcla de protectores de analitos empleadas en la calibración con matriz equivalente. Estas curvas de calibración basadas en disolvente se utilizan posteriormente para la evaluación del efecto de matriz (ME).
    5. Realice el análisis instrumental utilizando un sistema GC-MS/MS.

5. Análisis y adquisición de datos por GC-MS/MS

NOTA: En Varela-Martínez et al.27 están disponibles descripciones detalladas de la configuración del GC-MS/MS y los procedimientos de adquisición de datos. A continuación se resumen los principales parámetros cromatográficos y espectrométricos de masas.

  1. Utilice un sistema de GC-EM/EM equipado con un espectrómetro de masas de triple cuadrupolo, una fuente de ionización por electrones (EI) operada a −70 eV y un muestreador automático.
  2. Instale una columna capilar de sílice fundida de baja polaridad (30 m × 0,25 mm de diámetro interno × 0,25 µm de espesor de película) y utilice helio como gas portador a un flujo constante de 1,2 mL/min.
  3. Antes del análisis, verifique la disponibilidad del instrumento, incluyendo el suministro de gas portador, el rendimiento del sistema de vacío, el estado de la jeringa y los niveles de solvente de lavado del muestreador automático. Realice la calibración del instrumento según las recomendaciones del fabricante.
    NOTA: Verifique que el vacío operativo cumpla con las especificaciones recomendadas por el fabricante del instrumento antes de iniciar cualquier secuencia analítica.
  4. Establezca el programa de temperatura del horno de CG de la siguiente manera: temperatura inicial de 50 °C durante 1 min; aumente hasta 180 °C a 25 °C/min; luego hasta 230 °C a 5 °C/min; y finalmente hasta 290 °C a 25 °C/min. Mantenga la temperatura final durante 6 min. El tiempo total de análisis es de 24,6 min.
  5. Establezca la temperatura del puerto de inyección en 250 °C y realice inyecciones de 1 µL en modo sin división. Abra el venteo de división 1 min después de la inyección.
    NOTA: Para minimizar la retención residual, enjuague la jeringa del muestreador automático secuencialmente con metanol, acetato de etilo y ACN entre inyecciones.
  6. Establezca la temperatura de la línea de transferencia del EM en 250 °C y la temperatura de la fuente de iones en 300 °C.
  7. Adquiera los datos en modo de monitoreo de reacciones múltiples (MRM) utilizando las transiciones ión precursor-producto listadas en Tabla 1.
  8. Cuantifique los analitos utilizando curvas de calibración emparejadas con la matriz, preparadas para cada matriz de suelo. Calcule las concentraciones de los analitos a partir de la relación entre el área del pico del analito y el área del pico de clorpirifos-metil-d10.
  9. Utilice el fosfato de trifenilo como I-IS para verificar la consistencia de las inyecciones a lo largo de la secuencia analítica.
  10. Calcule los efectos de matriz (ME) según Ecuación 228:
    Fórmula del efecto de matriz, ME(%)=[Pendiente_matriz/Pendiente_solvente-1]x100, fórmula de química analítica.
    donde los valores negativos indican supresión de señal y los valores positivos indican potenciación de señal.
    NOTA: Se presenta un esquema general del flujo de trabajo analítico completo en Figura 1.

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Resultados

Los seis suelos agrícolas seleccionados para la evaluación del método representaron una amplia gama de propiedades del suelo (ver Tabla 2), incluyendo valores de pH (suelo:H2O, 1:2) que oscilaron entre 4,67 y 7,31, contenidos de materia orgánica entre 0,18% y 6,46%, y fracciones de arcilla entre 22,9% y 48,5%. Cinco suelos procedían de regiones agrícolas de Colombia y uno de España. Esta diversidad se incorporó intencionadamente para evaluar la robustez del procedimiento de limpieza propuesto ...

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Discusión

La determinación de residuos de pesticidas en suelos sigue siendo un desafío analítico debido a la alta variabilidad en las propiedades fisicoquímicas del suelo y las diferencias resultantes en la composición de los compuestos coextraídos4,5,6,14,17,18,19,20

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Divulgaciones

Durante la preparación de este trabajo, los autores utilizaron la versión gratuita de Claude (Anthropic) para ayudar en el diseño de la disposición gráfica de Figura 3 y la versión gratuita de ChatGPT (GPT-5.5, OpenAI) para asistencia con la gramática y la ortografía. Tras utilizar estas herramientas, los autores revisaron y editaron cuidadosamente todo el contenido según fuera necesario. Todo el contenido científico, los datos, los análisis y las conclusiones fueron generados, verificados y aprobados por los autores, quienes asumen total responsabilidad por la exactitud e integridad del artículo publicado.

Agradecimientos

Los autores agradecen sinceramente a la Universidad EAN y a su Oficina de Gestión de Investigación y Transferencia por apoyar esta investigación. Los autores también agradecen a los Laboratorios de la Universidad EAN por proporcionar las instalaciones analíticas y los recursos técnicos necesarios para llevar a cabo este trabajo, incluido el acceso al equipo de GC-MS/MS utilizado a lo largo del estudio. Este trabajo fue financiado por la Gestión de Investigación y Transferencia, Universidad EAN, Bogotá D.C., Colombia.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
3-Etoxi-1,2-propanodiol (etilglicerol)Sigma Aldrich260428-1G
Ácido acéticoSigma Aldrich695092
AetonitriloMerck1006652500
Autosampler AOAC 20i/sShimadzu221-723115-58
BalanzaOHAUSPA224
C18Sigma Aldrich52600-U
Tubos centrífugos, 2 mLEppendorf4610-1815
Tubos centrífugos, 50 mLNest602002
Centrífuga Z206AMERMLE6019500118
Columna SH-Rxi-5sil MS, 30 m x 0,25 mm, 0,25 µmShimadzu221-75954-30
Recipiente, con tapa, de vidrio ámbar, 1000 mLSigma AldrichZ674176
DesecadorSimax415262302
Dispensette 5-50 mLBRAND4600361
D-SorbitolSigma Aldrich240850-5G
Acetato de etiloMerk1313181212
Florisil <200 mesh, polvo finoSigma Aldrich288705-50G
Ácido fórmicoMerck1002641000
GCMS-TQ8040Shimadzu211552
Jeringa de inyecciónShimadzuLC2213461800
Ácido L-gulónico γ-lactonaSigma Aldrich310301-5G
Linner sin divisiónShimadzu221-4887-02
Sulfato de magnesio (anhidro)Sigma AldrichM7506-2KG
MetanolPanreac131091.12.12
Agua ultrapura Milli-Q (tipo 1)MilliporeF4H4783518
Puntas de pipeta 10 - 100 µLBiologix200010
Puntas de pipeta 100 - 1000 µLBrand541287
Puntas de pipeta 20 - 200 µLBrand732028
Pipetas PasteurNORMAX5426023
Pipeta Transferpette S variable 10 - 100 µLBRAND704774
Pipeta Transferpette S variable 100 - 1000 µLBRAND704780
Pipeta Transferpette S variable 20 - 200 µLSCILOGEX712111099999
Amina primaria-secundaria (PSA)Sigma Aldrich52738-U
Refrigerador/congeladorHacebNEV ALC 404
Ácido shikímicoSigma AldrichS5375-1G
Acetato de sodioSigma Aldrich241245-1KG
Software GCMSsolutionShimadzu223-18472-92
Malla de acero inoxidable de 2 mmPinzuarPS33N10
Tubo de ensayo, de vidrio, 10 mLSigma AldrichBR114508
ToluenoMerck1083252500
Fosfato de trifenilo (I-IS)Sigma Aldrich241288-50G
Viales con inserto fundido, 0,3 mLSigma Aldrich29398-U
Viales, con tapa roscada, de vidrio ámbar, 15 mLSigma Aldrich27088-U
Frasco aforado, 10 mLSigma AldrichDKW28017-10
VórtexScilogex82120004
Plaguicidas
ClorpirifosSigma Aldrich45395-100MG2921-88-2
Clorpirifos-metiloSigma Aldrich45396-250MG5598-13-0
Clorpirifos-metilo-d10 (P-IS)Sigma Aldrich90047-5MG285138-81-0
EtiónSigma Aldrich45477-250MG563-12-2
FenamifosSigma Aldrich45483-250MG22224-92-6
FenitrotiónSigma Aldrich45487-250MG122-14-5
FentiónSigma Aldrich36552-250MG55-38-9
MalatiónSigma Aldrich36143-100MG121-75-5
MetidatiónSigma Aldrich36158-100MG950-37-8
Paratión-metiloSigma Aldrich36187-100MG298-00-0
Pirimifos-etiloSigma Aldrich45628-250MG23505-41-1
Pirimifos-metiloSigma Aldrich32058-250MG29232-93-7
Tolclofos-metiloSigma Aldrich31209-250MG5701804-9

Referencias

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