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Artículo de método

Una plataforma microfluídica para estudiar las funciones de la compresión mecánica en las interacciones entre células tumorales y células inmunitarias en una matriz extracelular 3D

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DOI:

10.3791/72929

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28 de agosto de 2026

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1Department of Biomedical Engineering, Cornell University, 2Department of Biological and Environmental Engineering, Cornell University, 3Translational Science and Therapeutics Division, Fred Hutchinson Cancer Center, 4Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine

En este artículo

Resumen

Presentamos un protocolo para utilizar una plataforma microfluídica con el fin de modelar las interacciones tumor-inmunitarias en un entorno tridimensional (3D). Nuestros resultados revelaron que las células asesinas naturales (NK) conservaron su actividad antitumoral bajo compresión mecánica.

Resumen

Las fuerzas mecánicas influyen significativamente en la capacidad de las células inmunitarias para matar células tumorales en el contexto de la inmunoterapia basada en células. Para destruir células tumorales, las células inmunitarias deben ejercer fuerzas sobre la célula diana y formar una sinapsis inmunitaria, a través de la cual se liberan moléculas citotóxicas, incluida la granzima B. A pesar de su importancia, aún se comprende poco cómo las señales mecánicas pueden aprovecharse para potenciar la muerte mediada por el sistema inmunitario. Esta brecha en el conocimiento se debe en parte a la falta de herramientas capaces de proporcionar un estrés mecánico bien controlado a cultivos celulares en un entorno fisiológicamente realista. Aquí describimos un dispositivo de compresión microfluídico que puede aplicar compresión estática o dinámica a esferoides tumorales incrustados en matriz extracelular (ECM), permitiendo al mismo tiempo la obtención de imágenes en tiempo real de las interacciones tumor-inmunitarias mediante microscopía óptica.

La plataforma microfluídica consta de 12 compartimentos (6 de control y 6 funcionales). Cada compartimento contiene una cámara celular posicionada directamente debajo de la unidad de control de presión. Los esferoides embebidos en la MEC se colocan dentro de la cámara celular. Mediante esta plataforma, investigamos la eficiencia de destrucción de las células asesinas naturales (NK) frente a esferoides tumorales de mama (MCF-7) bajo compresión mecánica definida. Los resultados mostraron que las células NK permanecieron como los principales impulsores de la muerte de los esferoides tumorales, independientemente de la compresión mecánica en colágeno al 1,5 mg/mL. Por lo tanto, se sugiere que las células NK pueden mantener su actividad antitumoral bajo estrés compresivo. Estos hallazgos demuestran la utilidad de esta plataforma para investigar el papel de las fuerzas mecánicas en las interacciones tumor-inmunitarias. Estudios en curso están identificando los mecanismos moleculares que permiten a las células inmunitarias adaptarse al estrés compresivo. Los conocimientos obtenidos de estos estudios podrían revelar una vía terapéutica prometedora.

Introducción

La inmunoterapia contra el cáncer basada en células es un enfoque terapéutico que utiliza células inmunitarias para atacar células cancerosas1. Esta estrategia ha demostrado un éxito notable en el tratamiento de los cánceres de la sangre2,3,4. Sin embargo, el nivel de éxito observado en los cánceres de la sangre aún no se ha trasladado completamente al tratamiento de tumores sólidos5,6,7. Una razón importante de esta limitación es el microentorno tumoral inmunosupresor (TME) específico de los tumores sólidos.

El ME se caracteriza por señales mecánicas distintas que pueden regular el comportamiento celular. La eliminación eficaz de células tumorales por parte de células inmunitarias requiere que estas ejerzan fuerzas sobre las células diana y establezcan una sinapsis inmunitaria a través de la cual se entregan moléculas citotóxicas8. Por lo tanto, comprender cómo las fuerzas mecánicas influyen en la función de las células inmunitarias podría revelar nuevas estrategias terapéuticas para mejorar la eficacia de las inmunoterapias basadas en células contra tumores sólidos.

Una característica mecánica definitoria del microambiente tumoral sólido (TME) es el estrés compresivo que este impone sobre el tumor en crecimiento9,10. Hasta la fecha, la mayoría de los estudios sobre compresión se han centrado en los efectos sobre el comportamiento de las células tumorales10,11. Solo recientemente se ha comenzado a prestar atención a cómo la compresión influye en las células inmunitarias dentro del TME12. Como resultado, los mecanismos mediante los cuales el estrés compresivo afecta la migración de las células asesinas naturales (NK), la formación de la sinapsis inmunitaria y la actividad citotóxica siguen siendo poco comprendidos e insuficientemente cuantificados. Esta laguna representa una limitación crítica en nuestra comprensión de cómo las señales mecánicas dentro del TME pueden aprovecharse para mejorar el ataque inmunitario contra tumores sólidos.

Una barrera importante para abordar esta pregunta es la falta de plataformas experimentales que puedan aplicar compresión controlada y cuantificable dentro de microentornos tridimensionales fisiológicamente relevantes, al tiempo que permitan la obtención de imágenes en tiempo real de las interacciones tumor-inmunitarias. Los primeros enfoques experimentales para estudiar el estrés compresivo implicaron el encapsulado de esferoides en geles de agarosa13. Aunque este método capturó eficazmente el confinamiento físico, eliminó las interacciones nativas entre la matriz extracelular (ECM) y las células. Dolega et al. aplicaron presión osmótica para inducir estrés compresivo; sin embargo, los esferoides se mantuvieron en suspensión en medio de cultivo y, por lo tanto, carecieron de interacciones con la ECM9. Pandey et al. utilizaron un inserto tipo transwell y pesas para comprimir esferoides embebidos en colágeno, lo que preservó las interacciones entre la ECM y las células, pero limitó la obtención de imágenes de alta resolución necesaria para cuantificar la motilidad de las células inmunitarias y su actividad citotóxica14. En conjunto, estas limitaciones destacan la necesidad de plataformas experimentales que permitan la obtención de imágenes en tiempo real de las respuestas morfológicas de las células frente a la compresión dentro del microambiente tumoral (TME).

Aquí presentamos un protocolo para un dispositivo de compresión microfluídico15 que permite la aplicación controlada de estrés compresivo manteniendo interacciones fisiológicamente relevantes entre la matriz extracelular y las células, y facilitando imágenes en vivo de alta resolución de la dinámica inmune-tumoral. El protocolo consta de la preparación de los componentes del dispositivo (Sección 1), el ensamblaje del dispositivo (Sección 2) y la obtención de imágenes de las interacciones tumor-inmunitarias (Sección 3). Demostramos el procedimiento utilizando un ensayo de lisis por células asesinas naturales (NK) frente a esferoides tumorales marcados con proteína verde fluorescente (GFP). Más allá de esta aplicación, la plataforma puede adaptarse fácilmente para investigar los efectos de las fuerzas mecánicas sobre una amplia variedad de tipos celulares e interacciones celulares en microentornos tridimensionales.

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Protocolo

1. Preparación de los componentes del dispositivo

  1. Activación de la superficie de la cámara de carga de la muestra
    1. Coloque una máscara sobre la cámara de carga de muestras (Capa 1, L1) de manera que solo queden expuestos los pocillos.
    2. Exponga la capa 1 enmascarada al plasma de oxígeno durante 15 s utilizando la configuración de alta potencia (45 W).
    3. Coloque la Capa 1 en una placa de Petri y continúe luego con los siguientes pasos en una cabina de seguridad biológica.
    4. Tratar cada pocillo con 10 µL de polietilenimina (PEI) al 1 % durante 10 min.
    5. Retire el PEI de los pocillos mediante aspiración al vacío desde las cuatro esquinas de cada pocillo para evitar rayar la superficie de vidrio.
    6. Lave los pocillos con 10 µL de solución salina tamponada con fosfato (PBS), luego elimine la solución de lavado mediante aspiración al vacío desde el lateral.
    7. Tratar los pocillos con 10 µL de glutaraldehído al 0,1 % durante 30 min, luego elimine el glutaraldehído mediante aspiración al vacío desde las esquinas.
    8. Lave los pocillos con PBS tres veces, eliminando el lavado de las esquinas después de cada lavado.
    9. Envuelva la placa de Petri que contiene la Capa 1 con papel de aluminio y déjela en el gabinete de seguridad biológica durante la noche.
  2. Esterilización del marco metálico
    1. Sumerja el disco de 38 mm × Marco metálico de 88 mm y los doce tornillos de cabeza cilíndrica M2.5 en etanol al 70 % durante toda la noche.
  3. Cebado de la unidad de control de presión
    1. Exponga la unidad de control de presión al plasma de oxígeno durante 30 s utilizando la configuración de alta potencia (45 W).
    2. Sumerja la unidad de control de presión, con las características orientadas hacia abajo, en agua desionizada (DI) durante la noche para llenar los canales y las cámaras de la unidad de control de presión.
    3. Al día siguiente, retire la unidad de control de presión del agua desionizada en la que estaba sumergida.
    4. Llene un reservorio microfluídico con 50 mL de agua desionizada.
      NOTA: El depósito microfluídico consiste en un tubo cónico de 50 mL equipado con una tapa personalizada que contiene dos conexiones para tubos: una línea de tubo neumático y una línea de tubo para la administración de fluidos.
    5. Conecte una jeringa llena de aire a la línea de tubo neumático.
    6. Presione lentamente el émbolo de la jeringa para presurizar el depósito y hacer pasar agua desionizada a través del tubo de suministro de líquido hasta que el tubo esté completamente lleno y comience a gotear agua por el extremo del tubo.
    7. Conecte el tubo de suministro de fluido precargado y goteante a través del colector de policarbonato y luego a la entrada de 1,5 mm ubicada en la parte trasera de la unidad de control de presión.
    8. Deje que la unidad de control de presión y el conjunto del múltiple se sequen al aire durante 2 h. Una vez completamente secos, la unidad de control de presión y el conjunto del múltiple están listos para el siguiente paso.

2. Ensamblar el dispositivo

  1. Preparación de colágeno con células embebidas
    1. Retire y seque el marco metálico y los tornillos del 70 % de etanol.
    2. En la cabina de seguridad biológica, coloque tres microtubos de 600 µL sobre hielo. Etiquete los tubos de la siguiente manera: «N» (neutralización), «sp» (esferoides de MCF-7) y «sp+NK» (esferoides de MCF-7 con células NK).
    3. Prepare la mezcla de neutralización añadiendo 10× el volumen requerido de Medio 199 (M199) e hidróxido de sodio (NaOH) al tubo «N».
    4. Transfiera el volumen adecuado de la mezcla M199:NaOH a los tubos «sp» y «sp+NK» para obtener una concentración final de 1×.
    5. Recupere los esferoides tumorales y centrifugue a 141 × g durante 3 min para permitir que los esferoides se sedimenten en el fondo del tubo.
      NOTA: Los esferoides tumorales de aproximadamente 200 µm de diámetro se generaron utilizando una plataforma de micropozos de agarosa descrita previamente16. En resumen, se sembraron 3 × 106 células MCF-7 en una matriz de micropozos de agarosa de 36 × 36, compuesta por pozos de 200 µm de diámetro y 200 µm de profundidad, y luego se cultivaron durante 7 días para producir los esferoides tumorales utilizados en los experimentos.
    6. Retire cuidadosamente el sobrenadante y resuspenda los esferoides en 200 µL de medio completo 50:50 MCF-7/NK (Tabla 1 y Tabla 2).
    7. Recoja las células NK en un tubo cónico de 50 mL, centrifugue a 141 × g durante 4 min y cuente las células.
      NOTA: La viabilidad de las células NK debe ser >85 % el día del experimento.
    8. Resuspenda el precipitado resultante en 200 µL de medio completo para células NK.
    9. Añada el volumen adecuado de la solución stock de colágeno a cada tubo microcéntrifugo.
    10. Añada el volumen apropiado de suspensión celular a cada tubo para obtener un volumen final de 200 µL que contenga colágeno al 1,5 mg/mL.
      NOTA: La suspensión «sp» contiene solo esferoides tumorales, mientras que la suspensión «sp+NK» contiene esferoides tumorales y 1,5 × 106 células NK.
    11. Mezcle suavemente mediante pipeteo para asegurar una distribución uniforme de células y colágeno, minimizando la formación de burbujas.
  2. Ensamblaje del dispositivo y carga celular
    1. Coloque la Capa 1 dentro del marco metálico seco.
    2. Cargue 9 µL de la mezcla de colágeno en cada pozo.
    3. Alinee la unidad de control de presión y el ensamblaje del colector con las cámaras celulares en la Capa 1 utilizando un microscopio.
    4. Inserte los tornillos secos a través del colector y dentro del marco metálico, asegurando la unidad de control de presión y la Capa 1 entre el colector y el marco metálico.
    5. Coloque el dispositivo ensamblado en un incubador a 37 °C y 5 % de CO₂ durante 45 min para permitir la polimerización del colágeno.
    6. Añada medio completo de cultivo celular 50:50 MCF-7/NK a través de los cuatro puertos de medio.

3. Imagen de las interacciones tumor-inmunitarias

  1. Coloque el dispositivo ensamblado dentro del incubador de platina montado en un microscopio de epifluorescencia invertido para la obtención de imágenes de células vivas.
    NOTA: El incubador de platina mantuvo una temperatura de 37 °C y una humedad de aproximadamente 50 % durante toda la duración de la adquisición de imágenes.
  2. Coloque una caja de alojamiento secundaria sobre el dispositivo ensamblado para mantener el ambiente interno a 37 °C, 100 % de humedad y 5 % de CO₂ durante todo el período de imagen.
  3. Conecte el dispositivo al controlador de presión utilizando el tubo neumático.
  4. Adquiera imágenes de campo claro y GFP de los esferoides tumorales antes de aplicar compresión, para permitir la evaluación de la deformación del esferoide tras la compresión.
  5. Aplique una presión constante de 120 mbar durante todo el período de imagen.
    NOTA: El software del controlador de presión permite al usuario definir el perfil y la magnitud de la presión aplicada durante el experimento. Supplementary Figure 1 contiene un esquema del sistema de control de presión.
  6. Inicie la adquisición de imágenes con lapso de tiempo obteniendo imágenes de campo claro y GFP cada 10 minutos durante 18 horas.
    NOTA: Las imágenes se adquirieron en el plano Z central de cada esferoide tumoral utilizando un objetivo de 20× en un microscopio de epifluorescencia invertido. Las imágenes de campo claro y de fluorescencia GFP se capturaron con tiempos de exposición de 200.1 ms y 298.9 ms, respectivamente.

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Resultados

Para los siguientes experimentos, se utilizó un dispositivo microfluídico de compresión15 para modelar interacciones tumor-inmunes dentro de un microentorno tridimensional fisiológicamente relevante, y al mismo tiempo, puede aplicar compresiones estáticas y dinámicas a esferoides tumorales (Figura 1). Los componentes del dispositivo (Figura 1A1) y su orden de ensamblaje (Figura 1A2

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Discusión

Este método describe el uso de un dispositivo microfluídico de compresión para investigar los efectos del estrés compresivo sobre las interacciones tumor-inmunitarias. Este sistema puede aplicar compresión mecánica controlada a esferoides tumorales embebidos en una matriz tridimensional de colágeno. El sustrato de vidrio que forma la base de la cámara celular (L1) permite imágenes en vivo de alta resolución, lo que hace que la plataforma sea adecuada para estudios destinados a cuantificar la motilidad, infiltración y act...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo cuenta con el apoyo de una subvención del Instituto Nacional del Cáncer (subvención R01CA221346), de la Beca Lance R. Collins del Colegio de Ingeniería de la Universidad de Cornell otorgada a FM, y del Fondo del Rector de Cornell para la Resiliencia en la Investigación otorgado a FM. Este trabajo se realizó en parte en la Instalación de Escala Nanométrica de Cornell, miembro de la Infraestructura Nacional Coordinada de Nanotecnología (NNCI), la cual recibe apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias (subvención NNCI-2025233).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
NaOH 1 NSigma-Aldrich797247 µL
Medio M199 10×Sigma-AldrichM0650200 µL
2-mercaptoetanolThermoFisher313500100
Compresor de aireElveflowJun-Air Model 3 Compressor
Etapa microscópica automatizada X-YApplied Scientific InstrumentationMS-2000
Cámara CCDHamamtsu PhotonicsORCA-R2
Suero bovino fetal (FBS)GeminiBioS11150
Tubo para suministro de fluidosEleveflowPTFE tubing spare rollDiámetro exterior de 1/16 pulgadas
Fuente de luz de fluorescenciaExcelitas Technologies X-Cite series 120 PC unit
Ácido fólicoSigmaF7876
GlutaraldehídoEM Sciences 160190,10%
Limpieza de plasma HarrickHarrick PlasmaPDC-001-HPConfiguración de alta potencia (45 W)
Suero de caballo (HS)ThermoFisher16050-122
Microscopio invertido con epifluorescenciaOlympusIX81Lente objetivo 20x (NA = 0,25), operado con el software Olympus CellSens
MáscaraArtus10 Sheet Aluminum Shim StockGrosor de 0,0125 pulgadas (0,75 mm)
Línea celular estable MCF-7/GFP (Puromicina)GenTarget IncSC050-G
Marco metálicoHecho a medida Hecho a medida 
Reservorio microfluídicoEleveflow50 mL microfluidic reservoir 
Microscopio OlympusCKX41Lente objetivo 4x              (NA = 0,1)
Mio-inositolSigmaI7508
NK-92 MIATCCCRL-2407
Penicilina/estreptomicinaGibco 15140122
Solución salina tamponada con fosfato (PBS) ThermoFisher 10010072
Tubo neumáticoEleveflowPUR polyether clear pipe inputDiámetro exterior de 4 mm
Polietilenimina (PEI)Sigma-AldrichP31431%
Controlador de presiónElveflowOB1 NK4Operado con el software Elveflow Smart Interface
Colágeno tipo I de cola de rata Corning35424931,3 µL de colágeno stock a 9,6 mg/mL
TornillosPhillipsM2.5 Pan-head12 tornillos
Incubadora para platinaPrecision PlasticHecho a medida
JeringaBecton Dickinson303134Emparejada con un conector macho luer integral a barbijo de 3/32 pulgadas de diámetro exterior de Eleveflow
Medio α-MEMThermoFisher12561056

Referencias

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