Fuente: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. Universidad de Notre Dame, en
Hay muchas rutas utilizadas para la administración del compuesto en las ratas y ratones de laboratorio. Protocolos pueden, sin embargo, requieren el uso de las rutas menos comunes: intracardiaca, bandolero y las inyecciones de retro-orbital. Formación especializada es esencial para estos procedimientos a realizarse con éxito. Justificación para estas rutas puede necesitar obtener la aprobación institucional cuidado Animal y el Comité uso (IACUC).
Administración intracardiaca se ha utilizado en una variedad de aplicaciones, incluyendo el desarrollo de un modelo animal de metástasis del cáncer de hueso, así como un examen de los efectos de entrega intracardiaca directa sobre el resultado de infarto de miocardio. Este procedimiento se realiza mediante el uso de un ultrasonido para guiar la aguja en el lugar correcto en el corazón. 2 sin embargo, cuando realizado correctamente utilizando las señales adecuadas, este procedimiento puede realizarse sin el uso de la ecografía.
Debido a la naturaleza invasiva del procedimiento, el uso de la inyección intracardiaca debe estar científicamente justificado en un protocolo IACUC. Inyección de solo supervivencia debería estar permitida. Este procedimiento requiere el uso de un anestésico general, inhalante o inyectable, según los lineamientos establecidos dentro de una organización. Selección de las agujas debe ser el tamaño más pequeño posible que permita la viscosidad del material inyectado; generalmente, se utiliza una aguja de calibre 27-30. Gama de volúmenes de inyección de 100 μl a un máximo de 300 μl.
Inyecciones intravenosas en la cola de los ratones son difíciles y a menudo fracasada. Una ruta alternativa de la administración intravenosa es a través del plexo retro orbital. Mientras que esta técnica requiere entrenamiento y habilidad para realizar, estudios han demostrado que existe una mayor tasa de éxito con la inyección de retro-orbital que con inyección en la vena lateral de la cola. 3, 4, 5 La anestesia es necesaria para evitar que el ratón se mueva durante el procedimiento. Anestesia general inhalante entregados ya sea a través de una campana o una cámara de inducción conectada a un vaporizador de precisión es eficaz. Sin embargo, si va a usar inhalantes, ten en cuenta que el animal comenzará a recuperarse rápidamente una vez que se retira de la cámara, así que uno debe estar listo para realizar la inyección. Cuando múltiples inyecciones deben realizarse, se recomienda un anestésico oftálmico tópico (tetracaína o proparacaine).
La estructura venosa orbital de rata y el ratón son diferentes. El ratón tiene un seno o la convergencia de varios barcos, incluyendo la vena supraorbitaria, vena nasal dorsal, la vena palpebral inferior y las venas temporales superficiales que llenan el espacio en la órbita del ojo. En el área orbital de la rata, hay una red o plexo de vasos. Como con todas las inyecciones, la aguja seleccionada debe ser el tamaño más pequeño posible; generalmente un 27-30 medidor de aguja. Aunque ha habido informes de mayores volúmenes, el volumen máximo es 150 μL por ojo. 3, 4, 5 Se recomienda una inyección por ojo al día, con un total de dos inyecciones por ojo para los procedimientos de supervivencia. También, debe haber al menos un intervalo de un día entre las inyecciones. Para un procedimiento de evaluadora, pueden administrarse volúmenes de hasta 500 μl.
A pesar de la controversia, sigue siendo necesario para algunos estudios el uso de la almohadilla de pie como un sitio de la inyección. Se ha demostrado que cuando se inyecta a través de la almohadilla del pie, la respuesta de anticuerpos en algunas cepas de ratón era significativamente más fuerte que cuando se inyecta en el corvejón. 6 Todos los animales deben ser vigilados de cerca para detectar signos de dolor, nivel de consumo de alimentos y para la deambulación normal. Uno mismo-mutilación del pie puede ocurrir en la medida del pie destruido. Esto es un signo de dolor crónico. Cualquier animal que demuestra uno mismo-mutilación debe ser llamado inmediatamente a la atención del personal veterinario.
Mediciones de bandolero deben hacerse todos los días tan pronto como se ha producido inflamación evidente. Extremos deben estar colocados según las pautas IACUC. Generalmente, el animal debe ser sacrificado cuando la lesión o el tumor interfiere con la capacidad del animal de andar o alcanzar comida y agua. El volumen máximo que se puede inyectar en un bandolero es 50 μl. Una aguja de calibre 29-30 se recomienda para la inyección.
1. intracardiaca inyección
Figura 1. Inyección intracardiaca en ratones.
2. intravenosa inyección utilizando el plexo retro-orbital
Figura 2. Inyección orbital retra en ratones.
3. bandolero inyección
Figura 3. Inyección de bandolero en ratones y ratas.
Intracardiaca, retro orbital y el bandolero son algunos de los métodos de inyección especializada que investigadores biomédicos utilizan para experimentos que requiere entrega de compuestos a través de estas rutas anormales.
Una inyección intracardiaca proporciona el compuesto en el ventrículo izquierdo permitiendo que la sustancia entrar directamente en la circulación arterial. La ruta orbital retra es una alternativa a la inyección en la vena de la cola y se utiliza para entregar el compuesto en la circulación venosa. Y consiste en una inyección de almohadilla subcutánea del artículo en las patas traseras del animal. Este video muestran las consideraciones, procedimientos y aplicaciones de estas técnicas de inyección especiales.
Vamos a empezar con algunos antecedentes y cosas que uno debe considerar antes de iniciar estos procedimientos de administración.
Administración intracardiaca se realiza mediante el uso de un ultrasonido para guiar la aguja en el lugar correcto en el corazón. Sin embargo, si se realiza correctamente, utilizando los lugares adecuados, la administración puede realizarse sin el uso de la ecografía. Nota que el procedimiento requiere el uso de anestesia general y sólo una inyección por animal está permitido para procedimientos de supervivencia. Generalmente se utiliza una aguja de calibre 27-30 para esta inyección y volumen máximo de administración es 100 a 300 microlitros para ratones y ratas, respectivamente.
Para inyección intravenosa vía retro orbital, uno debe tener una justa comprensión de la estructura venosa orbital. Un ratón tiene un seno donde varias venas-a saber, la supraorbitaria, dorsal nasal, inferior palpebral y superficial temporal-convergen. Mientras que en las ratas, hay una red o plexo de varias venas. La inyección se realiza directamente en el seno o en el plexo. Como intracardiaco, que este procedimiento también requiere el uso de anestesia general y sólo una inyección por ojo al día se recomienda un total de dos inyecciones por ojo para los procedimientos de supervivencia. Como con todas las inyecciones, la aguja de tamaño más pequeño debe ser seleccionado-generalmente calibre 27-30- y el volumen máximo recomendado es de 150 μL por ojo.
A pesar de la controversia, el uso de la inyección de bandolero sigue siendo necesario para algunos estudios, generalmente relacionadas con inflamación y tumor crecimiento. Tenga en cuenta que las inyecciones sólo podrá realizarse en un solo pie, nunca bi-lateralmente. Y las mediciones de bandolero deben hacerse diariamente, tan pronto como se ha producido inflamación evidente.
Ahora vamos a aprender los procedimientos de inyección, a partir de la inyección intracardiaca. Le mostraremos el procedimiento en un ratón, pero los puntos de referencia y el protocolo para una rata son similares.
El primer paso es preparar la jeringa. Recordar un 29 medidor de aguja y jeringa de 1 cc es apropiado para los ratones. Y el volumen máximo de inyección intracardiaca 100 microlitros. Elaboración de la solución, dejar una pequeña cantidad de aire entre el émbolo y el material de inyección. Esto es para permitir sangre entrar en la jeringa, se coloca en el corazón.
Para empezar, anestesiar el animal utilizando anestésicos inhalantes o inyectables. Revisión de las consideraciones para el mantenimiento de anestesia general en otro video de esta colección. A continuación, posición del animal recumbency dorsal en una plataforma aislada. Luego, los miembros anteriores a la plataforma de la cinta y coloque un trozo de cinta horizontalmente en el abdomen por encima de las caderas. Esto es aún más constante del animal y evitar cualquier movimiento una vez que se ha insertado la aguja. A continuación, usando un hisopo mojado pecho del animal con alcohol al 70%.
Para localizar el sitio de inyección, primero Localice el xifoides y el esternón manubrio. A continuación, encontrar el punto medio entre las dos señales. 1-2 mm izquierda de este punto, es la señal de inserción de la aguja. Con un aplicador con punta de algodón, aplicar povidona yodada para marcar el sitio de inserción de la aguja.
Para inyectar, dirigir la aguja perpendicular a la tabla e inserte a la profundidad de unos 2 mm. Luego, aplicar una muy pequeña contrapresión al émbolo. Un brillante rojo sangre oxigenada deberá entrar en el centro de la jeringa, que confirma la colocación correcta. Sostenga la jeringa en el mismo lugar e inyectar el material lentamente y constantemente en el transcurso de 30 a 60 segundos. Inyección rápida puede ocasionar aglutinación de las células y la obstrucción de las arterias, un choque al sistema debido a la temperatura de la sustancia siendo significativamente menor que la temperatura del cuerpo, o una expansión del ventrículo y la interrupción del ritmo cardíaco.
Una vez que el material haya desaparecido la jeringa, lentamente y con cuidado retire la aguja sin ningún movimiento lateral ya puede dañar los músculos del corazón. Luego suelte la cinta de la patas delanteras y el abdomen y colocar el animal en posición prona en una jaula limpia con ropa de cama lo suficientemente profunda para actuar como una capa aislante. Nota que la mitad de esta jaula de recuperación está en el animal anestesiado y una fuente de calor está situado en el lado caliente de la jaula. Esto evita la hipotermia, y mientras el animal se recupera de la anestesia será capaz de moverse del lado caliente como se desee.
A continuación, vamos a aprender el método de la inyección intravenosa utilizando el plexo retro orbital en ratas. Otra vez, le mostraremos el procedimiento en un ratón, pero los puntos de referencia y el protocolo para las ratas son similares.
Conecte la aguja adecuada en la jeringa seleccionada y llenar en el material de inyección. Recuerde que generalmente se utilizaría una aguja de calibre 27-30 con el posible más pequeño de la jeringa y un volumen máximo de 150 microlitros.
Para iniciar el proceso, primero anestesiar al animal. Luego, colóquela sobre una superficie plana en posición lateral recumbency. Ahora coloque el dedo índice en la parte superior de la cabeza y el pulgar en la mandíbula y suavemente tire hacia atrás y abajo. Esto es para tensar la piel y sobresalen del globo ocular. Tenga cuidado de no aplicar presión sobre la tráquea y restringir el flujo de aire. Si múltiples inyecciones, aplicar anestésico oftálmico tópico, como la tetracaína o proparacaine.
Inserte la aguja en el ángulo medial del ojo con un ángulo de 45° para la nariz. La profundidad debe ser suficiente para penetrar los tejidos conjuntivales y avanzar en la órbita ocular y en el seno. No debería encontrar el hueso en la parte posterior de la órbita. Para evitar la ruptura de los vasos sanguíneos, asegúrese de que la aguja tiene un mínimo movimiento una vez insertado. No aspirar, ya colapsan los vasos. Inyectar el artículo de manera lenta y constante. Luego, retire suavemente la aguja y aplicar presión ligera en los ojos para controlar el sangrado y para proporcionar hemostasia.
Por último, vamos a revisar el método de inyección de bandolero en ratones y ratas. Para comenzar, coloque la aguja apropiada y llenar la jeringa con el volumen correcto. Este procedimiento puede hacerse en animales conscientes.
Lugar el animal en un tubo de sujeción con un hind pie aislado y extendidos sujetando la piel por encima de la rodilla. Limpiar los pies con agua o con alcohol para eliminar los desechos antes de inyectar. Para evitar el vaso sanguíneo que corre a lo largo del pie, la señal de inyección está en el centro, pero justo fuera de la línea media, más cerca a los dedos del pie.
Coloque el bisel de la aguja hacia arriba en el sitio de inyección, dirigiéndolo hacia el talón. Inyectar el artículo lenta y constantemente para evitar la rápida distensión de los tejidos del pie. Esto hará que el bandolero a hincharse a medida que el material de inyección llena ese espacio subcutáneo. A pie de un pequeño animal la hinchazón de la inyección puede extender al talón, mientras que en un animal mayor será ser más localizado.
Después de la inyección, observar los animales diariamente y si hinchazón persistente está presente o si hay lesiones o tumores como resultado el protocolo experimental, entonces, utilizando una pinza, realizar la medición de bandolero. Este instrumento mide el espesor del pie en milímetros y ayuda en la cuantificación de la inflamación.
Ahora vamos a discutir algunos experimentos de ejemplo utilizando inyecciones intracardiacas, retras orbital y bandolero.
Una de las muchas aplicaciones de administración intracardiaca es desarrollo de un modelo animal de metástasis del cáncer. Aquí, los investigadores utilizaron esta ruta para inyectar las células tumorales que tienen propensión a la colonización de hueso. En los días siguientes, estudió el crecimiento del tumor en los huesos mediante rayos x y fluorescencia, técnicas de imagen. En otro estudio, se utilizó la ruta orbital retra para inyectar los anticuerpos específicos que etiqueta de neutrófilos. Luego, con ayuda de la proyección de imagen intravital, los científicos fueron capaces de rastrear el patrón de migración de las células marcadas.
Por último, los investigadores suelen utilizan inyección de bandolero para analizar la respuesta inflamatoria. En este experimento, los investigadores aislaron células mononucleares de sangre periférica de muestras de sangre humana, mezclan con diferentes antígenos e inyectarán las soluciones en bandolero del animal.
Sólo ha visto el tramo final de Zeus en las técnicas de administración compuestos habituales y especializados.
Solo para recapitular, en la primera parte repasamos la ruta parenteral más común. En el segundo capítulo, hablamos de los procedimientos de enterales y tópicos. La tercera entrega aborda el primer conjunto de procedimientos anormales como intradérmica, intranasal e intracraneal en neonatos. Por último, aquí discutimos tres rutas adicionales que investigadores biomédicos en los laboratorios para fines específicos.
Después de ver esta serie tienes una mucho mejor comprensión de las técnicas de administración diferente y también debe saber las consideraciones generales y específicas relacionadas con estos protocolos de administración compuesto como siempre, gracias por ver!
La administración de compuestos en animales puede tener un efecto significativo tanto el bienestar de los animales y el resultado de los datos experimentales y valor científico. El método apropiado de suministro es esencial para el éxito del experimento. Muchos factores deben ser considerados para determinar la mejor ruta, incluyendo el objetivo científico del estudio, el pH de la sustancia, el volumen de la dosificación requerida, la viscosidad de la sustancia y el bienestar de los animales. Conocimientos técnicos también es un requisito para todos los métodos de inyección.
Intracardiac, retro orbital and footpad are some of the specialized injection methods that biomedical researchers use for experiments necessitating delivery of compounds via these atypical routes.
An intracardiac injection delivers the compound into the left ventricle allowing the substance to directly enter the arterial circulation. The retro orbital route is an alternative to tail vein injection and is used to deliver the compound into the venous circulation. And a footpad injection involves subcutaneous administration of the article into the animal’s hind foot. This video will illustrate the considerations, procedures and applications of these special injection techniques.
Let’s begin with some background information and things one should consider before starting these administration procedures.
Intracardiac administration is often done through the use of an ultrasound to guide the needle into the correct location in the heart. However, if performed correctly utilizing the proper landmarks, the administration can be performed without the use of ultrasound visualization. Note that the procedure requires the use of a general anesthetic, and only one injection per animal is permitted for survival procedures. Generally a 27-30 gauge needle is used for this injection and maximum volume of administration is 100 and 300 microliters for mice and rats, respectively.
For intravenous injection via the retro orbital route, one should have a fair understanding of the orbital venous structure. A mouse has a sinus where several veins-namely the supraorbital, dorsal nasal, inferior palpebral, and superficial temporal-converge. Whereas in rats, there is a network or plexus of several veins. The injection is performed into the sinus or the plexus directly. Like intracardiac, this procedure also requires use of general anesthesia, and only one injection per eye per day is recommended with a total of two injections per eye for survival procedures. As with all injections, the smallest size needle should be selected-generally 27-30 gauge-and the recommended maximum volume is 150 μL per eye.
Despite the controversy, the use of footpad injection is still required for some studies, typically related to inflammation and tumor growth. Note that the injections can only be performed on one foot, never bi-laterally. And the footpad measurements should be done daily as soon as obvious swelling has occurred. A 29-30 gauge needle is recommended for the injection and the maximum volume recommended is 50 μL. Following any injection, all animals must be closely monitored for signs of pain, level of food consumption, and for normal ambulation. Generally the animal must be euthanized when the lesion or tumor interferes with the animal’s ability to ambulate or reach the food and water.
Now let’s learn the injection procedures, starting with the intracardiac injection. We will demonstrate the procedure in a mouse, but the landmarks and the protocol for a rat are similar.
The first step is to prepare the syringe. Recall a 29 gauge needle and 1 cc syringe is appropriate for mice. And the maximum volume for intracardiac injection is 100 microliters. When drawing the solution, leave a small amount of air between the plunger and the injection material. This is to allow for blood to enter the syringe as it is placed into the heart.
To start, anesthetize the animal using inhalant or injectable anesthetics. Review the considerations for maintaining general anesthesia in another video of this collection. Next, position the animal in dorsal recumbency position on an insulated platform. Then, tape the forelimbs to the platform and place a piece of tape horizontally across the abdomen above the hips. This is to further steady the animal and avoid any movement once the needle has been inserted. Next, using a swab, wet the animal’s chest with 70% alcohol.
To pinpoint the injection site, first locate the xiphoid and the manubrium sternum. Then, find the midpoint between the two landmarks. 1-2 mm left of this point, is the needle insertion landmark. Using a cotton-tipped applicator, apply povidone iodine to mark the needle insertion site.
To inject, direct the needle perpendicular to the table, and insert it to the depth of about 2 mm. Then, apply a very slight backpressure to the plunger. A bright red oxygenated blood should enter the syringe hub, which confirms proper placement. Hold the syringe in same spot and inject the material slowly and steadily over the course of 30 to 60 seconds. Rapid injection can result in clumping of the cells and clogging of the arteries, a shock to the system due to the temperature of the substance being significantly lower than the body temperature, or an expansion of the ventricle and disruption of the heart rhythm.
Once the material has cleared the syringe, slowly and carefully remove the needle without any lateral movement as that can damage the heart muscles. Then immediately release the tape from the forelegs and abdomen and place the animal in prone position in a clean cage with sufficiently deep bedding to act as an insulating layer. Note that one half of this recovery cage is on a heating source and the anesthetized animal is situated on the heated side of the cage. This prevents hypothermia, and as the animal recovers from the anesthesia it will be able to move off the heated side as desired.
Next, let’s learn the method for intravenous injection utilizing the retro-orbital plexus in rats. Again, we will demonstrate the procedure on a mouse, but the landmarks and the protocol for rats are similar.
Attach the appropriate needle to the selected syringe and fill in the injection material. Remember, generally one would use a 27-30 gauge needle with the smallest syringe possible and a maximum volume of 150 microliters.
To start the procedure, first anesthetize the animal. Then, place it on a flat surface in lateral recumbency position. Now place your index finger on the top of the head and the thumb on the jaw, and gently pull back and down. This is to tighten the skin and protrude the eyeball. Take care not to apply pressure on the trachea and restrict airflow. If planning multiple injections, apply topical ophthalmic anesthetic, like tetracaine or proparacaine.
Insert the needle into the medial canthus of the eye at a 45° angle to the nose. The depth must be sufficient to penetrate the conjunctival tissues and advance into the ocular orbit and into the sinus. It should not encounter the bone at the back of the orbit. To avoid rupturing of the blood vessels, ensure that the needle has minimal movement once inserted. Do not aspirate, as that will collapse the vessels. Inject the article in a slow and steady manner. Then, withdraw the needle gently and apply light pressure to the eye to control bleeding and to provide hemostasis.
Lastly, let’s review footpad injection method in mice and rats. To start, attach the appropriate needle and fill the syringe with the correct volume. This procedure can be done in conscious animals.
Place the animal in a restraint tube with one hind foot isolated and extended by grasping the skin above the stifle. Wipe the foot with water or alcohol to remove debris prior to injecting. To avoid the blood vessel that runs the length of the foot, the injection landmark is at the center, but just off of the midline, closer to the toes.
Place the needle bevel up at the injection site directing it towards the heel. Inject the article slowly and steadily to avoid rapid distention of the foot tissues. This will cause the footpad to swell as the injection material fills that subcutaneous space. On a small animal’s foot the swelling from the injection can extend to the heel, whereas in a larger animal it will be more localized.
After the injection, observe the animals daily and if persistent swelling is present or if there are lesions or tumors as a result of the experimental protocol, then, using a caliper, perform the footpad measurement. This instrument measures the foot thickness in millimeters and helps in quantitation of swelling.
Now let’s discuss a few example experiments utilizing intracardiac, retro orbital and footpad injections.
One of the many applications of intracardiac administration is development of an animal model of cancer metastasis. Here, researchers used this route to inject tumor cells that possess propensity for bone colonization. In the following days, they studied tumor growth in bones using X-ray and fluorescence imaging techniques. In another study, the retro orbital route was used to inject specific antibodies that label neutrophils. Then, with help of intravital imaging, the scientists were able to track the migration pattern of the labeled cells.
Lastly, investigators often use footpad injection to analyze inflammatory response. In this experiment, researchers isolated peripheral blood mononuclear cells from human blood samples, mixed them with different test antigens and injected the solutions into the animal’s footpad. Finally, they performed foot measurements to quantify the swelling response due to different antigens.
You’ve just watched JoVE’s final installment on the usual and specialized compound administration techniques.
Just to recap, in the first part we reviewed the most common parenteral route. In the second chapter, we discussed the enteral and topical procedures. The third installment dealt with the first set of atypical procedures like intradermal, intranasal, and intracranial in neonates. Lastly, here we discussed three additional routes that biomedical researchers use in labs for specific purposes.
After watching this series you should have a much better understanding of different administration techniques and you should also know the general and specific considerations related to these protocols of compound administration As always, thanks for watching!
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