When is intradermal injection used in rodent research?

Intradermal injection delivers compounds into the space between the epidermis and dermis layers. This route is typically used to assess inflammation, measure cutaneous blood flow, or evaluate allergenic reactions to antigens. The procedure requires anesthesia and specialized training to ensure accurate placement and minimize tissue damage at the injection site.

What are the key advantages of intranasal administration in laboratory animals?

Intranasal administration is non-invasive and requires minimal training and simple equipment like a calibrated micropipette. The nasal mucosa's rich blood vessel and nerve supply enables rapid systemic absorption and direct central nervous system targeting. This route is commonly used for vaccine delivery and local decongestant applications in rodents.

Why is anesthesia recommended for intranasal dosing in conscious rodents?

Anesthesia during intranasal administration ensures proper compound placement at the nares for accurate dosing, prevents animals from biting equipment, and eliminates head jerking that could injure nasal tissue or eyes. Anesthesia also reduces the likelihood of the animal snorting and spraying the compound from the nares upon administration.

What volume limits apply to intranasal administration in different rodent species?

For rats, intranasal administration should not exceed 50 microliters per administration. For mice, the maximum total volume is less than 20 microliters. These volume restrictions prevent complications and ensure compliance with institutional guidelines and IACUC-approved protocols for safe compound delivery.

How is needle depth controlled during neonatal intracranial injection?

A needle guard is created by measuring the correct needle against its cap, marking the desired length, and cutting the cap with a razor blade to produce a clean, level cut. This custom depth-control device is prepared aseptically and ensures the needle penetrates only to the validated depth appropriate for the target brain structure and animal age.

What preparation steps are essential before intradermal injection in rodents?

The injection site must be shaved using an electric razor or depilatory cream, then thoroughly cleaned with water-dampened gauze to remove lingering hair. A topical antiseptic solution is applied to the shaved area. The skin is stabilized by stretching it between thumb and index finger before needle insertion to ensure accurate bleb formation.

Why is a separate needle used to draw test articles for intracranial injection?

A separate needle is used to draw the test article because insertion into the stopper significantly dulls fine-gauge needles, which compromises injection quality. Using a fresh needle for intracranial administration preserves needle sharpness and ensures precise, trauma-free delivery directly into the neonatal rodent brain.

Administración de compuestos III

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1. intradérmica administración

Más inyecciones intradérmicas son compuestos de base acuosa. Las soluciones deben ser fisiológicamente tamponadas para tener un pH neutro, para evitar necrosis de los tejidos en el sitio de inyección.
El rango de tamaño de la aguja es de calibre 25-30, lo más pequeño posible.
La gama de dosis por punto de inyección es que 50-100 μl. inyectables excesivos volúmenes pueden resultar en necrosis en el sitio de la inyección o fuga del compuesto fuera del sitio debido a la presión.
Para la colocación exacta de la aguja en el espacio intradérmico, es necesario anestesiar a ratones y ratas. Anestesia inhalatoria permite una rápida inducción y recuperación; sin embargo, la anestesia inyectable tiene la ventaja de proporcionar tiempo suficiente para la preparación de la zona y realizar la inyección. ¹
Eliminar el vello en el sitio de la inyección mediante el uso de una crema depilatoria o afeitar el área.
Eliminar completamente cualquier crema depilatoria residual o residuo de pelo.
Aplicar un antiséptico tópico, como una solución de yodo, clorhexidina o alcohol.
Procedimientos de administración
1. Estire la piel tensa entre los dedos pulgar e índice. Esto proporciona estabilidad a la piel cuando se coloca la aguja.
2. Coloque el bisel de la aguja hacia arriba en la piel.
3. Insertar suavemente la aguja en la piel entre la epidermis y la dermis. Avanzar la aguja más allá del bisel.
4. Inyectar lentamente la sustancia. Inyección del compuesto creará una ampolla o ampolla pequeña, en la piel.
5. Pausa después de la inyección para permitir que la piel estirar y ajustar antes de retirar la aguja.
PRECAUCIONES
1. No es necesario tirar hacia atrás del émbolo.
2. Si la aguja se inserta en el espacio subcutáneo, no se forma ninguna ampolla. Inyección demasiado profunda se traduce en una inyección subcutánea.
3. Evitar borrar o limpiar la zona, ya puede causar el compuesto a perder el sitio de inyección.
4. Al realizar múltiples inyecciones, los espacio para que las ampollas no se superponen.

Figura 1. Inyección intradérmica en ratones.

2. intranasal administración

Equipo
1. Utilice una pipeta de unidad de micropipetting que puede ser calibrada para proporcionar un volumen exacto.
2. Puntas de pipeta desechables deben usarse para evitar la contaminación cruzada. TB las jeringas, agujas embotadas y tubería flexible pueden utilizarse también para la dosificación.
3. Volúmenes de inyección total para las ratas no deben exceder 40-100 μl y deben ser administrados en gotas de 6-10 μl. Para los ratones, el volumen total máximo es 24 μl, en gotas de 3-4 μL.
Administración en animales conscientes
1. Manual seguridad en animales conscientes requiere que la cabeza sea relativamente inmóvil para que la punta de la pipeta o aguja embotada puede colocarse lo suficientemente cerca de las narinas para entregar el compuesto, pero no tan cerca como para meter o lacerar el tejido nasal.
2. Refrenar el animal y manténgalo en posición vertical.
3. Coloque una pequeña gota de un líquido compuesto en la abertura nasal. El animal debe inhalar la gota.
4. Administrar un volumen adicional, alternando nares hasta que le ha dado todo el volumen.
5. Al administrar grandes volúmenes, es importante no constrict el pecho durante la contención. Compresión de pecho impide la capacidad del animal para tomar respiraciones suficientemente profundas para extraer el líquido en los bronquios y los pulmones.

Figura 2. Administración intranasal en ratones conscientes.

Administración en animales inconscientes
1. Uso de anestésicos de inhalación permite un animal inmovilizado durante el planteamiento y la entrega del compuesto. Esto elimina la posibilidad del animal morder el equipo de dosificación, la pérdida del compuesto debido a movimientos bruscos de la cabeza y lesión al tejido nasal, los ojos o piel de la cara del animal. El animal también es menos probable que snort y el compuesto de las narinas a la administración del aerosol.
2. Coloque el animal en la posición supina. La posición de la cabeza influye en la colocación de la solución en las narinas. Se ha demostrado que la posición ideal para entrega de CNS es con el animal decúbito supino; Esto permite una mejor absorción. ²
3. Administrar la mitad del compuesto directamente en un lado de la abertura nasal, sincronización con la inhalación. Girar el animal.
4. Como el anterior, administrar la otra mitad del volumen en el otro orificio nasal.

Figura 3. Administración intranasal en ratones inconscientes.

3.Administración intracraneal en ratones neonatales y ratas

Ratones o ratas se deben anestesiar para inyección intracraneal.

Ratón		Rata
Edad (días)	Aguja de calibre (g)	Edad (días)	Aguja de calibre (g)
0-7	29-30	0-5	27-29
7-14	27	5-10	25-27
14-28	25	10-14	25
Edad (días)	Longitud de la aguja (mm)	Edad (días)	Longitud de la aguja (mm)
0-7	2	0-4	2-3
7-14	3	4-7	3
14-21	4	7-10	4
21-28	5	10-14	5
Edad (días)	Volumen (μL)	Edad (días)	Volumen (μL)
0-5	< 20	1-3	< 20
6-20	< 60	4-10	< 60
20-28	< 100	11-14	< 100

Tabla 1. Aguja de calibre, longitud de la aguja y el volumen máximo de administración intracraneal según la edad de los ratones y las ratas. ⁴

Equipo
1. Determinar la correcta de la aguja de calibre y volumen máximo de la administración según la tabla 1.
2. Preparar un protector de la aguja antes de anestesiar al animal.
  Nota: La profundidad de la inyección de la aguja es controlada mediante el uso de un protector que se crea con la tapa de la aguja.
  1. Para crear la guardia, una aguja se mide contra la tapa de la aguja y se coloca una marca en la tapa para indicar dónde cortar. El corte debe hacerse para que 2 a 5 mm de la aguja queden expuestos cuando se reemplaza la tapa de la aguja.
  2. La longitud de la aguja expuesta debe ser lo suficientemente largos para penetrar la piel y el cráneo y llegar a la profundidad deseada en el cerebro.
  3. Las longitudes de aguja para ratones y ratas se enumeran en la tabla 1.
3. Una fuente de calor es necesaria para prevenir la hipotermia en los cachorros. Hay varios tipos: una almohadilla de calefacción eléctrica establece en baja, una manta de agua circulante o una bolsa de calor de la reacción química reutilizable.
Sistema de seguridad para
1. Crías de ratón y rata 10 días de edad no requieren de anestesia para este procedimiento. Refrenarlos manualmente sosteniendo justo detrás de la cabeza y tirando la piel caudalmente para ejercer ligera presión sobre los hombros.
2. Anestesiar a los cachorros durante 10 días de edad con inhalación isoflurane. Conecte una cámara de inducción a un vaporizador de precisión o una campana con una bola de algodón empapada con isoflurano. Una vez que el cachorro se inmoviliza, la anestesia es eficaz durante unos 40 segundos, que proporciona tiempo suficiente para la inyección.
Técnica de inyección
1. Dibujar la sustancia en la jeringa y coloque a la guía de la tapa de la aguja sobre la aguja.
2. El volumen de inyección recomendado como el volumen máximo por neonatal ratón o rata es 100 μl, y que para el destete o los ratones mayores hasta 300 μl.
3. Para inyectar en la corteza cerebral de los recién nacidos, inserte la aguja 5 mm detrás del ojo, aproximadamente 3 mm de la línea media del cráneo.
4. El sitio de la inyección de ratón destete es aproximadamente mitad de camino entre el ojo y el oído y justo al lado de la línea media.