Name: Seguimiento de Dinámica de injerto muscular en pequeños animales por En Vivo Fluorescente de imágenes (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-09-21T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Aprende a realizar imágenes de fluorescencia in vivo para monitorear la regeneración muscular en ratones usando mioblastos marcados con GFP. Este protocolo permite estudios longitudinales precisos en medicina regenerativa.

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El trabajo de Wang y Yang Z Y fue posible por la subvención K02 AR051181 de NIAMS / NIH, las donaciones de la Asociación de Distrofia Muscular y el Harvard Stem Cell Institute for Y Wang. El trabajo de Q y Zeng Xu X son apoyados por un programa de subvención concedido al Laboratorio de Óptica de la Imagen del Hospital Brigham y de Mujeres. Los autores desean agradecer a Liu Wen, del Departamento de Anestesia, BWH, en busca de ayuda técnica en el trabajo celular.

Preparación de células <ol><li> Aislamiento de células satélite <ol style="list-style-type:lower-alpha;"><li> Bajo anestesia, los músculos de los miembros de la GFP ratones transgénicos (C57BL / Ka-βactin-EGFP) se retiran. Después de cortar en trozos pequeños, las células satélite están disociadas enzimáticamente por incubación del tejido picado con una solución de colagenasa dispasa 2% durante 1 hora a 37 ° C. </li><li> Neutralizar la digestión enzimática con medios de cultivo que contienen Ham F-10 y el 20% de SFB, se disocian del músculo por trituración repetida con una pipeta Pasteur. Las células se filtran a través de un colador de células (Ø70-100μm) y luego colocan en un plato sin revestimiento durante 1 hora a 37 ° C. </li><li> Retire con cuidado el sobrenadante y la placa en un plato recubierto de colágeno. Repita este paso una hora más tarde para purificar los mioblastos. (Pre-placa) </li><li> Cambiar el soporte y la placa de las células en el tiempo. Los mioblastos final purificado se cultivan en un medio que contiene Ham F-10, el 20% de SFB, 100 U de penicilina / ml, y 100 ug / ml de estreptomicina (medio de crecimiento) a 37 º C con CO2 al 5%, 95% de aire. </li></ol> </li><li> La cultura y ampliar los mioblastos primarios en medio de cultivo con adición de FGF básico de 10 ng / ml. </li><li> Para todos los experimentos in vivo, se inyecta 5x10 5 células por músculo TA. </li><li> En la cosecha de los mioblastos, que separar las células mediante el uso de 0,25% de tripsina / EDTA y lavar con PBS dos veces. El número de células se contó con un hemocitómetro y las células se resuspendieron en HBSS a una concentración de 5x10 4 células / microlitro. Las células concentradas en HBSS se colocan sobre hielo y se inyecta dentro de una hora después de la recolección. </li></ol> Imágenes in vivo <ol><li> Mujer ratones mdx a la edad de 4-6 semanas se compran a Jackson de laboratorio y mantenidos en un centro de alojamiento de los animales. </li><li> Después de una semana de alojamiento en el medio ambiente, los ratones están listos para ser implantados con las células cultivadas. </li><li> Antes del trasplante de células, el ratón está anestesiado por un intraperitoneal (ip) de la mezcla de ketamina (100 mg / kg) y xilazina (10 mg / kg). A continuación, el pelo alrededor de la zona del músculo TA se elimina mediante la aplicación de Nair en la pierna y esperar 30 segundos para limpiarla con agua destilada. </li><li> Mientras que el ratón está todavía bajo la anestesia, 5x10 5 células en HBSS 10μl se inyecta lentamente en cada músculo TA a los 3 puntos con una aguja de calibre 30. </li><li> Después del paso 4, el ratón se puede regular mediante imágenes en vivo de imágenes de fluorescencia. La imagen de fluorescencia estación Nightowl LB981 (Tecnologías de Berthold, Inc.), equipado con una alta sensibilidad de acoplamiento de carga de la cámara, se utiliza para obtener imágenes de las piernas obstaculizar de los ratones. </li><li> En el día de imágenes in vivo, en primer lugar comprobar la regeneración del cabello en el músculo TA. Si es necesario, volver a aplicar Nair para quitar el pelo como se describe anteriormente, después de anestesiar el ratón con la mezcla de ketamina y xilazina. </li><li> Mientras que el ratón está bajo anestesia, se coloca el ratón en una posición boca abajo en un pedazo de negro no fluorescente de papel (papel negro Artagain de Strathmore). Para exponer el músculo por completo de asistencia técnica para una mejor imagen, grabamos las patas traseras en el papel. </li><li> Ponemos el ratón en la cámara de imagen y la posición de la pata trasera a ser reflejado en el centro del campo de visión de la cámara. En primer lugar, cambiar el filtro de emisiones para tomar la tradicional escala de grises imagen fotográfica de la pierna con un tiempo de exposición de 5 segundos. Reajuste la posición del ratón y el enfoque de la cámara si es necesario. Los parámetros de imagen, incluyendo el tiempo de exposición (1.250 ms), altura de la muestra (0.9 cm), etc se mantienen constantes en el proceso experimental. </li><li> A continuación, cambiar el filtro de emisiones correspondientes a la longitud de onda proteína verde fluorescente. Tomamos la imagen de fluorescencia con un tiempo de exposición de 1.250 ms y un número de intervalos de 1. Después de la filmación, el ratón se retira de la cámara de imágenes a una jaula para esperar la recuperación. </li><li> Para el análisis, se dibuja una región de interés (ROI) a través de las señales fluorescentes para medir su intensidad en términos de fotones por segundo. También medimos el tamaño del retorno de la inversión en términos de número de píxeles como otro valor de la cuantificación. Los experimentos de imagen se puede repetir cada semana o con mayor frecuencia durante unos meses, si es necesario, para obtener datos longitudinales. </li></ol> Al final de los experimentos, el ratón es la eutanasia y el músculo TA se cosecha para su análisis histológico.

<ol><li>Ballou, B., Ernst, L. A., Waggoner, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+imaging+of+tumors+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Med+Chem%22%5BJournal%5D)">Fluorescence imaging of tumors in vivo.</a> Curr Med Chem. 12, 795-805 (2005).</li>
<li>Green, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((fluorescent+protein+as+a+marker+for+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">fluorescent protein as a marker for gene expression.</a> Science. 263, 802-805 (1994).</li>
<li>Godavarty, A., Sevick-Muraca, E. M., Eppstein, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+fluorescence+lifetime+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Phys%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional fluorescence lifetime tomography.</a> Med Phys. 32, 992-1000 (2005).</li>
<li>Graves, E. E., Weissleder, R., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+molecular+imaging+of+small+animal+tumor+models%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Fluorescence molecular imaging of small animal tumor models.</a> Curr Mol Med. 4, 419-430 (2004).</li>
<li>Graves, E. E., Yessayan, D., Turner, G., Weissleder, R., Ntziachristos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+in+vivo+fluorochrome+concentrations+measured+using+fluorescence+molecular+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">Validation of in vivo fluorochrome concentrations measured using fluorescence molecular tomography.</a> J Biomed Opt. 10, 44019-44 (2005).</li>
<li>Gurfinkel, M., Ke, S., Wen, X., Li, C., Sevick-Muraca, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Near-infrared+fluorescence+optical+imaging+and+tomography.+Dis+Markers%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Near-infrared fluorescence optical imaging and tomography. Dis Markers.</a> , 107-121 Forthcoming.</li>
<li>Lee, J., Sevick-Muraca, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+fluorescence+enhanced+optical+tomography+using+referenced+frequency-domain+photon+migration+measurements+at+emission+and+excitation+wavelengths%5BTitle%5D)+AND+%22J+Opt+Soc+Am+A+Opt+Image+Sci+Vis%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional fluorescence enhanced optical tomography using referenced frequency-domain photon migration measurements at emission and excitation wavelengths.</a> J Opt Soc Am A Opt Image Sci Vis. 19, 759-771 (2002).</li>
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<li>Coulton, G. R., Morgan, J. E., Partridge, T. A., Sloper, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mdx+mouse+skeletal+muscle+myopathy%3A+I.+A+histological%2C+morphometric+and+biochemical+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropathol+Appl+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">The mdx mouse skeletal muscle myopathy: I. A histological, morphometric and biochemical investigation.</a> Neuropathol Appl Neurobiol. 14, 53-70 (1988).</li>
<li>Morgan, J. E., Partridge, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle+satellite+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Muscle satellite cells.</a> Int J Biochem Cell Biol. 35, 1151-116 (2003).</li>
<li>Mendell, J. R., Kissel, J. T., Amato, A. A., King, W., Signore, L., Prior, T. W., Sahenk, Z., Benson, S., McAndrew, P. E., Rice, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myoblast+transfer+in+the+treatment+of+Duchenne%27s+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Myoblast transfer in the treatment of Duchenne's muscular dystrophy.</a> N Engl J Med. 333, 832-838 (1995).</li>
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<li>Morgan, J. E., Coulton, G. R., Partridge, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mdx+muscle+grafts+retain+the+mdx+phenotype+in+normal+hosts%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Mdx muscle grafts retain the mdx phenotype in normal hosts.</a> Muscle Nerve. 12, 401-409 (1989).</li>
<li>Sherwood, R. I., Christensen, J. L., Weissman, I. L., Wagers, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determinants+of+skeletal+muscle+contributions+from+circulating+cells%2C+bone+marrow+cells%2C+and+hematopoietic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Determinants of skeletal muscle contributions from circulating cells, bone marrow cells, and hematopoietic stem cells.</a> Stem Cells. 22, 1292-1304 (2004).</li>
<li>Cerletti, M., Jurga, S., Witczak, C. A., Hirshman, M. F., Shadrach, J. L., Goodyear, L. J., Wagers, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+efficient%2C+functional+engraftment+of+skeletal+muscle+stem+cells+in+dystrophic+muscles%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Highly efficient, functional engraftment of skeletal muscle stem cells in dystrophic muscles.</a> Cell. 134, 37-47 (2008).</li>
</ol>

Hemos creado una plataforma de imagen estable y fiable para el seguimiento de la fluorescencia etiquetados células trasplantadas en el músculo esquelético de acogida en este estudio. GFP-etiquetados mioblastos de las buenas prácticas agrarias de ratones transgénicos representa un tipo de células madre adultas que serán candidatos para la terapia celular en el futuro. Una constante manipulación, incluyendo el número de células, la inyección de células, fondo claro, la posición de la imagen y los parámetros de la máquina es importante para obtener imágenes de alta calidad y, sobre todo para el análisis cuantitativo. Fluorescencia de imagen tiene muchas aplicaciones en la investigación biomédica, ya que no es invasiva, fácil de usar, y tiene un alto rendimiento. Además de imágenes de fluorescencia puede proporcionar una medición cuantitativa basada en el recuento de fotones, aunque debido a la dispersión, atenuación y absorción, la luz no puede penetrar a una gran distancia en el tejido, que es un defecto de la técnica. Se han realizado esfuerzos para utilizar el reportero de color rojo o del infrarrojo cercano para aumentar la profundidad de penetración de la luz. Otra de las ventajas de imágenes de fluorescencia es que se puede traducir a las clínicas si el reportero fluorescente específica está aprobado para uso humano. En comparación con el MRI, CT y PET, fluorescencia de imagen tiene una gran flexibilidad, ya que no requiere hardware caro y agentes de imagen. Un ejemplo es la fluorescencia basada endoscopio y endoscopio micro-que se han utilizado en las clínicas. Mediante la combinación de imágenes de fluorescencia con otras modalidades, esperamos alcanzar la capacidad de adquirir información tanto anatómica y funcional de los procesos biológicos subyacentes.

<table><tbody><tr><td>NightOwl LB981</td><td>Berthold Technologies</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

seguimiento de dinámica de injerto muscular en pequeños animales por en vivo fluorescente de imágenes

Tracking Dynamics of Muscle Engraftment in Small Animals by In Vivo Fluorescent Imaging

Las distrofias musculares son un grupo de enfermedades musculares degenerativas caracteriza por una pérdida progresiva de las células contráctiles del músculo. En la actualidad, no existe ningún tratamiento curativo disponible. Los avances recientes en biología de células madre han generado nuevas esperanzas para el desarrollo de terapias basadas en células eficaces para tratar estas enfermedades. El trasplante de varios tipos de células madre marcadas con proteínas fluorescentes en los músculos de los modelos animales distróficos se ha utilizado ampliamente en el campo. Una técnica no invasiva con la capacidad de rastrear el destino de las células trasplantadas pueden longitudinalmente aún más nuestra capacidad para evaluar el injerto muscular, las células trasplantadas con mayor precisión y eficiencia. En el presente estudio, hemos demostrado que in vivo de fluorescencia de imagen es un método sensible y fiable para el seguimiento de las buenas prácticas agrarias trasplantado (Green Fluorescent Protein) marcado con células en los músculos esqueléticos del ratón. A pesar de la preocupación de fondo debido a la utilización de una luz externa necesaria para la excitación de la proteína fluorescente, se encontró que mediante el uso de cualquiera de ratón desnudo o la eliminación del pelo con los reactivos de depilación gran parte de este problema se elimina. Utilizando una cámara CCD, la señal fluorescente se puede detectar en el tibial anterior (TA) muscular después de la inyección de 5 x 10 5 células de cualquiera de las buenas prácticas agrarias ratones transgénicos o eGFP transduced cultura de mioblastos. Para que los músculos más superficiales como el extensor largo de los dedos (EDL), la inyección de menor número de células se produce una señal detectable. Intensidad de la señal puede ser medido y cuantificado el número de fotones emitidos por segundo en una región de interés (ROI). Puesto que las imágenes obtenidas muestran límites claros delimitar la zona implantada, el tamaño de la ROI se puede medir así. Si las piernas se colocan constantemente en todo momento, los cambios en el número total de fotones por segundo por el músculo y el tamaño de la ROI reflejar los cambios en el número de células injertadas y el tamaño de la zona injertada. Por lo tanto, los cambios en el mismo músculo en el tiempo son cuantificables. En vivo técnica de imagen fluorescente se ha utilizado principalmente para realizar el seguimiento del crecimiento de las células tumorogénico, nuestro estudio demuestra que es una poderosa herramienta que nos permite realizar el seguimiento del destino de las células madre trasplantadas.

Se describe un<em&gt; In vivo</em&gt; Imagen de fluorescencia protocolo para controlar la regeneración del músculo por las buenas prácticas agrarias con etiqueta de mioblastos después del trasplante en los músculos esqueléticos de los ratones sanos y distrófica. Este protocolo se puede adaptar para estudiar la regeneración del músculo mediante el trasplante de otros tipos de células y en otras condiciones musculares también.

Seguimiento de Dinámica de injerto muscular en pequeños animales por En Vivo Fluorescente de imágenes

Las distrofias musculares son un grupo de enfermedades musculares degenerativas caracterizadas por la pérdida progresiva de células musculares contráctiles. En la actualidad, no existe...

Hola, soy Juwan Ma del Departamento de Anestesia del Hospital de Mujeres Bergham en Boston. Hoy les mostraré una técnica para obtener imágenes de fluorescencia in vivo con el fin de monitorear el progreso de la regeneración muscular en ratones. Utilizamos este procedimiento en nuestro laboratorio para estudiar el injerto de células madre musculares trasplantadas.Así que comencemos. Las células marcadas con GFP para trasplante se aíslan y cultivan a partir de ratones transgénicos GFP. Antes de continuar, un pellizco en el dedo del pie confirma que el ratón está completamente anestesiado. Luego se eliminan los músculos de la pata trasera. Bajo condiciones asépticas, el músculo se macera entonces.Las células satélite se disocian incubando la muestra picada con una solución de colagenasa al 2% en condiciones de 37 grados Celsius durante una hora. Después de la incubación, se añade medio de crecimiento que contiene Ham F10 y 10% de suero bovino fetal (FBS) para detener la digestión enzimática. Luego, los músculos se disocian mediante pipeteo repetido con una pipeta de Pasteur.A continuación, las células se filtran a través de un tamiz celular y luego se siembran en una placa de cultivo no recubierta. La placa se coloca en un incubador estándar de cultivo celular durante una hora. Con el fin de separar las células satélite de otras poblaciones celulares con propiedades de adhesión más fuertes, el sobrenadante se decanta sobre una placa recubierta con colágeno y se incuba durante otra hora.Después de esta incubación, el sobrenadante enriquecido en células satélite resultante se retira nuevamente y se aplica a una nueva placa recubierta con colágeno, y se cultiva hasta observar colonias de mioblastos. Este proceso se denomina prepl; las células se pasan al alcanzar una confluencia celular del 60 al 70 %. Una pequeña proporción de células se utiliza para inmunocitoquímica, teñida con marcadores de células miogénicas, para verificar la pureza de las células musculares en el cultivo.Una vez confirmada la pureza de las células miogénicas, las células se amplifican en el mismo cultivo. Las condiciones de trasplante previas al trasplante celular consisten en la disociación con tripsina al 0,25 % N. Las células se lavan dos veces y se resuspenden en HBSS a una concentración de cinco veces 10 a la siete células por mililitro; se inyectan 10 microlitros de la solución celular por músculo tibial anterior o TA.Para la imagenología in vivo, primero se trasplantan mioblastos marcados con GFP en ratones machos de cuatro a seis semanas de edad. El ratón se anestesia con ketamina y xilacina, y el procedimiento se inicia tras confirmar el estado anestésico. Para reducir el ruido de fondo, se elimina el vello de ambas patas traseras aplicando nare sobre las patas y esperando 30 segundos antes de retirarlo.Para el aplicador con punta de algodón, las patas se limpian nuevamente con un nuevo aplicador con punta de algodón empapado en agua destilada para eliminar restos de narina y vello antes de trasplantar las células al ratón. Primero aspire cinco veces 10 a la cinco células en 10 microlitros de HBSS hacia una jeringa Hamilton. Con una aguja de calibre 30, inyecte un número igual de células en tres posiciones a lo largo del eje longitudinal del músculo TA, en la parte superior medial y en la parte inferior.Después de cada inyección, mantenga la aguja durante dos minutos antes de retirarla del músculo para prevenir fugas a lo largo de la aguja. Durante el período de espera, aspire la misma cantidad de células en otra jeringa e inyecte el músculo TA contralateral de la misma manera. Tras las inyecciones celulares, el ratón se coloca inmediatamente en posición prona sobre una hoja de papel negro no fluorescente, sujetando ambos pies al papel con la planta hacia abajo y separando las patas 90 grados. Luego, el ratón se coloca en la cámara de un sistema de imagen de fluorescencia Night Owl, LB 981.Equipado con una cámara acoplada a carga altamente sensible, se coloca una pata trasera en el centro del campo de visión de la cámara. Primero, tome una fotografía tradicional en escala de grises de la pata. Para comenzar la adquisición de imágenes, se selecciona el filtro de emisión adecuado con una longitud de onda específica para la proteína verde fluorescente.Tome una imagen con una exposición de 1.250 milisegundos seguida de otra con una exposición de 500 milisegundos. Hemos encontrado que un tiempo de exposición más largo permite la detección de una señal débil, mientras que una exposición más corta revela más detalles. Después de haber tomado la imagen de una pata trasera, coloque la otra pata trasera en el centro del campo de visión de la cámara e image esta pata de la misma manera que se mostró anteriormente.Para garantizar resultados comparables, la altura de la muestra debe mantenerse sin cambios. Después del análisis de imágenes, el ratón se traslada de vuelta a una jaula y se monitorea su recuperación de la anestesia. Para el análisis, se dibuja una región de interés sobre las señales fluorescentes para medir los fotones por segundo.También medimos el tamaño de la región de interés en número de píxeles para obtener un valor cuantitativo adicional y así adquirir datos longitudinales; los experimentos de imagen pueden repetirse en diferentes días o semanas según sea necesario. En los experimentos, una imagen fluorescente de la pata trasera del ratón tomada el día en que se inyectaron las células marcadas con GFP mostró una alta intensidad de señal. La intensidad de señal luego disminuyó al segundo día y posteriormente aumentó hasta alcanzar un nivel estable al séptimo, decimocuarto y vigésimo primer día. Cuando estos cambios en la fluorescencia se cuantificaron midiendo la intensidad de señal en fotones por segundo, observamos una disminución notable en la intensidad de señal un día después de la inyección, lo que refleja una reducción en el número de células positivas para GFP.Sin embargo, al séptimo, decimocuarto y vigésimo primer día, la intensidad de la señal había aumentado hasta un nivel estable, lo que indica que había ocurrido la regeneración muscular. Acabamos de mostrarle cómo utilizar la imagenología por fluorescencia in vivo para monitorear el progreso de la regeneración muscular tras la inyección de células marcadas con GFP. Mediante este método, somos capaces de estudiar la dinámica de la regeneración muscular tras la inyección de todo tipo de células marcadas con fluorescencia.Dado que las imágenes se pueden adquirir de forma no invasiva a intervalos designados, se pueden recopilar datos longitudinales más precisos con menos animales y una carga de trabajo reducida. Al utilizar parámetros de medición fijos, las imágenes del mismo animal a lo largo del tiempo deben ser cuantitativamente comparables. Es extremadamente importante mantener una superficie limpia sobre la piel que recubre el músculo para reducir el fondo; es absolutamente esencial eliminar todo el vello que cubre las patas y limpiar bien la zona con hisopos o torundas de algodón.Y recuerde, no olvide utilizar siempre el mismo conjunto de parámetros para garantizar la consistencia entre todas sus mediciones. Eso es todo. Gracias por ver este video y buena suerte con sus experimentos.

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Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

En este artículo se describe una secuencia optimizada de eventos para obtener imágenes multimodal de los injertos celulares en el cerebro de los roedores por medio de: (i) en la bioluminiscencia in vivo y la resonancia magnética, y (ii) el análisis post mortem histológico. La combinación de estas modalidades de imágenes en un solo animal permite la evaluación del injerto celular con alta resolución, sensibilidad y especificidad.

Imagen multimodal de implante de células madre en el sistema nervioso central de ratones

Este video muestra el protocolo para implantar ortotópicamente células de cáncer de páncreas que expresan proteínas fluorescentes verdes en el páncreas del ratón. El modelo ortotópico de ratón ayuda a investigar la eficacia de nuevas terapias en tumores primarios y metastásicos.

Modelo de ratón ortotópico fluorescente: implantación de células cancerosas que expresan GFP en ratones para evaluar la progresión tumoral in vivo

Un medio no invasivo para evaluar el éxito de trasplante de mioblastos se describe. El método se aprovecha de un gen de fusión informador unificada compuesta de genes cuya expresión se pueden obtener imágenes con diferentes modalidades de imágenes. Aquí, se hace uso de...

Imagen Molecular a Target trasplantó células progenitoras musculares

Células madre pluripotentes inducidas (iPSC)-progenitores miógenos derivados son candidatos prometedores para las estrategias de terapia celular para tratar las distrofias musculares. Este protocolo describe el trasplante y las medidas funcionales necesarias para evaluar el injerto y la diferenciación de mesoangioblastos derivados de iPSC (un tipo de progenitores musculares) en modelos de ratón de regeneración muscular aguda y crónica.

Trasplante De InducidaS Pluripotentes Derivadas De Células Madre Mesoangioblastos Como Progenitores Miógenos En Modelos De Ratón De La Regeneración Muscular

Combinatorias 5 proteínas fluorescentes de marcado de las células madre y progenitoras hematopoyéticas permite in vivo seguimiento clonal a través confocal y microscopía de dos fotones, que proporciona conocimientos sobre la médula ósea hematopoyética arquitectura durante la regeneración. Este método permite la correlación de destino no invasiva de las células derivadas de HSPCs espectralmente-codificados en tejidos intactos durante largos períodos de tiempo después del trasplante.

En Tracking Clonal vivo de madre hematopoyéticas y células progenitoras Marcado por cinco proteínas fluorescentes utilizando confocal y Microscopía Multifotónica

Se describe un método relativamente simple para ex vivo de imágenes en vivo de las interacciones célula-estroma tumoral dentro de la metástasis de pulmón, utilizando reporteros fluorescentes en ratones. Uso de hilado de disco microscopía confocal, esta técnica permite la visualización de células vivas durante al menos 4 horas y podría adaptarse para estudiar otras condiciones inflamatorias pulmonares.

Ex vivo de imágenes en vivo de metástasis pulmonar y su microambiente

Microscopía de fluorescencia intravital (IVFM) de la bóveda craneal se aplica en combinación con la genéticos modelos animales para estudiar el autoguiado hacia el blanco y el engraftment de células hematopoyéticas en la médula (BM) nichos.

Combina la microscopia Intravital fluorescente (IVFM) con modelos genéticos para estudiar dinámica del Engraftment de células hematopoyéticas a nichos de la médula ósea

Se describe un protocolo para la preclínica en vivo rastreo de metástasis del cáncer. Se basa en un reportero con radionúclidos-fluorescencia combina el sodio yoduro symporter, detectado por tetrafluoroborato de no invasivo [18F]-PET y una proteína fluorescente para la confirmación de racionalización ex vivo . El método es aplicable para la preclínica en vivo de la célula de seguimiento más allá de la biología del tumor.

Gen reportero de radionúclido-fluorescencia de imagen para seguir la progresión del Tumor en modelos de roedores Tumor

Aquí utilizamos bioluminiscente, rayos x y emisión de positrones la tomografía/computado tomografía la proyección de imagen para estudiar cómo inhibidor mTOR actividad impactos tumores mieloma engrafted de médula ósea en un modelo de xenoinjerto. Esto permite fisiológicamente relevantes, no invasivo y multimodales análisis del efecto anti-mieloma de tratamientos contra tumores mieloma médula engrafted en vivo.

Proyección de imagen de tomografía multimodal bioluminiscente y emisión positrónica tomografía/computacional de xenoinjertos de médula ósea del mieloma múltiple en ratones NOG

Aquí, presentamos un protocolo para obtener imágenes en vivo de fluorescencia etiquetadas fragmentos de endometrio humanos injertado en ratones. El método permite estudiar los efectos de los fármacos de elección en el tamaño de la lesión endometriotic a través del monitoreo y cuantificación de la fluorescencia emitida por el reportero fluorescente en tiempo...

Monitoreo no invasivo del tamaño de la lesión en un modelo de ratón heterólogos de la Endometriosis

Este artículo detalla cómo realizar una miografía de impedancia eléctrica in vivo (usando matrices de electrodos de superficie y aguja) y ex vivo (usando una celda dieléctrica) en el músculo gastrocnemio de roedores. Demostrará la técnica tanto en ratones como en ratas y detallará las modificaciones disponibles (es decir, animales obesos, cachorros).

Realización de miografía de impedancia eléctrica in vivo y ex vivo en roedores

Aprende a realizar imágenes de fluorescencia in vivo para monitorear la regeneración muscular en ratones usando mioblastos marcados con GFP. Este protocolo permite estudios longitudinales precisos en medicina regenerativa.

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