Name: La fertilización de Oocitos de Xenopus Utilizando el método de transferencia de acogida (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-11-02T17:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 20 s
Description: Aprende el método de transferencia de acogida para fertilizar oocitos de Xenopus en estudios de biología del desarrollo. Esta técnica permite obtener embriones viables a partir de oocitos manipulados in vitro.

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Los autores desean expresar su agradecimiento miembros del laboratorio de Houston para la lectura crítica del manuscrito. La investigación es financiada por los Institutos Nacionales de Salud (GM083999) otorgó a DWH

1. La extirpación quirúrgica de tejido ovárico <ol class="lalpha"><li> Preparar un nuevo lote de medio de cultivo de ovocitos (OCM; Materiales), entre 400-800 ml, dependiendo del tamaño del experimento. Ajustar el pH a 7,6-7,8, hasta que el rojo fenol se vuelve un color rojo oscuro (seis o más gotas de NaOH 5 N). Vierta una pequeña cantidad para comprobar el pH en un tubo separado desde el electrodo de pH pueden contaminar los medios de comunicación. OCM deben ser almacenados a 18 º C y utilizarse dentro de una semana. </li><li> Seleccione 3-5 hembras y un lugar en ~ 2L buffer solución anestésica (Materiales). Tratamos de evitar el uso de las ranas que se alimentan en el día de o antes de la cirugía. Mientras que la rana es sucumbir a la anestesia, desinfecte el área quirúrgica con un 70% EtOH y preparar los instrumentos quirúrgicos. </li><li> Esterilizar los instrumentos quirúrgicos en 20 segundos de inmersión en un esterilizador de cuentas en caliente a 250 ° C. Los siguientes instrumentos se debe a la mano: bisturí (# 3) y la cuchilla (# 10 o 11), varios pares de Dumont pinzas, tijeras iris Bonn (curvo o recto), Halsey o Olsen Hegar porta-agujas micro, y las suturas. Coloque los instrumentos esterilizados en una placa de Petri estéril o en el interior del paquete de sutura para mantener estéril. Sujete la aguja en el soporte de la aguja en la orientación deseada antes de comenzar. Preferimos Olsen Hegar porta-agujas ya que el mango contiene las hojas de tijera, que se pueden utilizar para recortar puntos de sutura, sin instrumentos de cambio. </li><li> Después de 10 minutos, comprobar que un plano quirúrgico de anestesia que se ha logrado. Ranas anestesiados dejará de moverse y no responde a una pizca dedo del pie o de ser entregado. La anestesia debe durar 15 minutos, que es tiempo más que suficiente para realizar las operaciones. Don quirúrgica vestimenta adecuada. Esto puede incluir guantes limpios (sin látex), batas y máscaras quirúrgicas, dependiendo de las preferencias personales e institucionales, pautas para el cuidado de los animales. </li><li> Nota sobre la técnica aséptica: secreciones rana piel contienen péptidos antimicrobianos que generalmente reducen la incidencia de la contaminación durante la cirugía, a pesar de la técnica aséptica se deben seguir tanto como sea posible. Paños quirúrgicos se pueden utilizar, pero no puede ser requerido por IACUC institucional y no puede proporcionar muchos beneficios. Por lo general &quot;la punta técnica&quot; que se utiliza, donde las manos se toquen las puntas estériles del material de sutura instrumentos, o sitio de la incisión. Los instrumentos se pueden esterilizar (en el esterilizador de cuentas) incisión después de la piel, y un área estéril debe mantenerse en la mesa de trabajo para los instrumentos de la colocación (por ejemplo, una placa de Petri o un paquete de sutura). Requisitos institucionales pueden diferir de manera significativa, así que por favor siga las pautas de sus instituciones y reciben instrucción adecuada antes de realizar cirugías. </li><li> Retire la rana de la anestesia y el lugar en decúbito dorsal sobre una cirugía húmeda limpie. Tenga en cuenta. La piel puede ser limpiado por lavado de yodo povidona diluida (1:20) o clorhexidina (0,75%). Sin embargo, evite comerciales lavado quirúrgico, los jabones y el 70% de alcohol isopropílico, ya que pueden dañar la delicada piel de los anfibios. </li><li> Utilizando unas tijeras iris bisturí o pequeño, hacer un pequeño (1 a 1,5 cm) incisión en la piel en la parte inferior del abdomen, lateral a la línea media. Incisiones posteriores sobre la misma rana se debe realizar en lados alternos, bien separados uno del otro. Las incisiones se pueden hacer en forma paralela o perpendicular a la línea media. </li><li> Hacer que la piel y las incisiones abdominales del músculo en dos etapas. Después de cortar la piel, elevación de la capa muscular y los alrededores de color blanco fascia con pinzas y hacer la incisión en el músculo planteadas. Usar tijeras y cortar hacia abajo, tratar de hacer un corte rápido para exponer la cavidad del cuerpo dejando los bordes limpios herida. Si sólo la fascia se corta, se retrae y se hace más difícil la sutura. Levantamiento de los músculos le ayudará a evitar que sin querer herir a cualquiera de los órganos internos. Además, trate de evitar el corte a través de cualquier corazones linfáticos visibles o los vasos sanguíneos dentro de las capas musculares. Ampliar la longitud con una tijera de la incisión para que el ovario se pueden arrancar fácilmente a través. </li><li> Ovario deben ser claramente visibles una vez hecha la incisión. Para obtener el ovario, tome con pinzas y externalizar el tejido ovárico. La cantidad deseada de tejido, y recorta en el nivel de la pared del cuerpo. No rellene el tejido en la cavidad celómica, ya que esto podría ser una fuente de infección u otras complicaciones. </li><li> Inmediatamente observar un pequeño trozo de ovario en un microscopio y un defolliculate pocos ovocitos para probar su calidad. Se debe ser firme y de tamaño uniforme y la coloración. Si son aceptables, eliminar la cantidad deseada de tejido ovárico y la sutura de la incisión. Suficiente para llenar una caja de Petri de 90 mm es suficiente para la mayoría de los experimentos. Si los ovocitos son de dudosa calidad, la sutura de la rana y repetir con una mujer diferente. </li><li> Cerrar la incisión suturando el músculo y la capa de fascia en primer lugar. Inserte el n<html> Eedle unos pocos milímetros lateral de la incisión, asegurándose de que pase a través de la capa de la fascia también. Suturas sólo a través del músculo puede desgarrar el tejido y se suelte. El uso de fórceps para ayudar a insertar la aguja desde abajo en el lado opuesto de la incisión. Liberar y volver a agarrar la aguja desde el exterior del cuerpo y tirar de la sutura a través de hasta varios centímetros o menos de la cola se mantiene, teniendo cuidado de no tirar de él hasta el final. </li><li> Cerrar la herida con un patrón simple de sutura interrumpida. Nosotros usamos un empate instrumento básico para hacer nudos cuadrados cirujano (nudos de arrecife). Pase el extremo largo de la sutura alrededor del soporte de la aguja, sujete la cola y tire de ella a través del lazo hacia usted y apriete. Lazo y tire a través de nuevo, esta vez sacar el porta-agujas lejos de ti. Un tercer lanzamiento se puede utilizar para aumentar la seguridad (en la misma dirección que el primero). Recorte de la sutura, dejando la cola corta y hacer otra sutura en el músculo de unos pocos milímetros de distancia. Dos puntos de sutura son suficientes para pequeñas suturas, tres de los más grandes. Repita el procedimiento para la capa de la piel. Demostraciones en video de la técnica de sutura básicos están disponibles en YouTube - búsqueda de &quot;empate instrumento&quot;, hay un buen número para elegir, aunque la técnica básica es la misma. </li><li> Enjuague la hembra con agua destilada y colocarla en un balde lleno de recuperación de frío (18 ° C). Mientras que en el laboratorio, las ranas se mantienen en el agua del grifo tratada con Amquel para eliminar las cloraminas. Cada pocos minutos, levante suavemente la rana en el agua y buscar tragar o movimientos de ojo saltón, indicativo de la recuperación de la anestesia. </li><li> Nota: La cirugía de la supervivencia no es estrictamente necesario para obtener tejido ovárico, aunque las mujeres se siguen produciendo ovocitos después de un buen número de operaciones. Realizar la cirugía de supervivencia también se reducirá el número de animales utilizados. Asegúrese de seguir las pautas de su unidad de cuidado de los animales vertebrados en los métodos de supervivencia de la cirugía, el cuidado post-operatorio y el seguimiento y el número de cirugías permite a un individuo. </li></ol> 2. El cultivo de ovocitos y Defolliculating <ol class="lalpha"><li> Justo después de terminar la cirugía, subdividir el ovario en trozos pequeños (~ 2 cm 2) y guardar en OCM fresco, con 5-6 piezas por caja de 90 mm. Lóbulos individuales de ovario son a cielo abierto, aplanado y corte en trozos cuadrados. Estos se lavan en OCM limpia y se coloca en los platos de la cultura. Aplanamiento y dividir el ovario va a extender su vida en la cultura y hacer más fácil defolliculation. </li><li> Mover un lóbulo de un plato pequeño de OCM y de forma manual defolliculate 300-500 ovocitos. Transferencia de ovocitos utilizando una aguja estéril, pulido al fuego pipeta. Hemos encontrado que el uso de la variedad de algodón conectado es esencial para minimizar la contaminación de los cultivos. Tienda de los ovocitos a 18 ° C en 8 ml OCM (en medio de los platos (Falcon 1007)) en grupos de 100 a 150. Con la práctica, debe ser capaz de defolliculate ovocitos suficiente en 1-2 horas. Ovocitos Collagenased no son adecuados para la transferencia de sede, ya que no se puede fertilizable. </li><li> Defolliculating método. Nos defolliculate el uso de fórceps relojeros &quot;(Dumont # 4 o # 5 años, Herramientas de Bellas Ciencia), siguiendo los métodos básicos que se describen en Smith et al., (1991). Usando un par de pinzas (en su mano dominante), agarrar la capa de teca tejido conectivo que rodea un ovocito totalmente crecido etapa VI, cerca de donde el folículo está unido al ovario (el tallo). Con el otro par de pinzas, sujete el ovario adyacente a la primera pareja. Ligeramente rasgar la capa del folículo tirando a través de los ovocitos. Suavemente burlarse de los ovocitos de los tejidos. Ovocitos con éxito defolliculated se floppier que los ovocitos sólo logró sin la eliminación de la capa del folículo y se carece de vasos sanguíneos visibles. </li><li> Nota: es esencial para mantener una presión muy leve en las puntas de la pinza, apenas suficiente para las puntas de cumplir. Agarre demasiado fuerte es común entre los principiantes y se traducirá en el ovocito se apartó con el folículo intacto. Mantenga un buen par de pinzas en exclusiva para defolliculating. Los consejos deben cumplir con precisión y debe ser un poco más contundente que la pinza para la toma de explantes de embriones de Xenopus (Figura 1). </li><li> De manera rutinaria la prueba maduros alrededor de 20 con la progesterona y abortar el experimento, si el ritmo de maduración es pobre (&lt;50% después de 6-7 horas a temperatura ambiente). </li><li> En este punto, los ovocitos pueden ser manipuladas y cultivadas como se desee, tales como la microinyección de oligo, morfolino o ARNm. Los procedimientos de inyección variar según el laboratorio, por lo que no se describen los que están aquí. Los ovocitos se puede mantener hasta por una semana en la OCM, pero en general la salud declina así que lo mejor es utilizarlos para la transferencia de un plazo de 96 horas de aislamiento. </li><li> Tenga en cuenta que sólo entre cinco y seis grupos (incluido el control) puede ser transferido a una sola hembra, debido a las limitaciones de colorantes vitales, por lo que planificar sus experimentos en consecuencia. </li></ol>&quot;&gt; 3. Maduración de ovocitos y la estimulación de mujeres anfitrionas <ol class="lalpha"><li> Si se realiza un rescate de agotamiento de oligo, inyecte el ARNm (generalmente 50-300 pg de ARN) ~ 24-48 horas después del oligo. Los oligos se han degradado en ese momento y no debe afectar a la ARN inyectada. </li><li> En la tarde antes de realizar la transferencia, añadir 16 l de solución de progesterona de trabajo (de 1 mm de EtOH) a los ovocitos en el OCM 8 ml en placas de medio (concentración de progesterona final es ~ 2 M). Incubar 10-12 horas a 18 ° C para permitir la maduración de los ovocitos. </li><li> Inyectar 3-5 hembras con 1000 unidades por la rana de hCG para inducir la puesta de huevos. Nuestros experimentos parecen funcionar mejor si la maduración de ovocitos y la inyección de hCG se realizan al mismo tiempo, unas 12 horas antes de la implantación en el receptor (por ejemplo, 22:00 PM -10). Deja las mujeres a temperatura ambiente y 18 ° C durante la noche. </li></ol> 4. Preparación y tinción colorante vital de ovocitos <ol class="lalpha"><li> En la mañana de la transferencia, permiten ~ 45-60 para configurar y realizar el procedimiento. En este punto, los ovocitos maduros pueden ser congelados para su posterior análisis de la eficacia de la caída del mRNA o la expresión de proteínas. Además, comprueba que los ovocitos no se han infectado y que hubo una tasa de buena maduración (&gt; 50%). Oocitos infectados no van a fertilizar. Descongele los colorantes vitales (materiales) y giran a velocidad máxima durante 5 min. </li><li> Color de los diferentes grupos experimentales mediante la adición de 80 l del colorante apropiado vital (s) a los platos de los ovocitos y se incuban con la oscilación de 15 &#39;. Durante este tiempo, seleccione una mujer de acogida y comenzar la anestesia. Elija una rana que poco a poco va poniendo los huevos normalmente o que produce huevos con abundante apretando suave. Los huevos del huésped debe ser de buena calidad. Evite las hembras que están poniendo las cadenas de huevos o huevos aplastados. </li><li> La transferencia de los huevos de color a un plato grande de OCM fresco, remolino brevemente para lavar y dejarlos a un lado antes de la transferencia. </li><li> Prepare una pipeta Pasteur con un agujero lo suficientemente ancha como para dar cabida a un ovocito (alrededor de 1,5 mm) para su uso en el trasplante de los ovocitos. Puntuación de la pipeta con un lápiz de diamante y se rompen limpiamente. Fuego de uñas hasta que los bordes son lisos, teniendo cuidado de no derretir la abertura cerrada. </li></ol> 5. Realizar el trasplante de ovocitos <ol class="lalpha"><li> El trasplante de ovocitos utiliza los mismos procedimientos quirúrgicos como se describe en la Parte I, aunque en lugar de la eliminación de ovarios, oocitos manipulados se introducen en la cavidad del cuerpo con una pipeta. Idealmente, el proceso de transferencia debe realizarse lo más rápidamente posible y el tamaño de la incisión debe ser lo más pequeña posible. </li><li> Anesthesize la hembra de acogida y la elaboración de instrumentos quirúrgicos como se describe en la Parte I. Marca y la incisión como se describe en la Parte I. La incisión puede ser más pequeño, pero tiene que ser lo suficientemente grande como para caber el diámetro de la pipeta de transferencia (Figura 2). </li><li> Para trasplantar los ovocitos, captar y elevar un colgajo de músculo y fascia con pinzas y se introducen los ovocitos experimental con la pipeta Pasteur preparada anteriormente. Agite el plato de los ovocitos para reunirlas en el centro y aspirar la mayor cantidad posible. Permita que los oocitos de asentarse en el extremo de la pipeta para evitar el exceso de líquido que se introduce y inserte la punta de la pipeta en la incisión y permiten lentamente los ovocitos a llegar a la cavidad del cuerpo (Figura 2B). Repita hasta que todos los ovocitos han sido transferidos. No suelte la capa muscular en cualquier momento, hasta que haya comenzado la sutura, o los ovocitos se derrame fuera de la incisión. </li><li> Una vez que los ovocitos han sido transferidos, sujete ambos lados de la incisión con unas pinzas y ponerlos juntos, permitiendo que los ovocitos se asiente en la cavidad del cuerpo. Comience sutura como se describe, teniendo cuidado de mantener la tensión al alza sobre el músculo y la fascia hasta el primer nudo se ata (Figura 2C). Esto evitará que los ovocitos de ser expulsado y se permita que los bordes de la incisión para sanar de manera uniforme. Añadir otra sutura en la capa muscular / fascia y sutura de la piel. </li><li> Enjuague la hembra con agua destilada y colocarla en un balde lleno de recuperación de refrigeración (18 ° C) Amquel de agua tratada. Vigilar su recuperación de la anestesia que el anterior. Debe comenzar a poner huevos normalmente después de la operación. </li><li> Obtener los testículos de una rana macho con los procedimientos normales. Tienda de los testículos en el OCM o L15 hasta que sea necesario. Nosotros preferimos los testículos frescos al fertilizar experimentos de transferencia. </li></ol> 6. La recuperación de ovocitos in vitro y en la fertilización <ol class="lalpha"><li> Cilios peritoneal impulsará los huevos transferidos (normal y los huevos celómico del host) a las aberturas de los oviductos en la parte anterior de la cavidad del cuerpo. Huevos de color pueden ser recuperados a partir de 2-3 horas después de la transferencia apretando normal. Los huevos pueden ser obtenidos cada media hora o más hasta que la mujer deja de poner. </li><li> Fertilizar en una espesuspensión rm (en ~ 4 MMR ml 1x) durante 4 minutos. Inundaciones y enjuagar ampliamente con MMR 0.1x. Los huevos deben activar con normalidad y se empiezan a romper ~ 1.5-2 horas después de la fecundación. Huevos transferidos a menudo se rompen un poco más tarde que los huevos de acogida. </li><li> Retire las capas de gelatina con cisteína como embriones normales y ordenar en platos separados. Esto se puede hacer en cualquier momento, dependiendo de las necesidades del experimento. Es generalmente más fácil identificar los diferentes colores alrededor de la fase de 4 células, y más difícil durante las últimas etapas de blástula. La cultura de los huevos con una densidad baja (&lt;50 por plato mediano) en MMR 0.1x limpio. Desde este punto, los embriones pueden ser tratados y manipulados con normalidad. </li><li> Volver a las ranas a las instalaciones de los animales y vigilar las complicaciones durante los próximos días. </li><li> Método de fertilización alternativa, la puesta de huevos en un tampón de sal <ol class="lroman"><li> Después de la rana se ha recuperado de la anestesia, su lugar en ~ 1L alto contenido de sal MMR (1.2x). Deje que la hembra ponga los huevos en el buffer de alrededor de 4-6 horas. Apriete los huevos restantes a cabo, la fuga de MMR 1,2 x y clasificar huevos de colores en el plato limpio, eliminar todo el líquido posible. </li><li> Lavar exhaustivamente con MMR 0.3x y fertilizar en el volumen mínimo de 0.3x MMR / esperma suspensión hasta que los huevos activar (10 minutos). Inundaciones con MMR 0,1 x y la cultura que el anterior. Esta opción es útil si los huevos son necesarios en la misma etapa o si la extracción manual de los huevos de los daños de los ovocitos de donantes. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con las directrices y normas establecidas por la Universidad de Iowa IACUC Comité.

Un éxito de la transferencia dará lugar a la fecundación y la división normal de&gt; 50% de los ovocitos (Figura 3). Generalmente entre 30-60% de los ovocitos transferidos sobreviven más allá de las etapas Néurula. Por lo general, la transferencia de ovocitos desde 75 hasta 150 por grupo experimental, que dará embriones suficiente para varios tipos de análisis (in situ, RT-PCR), así como visualizar el fenotipo. La implantación de ovocitos mucho más no parece aumentar considerablemente el rendimiento. Además, por lo meno...

Soluciones y recetas: OCM (ovocitos medio de cultivo modificado a partir de Wylie et al, 1996). <table border="0"><tbody><tr><td> 70% L-15 de Leibovitz medio (que contiene L-glutamina) </td><td> (Invitrogen 11415-064) </td></tr><tr><td> 0,4 mg / ml de albúmina de suero bovino (BSA, fracción V) </td><td> (Sigma A-9418-50 g) </td></tr><tr><td> 1x penicilina-estreptomicina </td><td> (Sigma P-0781) </td></tr><tr><td colspan="2"> Ajustar el pH a 7,6-7,8 con NaOH 5 N </td></tr><tr><td colspan="2"> Hacer nuevas tiendas cada semana, a 18 ° C. </td></tr></tbody></table> 10X MMR (solución modificada de Marc Ringer;. Zuck et al, 1998) <table border="0"><tbody><tr><td> 1M NaCl </td></tr><tr><td> 20 mM KCl </td></tr><tr><td> 20 mM de CaCl2 </td></tr><tr><td> 10 mM de MgCl 2 </td></tr><tr><td> 150 mM HEPES </td></tr><tr><td> ajustar el pH a 7,6-7,8 </td></tr><tr><td> Almacenar a 4 ° C </td></tr></tbody></table> Solución anestésica <table border="0"><tbody><tr><td> 1 g / L 3-aminobenzoico éster etílico del ácido (MS222) </td><td> (Sigma A-5040) </td></tr><tr><td colspan="2"> 0,7 g / L de bicarbonato de sodio </td></tr><tr><td colspan="2"> Disolver en agua tratada con Amquel </td></tr><tr><td colspan="2"> Hacer fresco por semana </td></tr></tbody></table> Las poblaciones de progesterona <table border="0"><tbody><tr><td> 10 mM de progesterona (Sigma P-0130) en el 100% de etanol </td></tr><tr><td> Diluir a 1 mM en EtOH al 100% de una población 500 veces / solución de trabajo </td></tr><tr><td> Almacenar a -20 ° C </td></tr></tbody></table> Colorantes vitales (modificado de Heasman et al., 1991) <table border="0"><tbody><tr><td> Azul: 0,1% del Nilo Azul A </td><td> (Aldrich 121479-5G), </td></tr><tr><td> Red: Red Neutral 0,25% </td><td> (Sigma N-6634), </td></tr><tr><td> Brown: 1% Bismarck Brown </td><td> (Sigma B-2759), </td></tr><tr><td colspan="2"> Verde (80 azul l + 80 l marrón), </td></tr><tr><td colspan="2"> Malva (80 + 80 l azul rojo l). </td></tr><tr><td colspan="2"> Un color sexto, Orange (80 l rojo + 80 l marrón), también se puede utilizar, pero es a menudo difícil de distinguir de color marrón. </td></tr></tbody></table> Las existencias de azul, rojo y marrón se preparan en agua desionizada en tubos de 50 ml, se incubó durante 20 minutos con la oscilación y la hace girar en una centrífuga clínica. Los sobrenadantes se alícuotas en tubos de microcentrífuga y se almacenan a -20 ° C.

la fertilización de oocitos de xenopus utilizando el método de transferencia de acogida

Fertilization of Xenopus oocytes using the Host Transfer Method

Estudiar la contribución de las moléculas de herencia materna a la vertebración de desarrollo temprano a menudo se ve obstaculizada por el tiempo y los gastos necesarios para generar animales de la madre y el efecto mutante. Además, muchas de las técnicas para sobreexpresar o inhiben la función de genes en organismos tales como Xenopus y pez cebra no objetivo suficientemente crítica materna vías de señalización, como la señalización de Wnt. En Xenopus, la manipulación de la función de genes en ovocitos cultivados y su posterior fertilización puede mejorar estos problemas hasta cierto punto. Los ovocitos son manualmente defolliculated de tejido de un donante de ovario, inyectado o tratado en la cultura como se desee, y luego estimulados con progesterona para inducir la maduración. A continuación, los ovocitos se introducen en la cavidad del cuerpo de una rana anfitrión ovulación femenina, con lo cual se trasladaron a través del oviducto del anfitrión y adquirir las modificaciones y abrigos de gelatina necesaria para la fecundación. Los embriones resultantes se puede elevar a la fase deseada y se analizaron los efectos de cualquier perturbación experimental. Este método de transferencia de acogida ha sido muy eficaz en el descubrimiento de los mecanismos básicos del desarrollo inicial y permite una amplia gama de posibilidades experimentales no están disponibles en cualquier organismo vertebrado otro modelo.

Procedimiento para la fertilización<em&gt; Oocitos de Xenopus</em&gt; Por el método de transferencia de acogida.

La fertilización de Oocitos de Xenopus Utilizando el método de transferencia de acogida

El estudio de la contribución de las moléculas heredadas maternalmente al desarrollo temprano de los vertebrados se ve a menudo dificultado por el tiempo y el gasto necesarios para...

El objetivo general de este procedimiento es obtener embriones en desarrollo derivados de sitios OO que fueron manipulados en cultivo. Esto se logra primero aislado los sitios donantes de OO de una hembra y manipulándolos según se desee en cultivo. El segundo paso del procedimiento consiste en estimular estos citos para que maduren utilizando progesterona y en inyectar a las hembras huésped prospectivas con gonadotropina para estimular la puesta de huevos.El tercer paso del procedimiento consiste en teñir los citocitos donadores con colorantes vitales y preparar una hembra para que sirva como huésped. El paso final del procedimiento es transferir quirúrgicamente los citocitos donadores a la cavidad corporal del huésped, y varias horas después recuperar y fertilizar los óvulos transferidos. En última instancia, embriones que se dividen normalmente derivados de los citocitos donadores manipulados experimentalmente.Las citoes pueden obtenerse y analizarse de la misma manera que los embriones normales. Hola, soy Doug Houston de la Universidad de Iowa. Hoy estamos en el curso Xap de Cold Spring Harbor para mostrarles cómo realizar el procedimiento de transferencia a hospedador.Utilizamo

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Los huevos de Xenopus laevis intacta, lisadas y / o fraccionados son útiles para una amplia variedad de experimentos. Este protocolo muestra cómo inducir a la puesta de huevos, recoger y dejelly los huevos, y ordenar los huevos para eliminar los huevos dañados.

La obtención de huevos de Xenopus laevis mujeres

Aquí se demuestra la microinyección citoplasmática...

Microinyección de oocitos de Xenopus laevis

Xenopus epitelios embrionarios son un sistema modelo ideal para estudiar los comportamientos celulares, tales como el desarrollo de la polaridad y cambiar de forma durante la morfogénesis epitelial. Histología tradicional de muestras fijas cada vez se complementa con células vivas de imagen confocal. Aquí se demuestra métodos para aislar los tejidos de rana y visualizar en directo las células epiteliales y su citoesqueleto utilizando células vivas, la microscopía confocal.

Células vivas, imágenes y análisis cuantitativo de las células epiteliales embrionarias en Xenopus laevis</em

Este protocolo de vídeo se muestra un método para la generación de...

La producción de transgénicos Xenopus laevis Integración mediada por la enzima de restricción y transferencia nuclear

Ectodermo embrionario de Xenopus se ha convertido en un atractivo modelo para el estudio de la polaridad celular. Un ensayo se describe, en el que la distribución subcelular de las proteínas fluorescentes se evalúa en las células de ectodermo. Este protocolo ayudará a contestar preguntas relacionadas con el control espacial de la señalización.

Translocación polarizado de proteínas fluorescentes en Xenopus Ectodermo en respuesta a la señalización de Wnt

Una técnica para el trasplante "Extreme anterior Dominio" tejido facial entre Xenopus laevis embriones se ha desarrollado. Los tejidos pueden moverse de un fondo de la expresión génica en otro, lo que permite el estudio de las necesidades locales para el desarrollo craneofacial y de señalización interacciones entre las regiones faciales.

Los trasplantes faciales en<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Los embriones

Describimos métodos de manipulación de ovocitos inmaduros de Xenopus laevis, maduración in vitro de ovocitos a óvulos e inyección intracitoplasmática de espermatozoides. Este protocolo permite la degradación de algunas proteínas maternas y la sobreexpresión de genes de interés en la fertilización, por lo que es valioso para estudiar el papel de factores específicos en el desarrollo embrionario temprano.

La manipulación y<em&gt; In Vitro</em&gt; La maduración de<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Los ovocitos, seguido de inyección intracitoplasmática de espermatozoides, para estudiar el desarrollo embrionario

Describimos un sistema de ovocitos y capuchones animales de Xenopus para la clonación de expresión de genes capaces de inducir una respuesta en ectodermo competente, y discutimos técnicas para el análisis posterior de dichos genes. Este sistema es útil en la identificación funcional de una amplia gama de productos génicos.

Clonación funcional utilizando una<em&gt; Xenopus</em&gt; Sistema de Expresión de ovocitos

Se describen procedimientos optimizados para el aislamiento de folículos individuales, microinyecciones de ARN citoplasmático, la eliminación de capas celulares circundantes y la expresión de proteínas en ovocitos de Xenopus. Además, se presenta un método simple para cambios rápidos de solución en experimentos electrofisiológicos con canales iónicos activados por ligandos.

Los oocitos de Xenopus: Métodos optimizados para la microinyección, la eliminación de las capas de células foliculares y Cambios solución rápida en experimentos electrofisiológicos

Este protocolo demuestra un método basado en la fluorescencia para visualizar la vasculatura y para cuantificar su complejidad en Xenopus tropicalis . Los vasos sanguíneos pueden visualizarse minutos después de la inyección de un colorante fluorescente en el corazón de un embrión después de manipulaciones genéticas y / o farmacológicas para estudiar el desarrollo cardiovascular in vivo .

Visualización y análisis cuantitativo de la angiogénesis embrionaria<em&gt; Xenopus tropicalis</em

Genes esenciales para la supervivencia de plantean obstáculos técnicos para la creación de líneas mutantes. Leapfrogging evita mortalidad combinando genoma corrige con el trasplante de células de germen primordiales para crear tipo de salvaje animales portadores de mutaciones del germline. Evitamos también permite la generación eficiente de homocigotos mutantes nulos en la generación de1 F. Aquí, se demuestra el paso del trasplante.

Trasplante de células de germen primordiales para basada en CRISPR/Cas9 Leapfrogging en Xenopus

Aprende el método de transferencia de acogida para fertilizar oocitos de Xenopus en estudios de biología del desarrollo. Esta técnica permite obtener embriones viables a partir de oocitos manipulados in vitro.

La fertilización de Oocitos de Xenopus Utilizando el método de transferencia de acogida

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