Name: Gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-10-13T10:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 52 s
Description: Aprende a medir cambios en propiedades de bicapas lipídicas inducidos por fármacos usando canales de gramicidina y ensayos de fluorescencia. Este método evalúa interacciones membranales.

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Damos las gracias a Michael J. Bruno, Rusinova Radda y Jon T. saco de muchas discusiones estimulantes. El apoyo financiero del NIH, R01GM021342 y complementar ARRA R01GM021342-35S1, y la Josiah Macy Jr. Foundation para OSA, el Tri-I CMB programa de HII, y El Iris L. y S. Woodworth Leverett Médico Científico de becas y subvención del NIH MSTP GM07739 de RK.

1. Generar HORMIGAS lleno de liposomas <ol><li> El día 1, eliminar el disolvente orgánico a partir de lípidos. </li><li> Eliminar los lípidos del congelador y dejar que alcancen la temperatura ambiente. </li><li> Añadir 0,6 ml de 25 mg / ml (1,2-dierucoyl-sn-glicero-3-fosfocolina) de lípidos en solución de cloroformo a un matraz de fondo redondo de 25 ml. </li><li> Continuamente girar el matraz durante el secado en atmósfera de nitrógeno, hasta que todo el cloroformo se ha evaporado y una fina capa blanca de las capas de lípidos toda la mitad inferior de la botella. </li><li> Seca en un desecador al vacío durante la noche. </li></ol><ol><li> El día 2, preparar la muestra con el fluoróforo que se incorporarán en las vesículas. </li><li> Rehidratar en 100 mM NaNO 3, 25 mM HORMIGAS (sal Na), HEPES 10 mM. Use HNO 3 o NaOH para ajustar el pH a 7.0. Cada molécula de hormigas tiene 2 + Na, para un total de 150 mM [Na +]. Añadir 1,671 ml de electrolito para obtener una suspensión mM de lípidos 10. </li><li> Parafilm y agitar la suspensión a fondo. </li><li> Proteger la muestra de la luz con papel aluminio y dejar que la edad a temperatura ambiente durante la noche. </li></ol><ol><li> El día 3, hacer grandes vesículas unilamelares y eliminar todos los fluoróforo de fuera de las vesículas. </li><li> Someter a ultrasonidos durante 1 minuto en un baño de ultrasonidos de baja potencia. </li><li> De congelación y descongelación de la muestra 5.6 veces, cada vez con 5 minutos en hielo seco y 5 minutos en agua caliente (~ 50 ° C). </li><li> Extruir la suspensión de lípidos mediante un Avanti mini-extrusora. Configurar el mini-extrusora con un 0,1 micras filtro de policarbonato y apoya filtro (consulte el manual de extrusión para más detalles). Extruir la suspensión de ida y vuelta 21 veces de tal manera que la suspensión termina en la jeringa contrario. Cuando varios lotes se sacan, recuerde siempre que la carga de muestras con la misma jeringa. Durante la extrusión de la suspensión turbia lipídico inicial debe ser casi transparente (que seguirá siendo amarillo debido a la fluoróforo hormigas). Si la extrusión de repente se vuelve más fácil y menos presión es necesaria para moverse a través del filtro, el filtro puede tener roto y necesita ser reemplazado. </li><li> Quitar HORMIGAS externo mediante la ejecución de la suspensión de extrusión en una columna de desalación PD-10 mediante un protocolo de gravedad. Equilibrar la columna con 20-30 ml de Na-buffer (140 mM NaNO 3, 10 mM HEPES, pH 7,0, recuerde utilizar HNO 3 y NaOH para ajustar el pH). Añadir 1,5 ml de la suspensión de lípidos extruido a la columna y deje que se filtre pulg obtener un volumen total de la muestra de 2,5 ml mediante la adición de 1 ml de Na-buffer. Después de que el tampón se incorpore plenamente en la columna y no se está filtrando, eluir los liposomas con 3 ml de Na-buffer y recoger la muestra resultante. El resultado llena de hormigas LUV solución de reserva debe contener alrededor de los lípidos de 4-5 mm y parecen translúcidas de color blanco lechoso. Proteger la muestra de la luz con papel de aluminio. </li><li> Si la solución de reserva no se utiliza inmediatamente, almacenar a 13 ° C por un máximo de 7 días. Advertencia: no se congelan o enfriar la solución de lípidos por debajo de su líquido a temperatura de transición de fase de cristal (~ 12 ° C), ya que esto va a destruir la integridad de las vesículas y el fluoróforo se escapará. </li></ol> 2. Mezcla de fluorescencia de soluciones <ol><li> 24 horas antes de su uso, diluir los liposomas y se incuban con gramicidina (a 13 ° C). Equilibrio de gramicidina entre monocapas las vesículas lipídicas "internos y externos es un proceso lento, que requiere una larga incubación. </li><li> Agite bien en vórtex las hormigas llenas de LUV solución madre como el LUVs tienen una densidad&gt; 1 g / ml y por lo tanto, los sedimentos en las soluciones. </li><li> Mezclar las hormigas llenas de LUV 1:20 acciones de Na-buffer. Mezclar todos los liposomas para su uso en un solo día de los experimentos juntos en un solo frasco para mejorar la uniformidad de la muestra. </li><li> Separar 3 / 4 de los liposomas y añadir 260 nm gramicidina previamente diluido en DMSO (500 mg / mL). </li><li> Para el restante 1 / 4 añadir el mismo volumen de DMSO (sin gramicidina) para mantener la concentración de disolvente constante en todas las muestras. </li></ol> 3. La creación del Instrumento de fluorescencia <ol><li> Nosotros usamos un Fotofísica Aplicada SX.20 flujo detenido espectrofluorómetro con control de temperatura para medir la tasa de extinción de fluorescencia. </li><li> A su vez los instrumentos de una hora de anticipación para permitir la entrada en calor. Los componentes son: informática, unidad de control electrónico, baño de agua (tanto frío y calor), el suministro de potencia de la lámpara y el tanque de nitrógeno. </li><li> Establecer las condiciones de grabación con el software Pro-Data SX. </li><li> La longitud de onda de excitación monocromador a 352 nm y aperturas de corte ancho para la excitación de 1 / 1. </li><li> Use un λ = 455 nm filtro pasa-altos para grabar la emisión. </li><li> Utilice la opción "mantener la presión" el establecimiento, lo que permite que el instrumento para mantener la presión de nitrógeno durante la grabación y por lo tanto evita oscilaciones de la presión (y los artefactos de grabación) durante la primera unos pocos milisegundos. </li><li> Set "Time "a 1 s, y" Puntos "en 5000. </li><li> Utilice el cuadro de repetir y ajustar el número de repeticiones, normalmente usamos 9 y 13 repeticiones para el búfer y se ejecuta extintor, respectivamente. </li><li> Baño de agua la temperatura se debe establecer en 25 ° C, la temperatura debe ser monitoreada en el software de SX. </li><li> Ajuste el volumen del disco a 120 l, lo que significa que cada vez que el instrumento funciona de una muestra, se mezcla 60 l de cada una de las dos jeringas. Con esta configuración instrumental, un volumen de 120 l da un tiempo muerto de ≈ 1,2 ms. </li><li> Ajuste la alta tensión (ganancia) en el detector de fluorescencia para la salida de las hormigas-liposoma es de alrededor de 8. Para una mezcla estándar experimental de la ganancia debe ser 400 a 420 V. Algunos medicamentos son fluorescentes, de manera que puedan saturar la señal de fluorescencia. En estos casos, la ganancia / tensión debería disminuir. </li><li> Cargue siempre la muestra fluorescente en la jeringa izquierda y buffer / extintor en la jeringa derecha. Asegúrese de que todas las muestras de fondo vórtice que contienen liposomas antes de cargar, y ser conscientes de que la LUVs con el tiempo se instalará en la jeringa. </li></ol> 4. Haciendo un experimento <ol><li> Prepare una muestra de hormigas cargadas LUVs, ya sea con solventes o compuestos, y la carga en el espectrofluorómetro, juntamente con Na-buffer o Tl-extintor (50 mM TlNO 3, 94 mM NaNO 3, 10 mM HEPES a pH 7,0). </li><li> Use 1,5 ml diluida ANTS-LUV solución, con o sin gramicidina, preparado el día anterior. </li><li> Añadir el compuesto a la concentración deseada y el disolvente para los controles. Mantener la concentración de disolvente a un mínimo y constante en todas las muestras. Las concentraciones tendrán que ser ajustados con cualquier nuevo (desconocido) compuesto para lograr la deseada dosis-respuesta. Incubar durante 10 min a 25 ° C en la oscuridad. </li><li> Vortex la LUV de la muestra y la carga en la jeringa izquierda. Cargue la Na-buffer o Tl-extintor en la jeringa derecha. </li><li> Bien eliminar las burbujas de aire de ambas muestras, empujando las jeringas de ida y vuelta. </li><li> Asegúrese de que ambas jeringas se cargan por igual antes de cerrar las válvulas. Carga desigual se traducirá en pre-mezcla de soluciones antes de llegar a la cámara de grabación. </li><li> Para la muestra de primera, registrar la fluorescencia con Na-buffer, repetir 4 veces, ajuste la alta tensión (ganancia) en caso necesario, y repetir 5 veces. </li><li> Para el resto de muestras, registro de 9 repeticiones con Na-buffer. </li><li> Vuelva a colocar la Na-buffer con el Tl-extintor y registro de 13 repeticiones. </li><li> Enjuague con agua y continuar con la siguiente muestra. Como controles se utiliza con muestras: no gramicidina y con disolventes, no gramicidina y con la máxima concentración del compuesto, tanto con gramicidina y solvente. </li></ol> 5. Análisis de datos <ol><li> Transferir los resultados a la computadora de análisis. Leer todos los datos en MATLAB para el análisis. Para cada muestra, lea en todos los buffer y repite extintor, con exclusión de los primeros cuatro en cada caso, como los que contienen artefactos de mezcla. Asumiendo un volumen de disco de 120 l que se necesita un poco menos de cuatro disparos para despejar completamente la mezcla anterior de la tubería de flujo detenido. </li><li> Se repite el buffer para todas las muestras deben ser muy similares. Si hay un cambio significativo en la señal de fluorescencia, que depende de la concentración del compuesto, el compuesto en sí puede ser fluorescente y puede ser necesario para restar esta primera señal de fluorescencia extra antes de la normalización de las muestras. </li><li> Manualmente ir a través de las huellas y eliminar "malo", repite: repite que contiene los picos o las desviaciones de multi-exponentiality debido a los artefactos de mezcla y / o burbujas. </li><li> Normalizar las repeticiones extintor con el valor medio a partir de las repeticiones de amortiguación para cada muestra. Combine los promedios de todas las muestras en un gráfico para la visualización. </li><li> Rastros registrados sin gramicidina todos debe ser similar y casi no muestran extinción de fluorescencia, que puede haber una lenta reducción en la señal de fluorescencia debido a la lenta fuga de Tl + a través de la bicapa de vesículas 8. Si la muestra, sin gramicidina y modificador de extinción si no se presenta importantes, a continuación, las vesículas se han deteriorado y no debe usarse más. Si las muestras sin gramicidina, pero con el modificador mostrar enfriamiento significativo, entonces el modificador perturba la bicapa de vesículas de tal manera que permite que el fluoróforo o extintor para cruzar la bicapa. </li><li> Si el compuesto altera las propiedades de bicapa lipídica, detectada por los canales de gramicidina, el curso temporal de fluorescencia se visiblemente alterado. </li><li> Para cada muestra, se extendía una exponencial <img src="/files/ftp_upload/2131/2131eg1.jpg" alt="Ecuación 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="La ecuación 1"> por ejemplo, 4) es apto para el primer 200-100 m de la curva de enfriamiento normalizado fluorescencia de las repeticiones individuales y la tasa de <img src="/files/ftp_upload/2131/2131eg2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> 4calculado en 2 ms. Medias y desviaciones estándar se calculan para una muestra dada de todas las repeticiones individuales. </li><li> Por último, determinar el cambio relativo en la tasa de enfriamiento por la normalización de la muestra más cercana de control en el tiempo que ha gramicidina y modificador no. </li></ol> 6. Resultados representante <img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1: Los puntos esenciales de la fluorescencia apagar basado en análisis para detectar cambios en las propiedades bicapa lipídica Arriba a la izquierda:. Un zoom-in en una vesícula lipídica solo con las hormigas más NaNO 3 en el interior y NaNO 3, además de TlNO 3 en el exterior. Arriba a la derecha: La señal de fluorescencia grabado con (formulario de arriba a abajo) HORMIGAS vesículas llenas sin extintor, con extintor, extintor y con pre-dopado con 87, 260 y 780 nM gramicidina. Abajo: Representación esquemática de la cámara de mezcla de flujo detenido. <img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2: Una captura de pantalla del software Pro-SX datos que ilustran los distintos grupos de referencia en la descripción de la configuración experimental. <img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3:. Determinaciones múltiple repetición de la señal de fluorescencia de las hormigas cargadas LUVs con Na-buffer Las primeras cuatro se repite, siempre se excluyen, ya que contienen artefactos de mezcla. El tubo de conexión de las jeringas de la muestra a la celda de mezcla tiene un volumen definido, por lo tanto, las repeticiones primeras nos dará una lectura de lo que estaba previamente en el tubo: agua para repetir 1 y 2, una combinación de agua y la muestra para la repetición de 3, la mayoría de la muestra para repetir 4, y muestra sólo para el resto repite. <img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4:. Determinaciones múltiple repetición de la señal de fluorescencia de las hormigas cargadas LUVs con Na-buffer y con Tl-extintor Los primeros cuatro repeticiones se han eliminado de ambas condiciones. Además, para las mediciones de TI, extintor, repita 8 debe ser eliminado debido a los artefactos, las burbujas de aire más probable. <img src="/files/ftp_upload/2131/2131fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> . Figura 5: Efecto de la capsaicina (Cap) en el transcurso del tiempo de la extinción de fluorescencia HORMIGAS (A) de la señal de fluorescencia normalizada más de 1 s, puntos grises indican los resultados de todas las repeticiones (n&gt; 5 por condición); líneas rojas indican el promedio de todos repite. (B) Los primeros 100 ms, puntos grises indican los resultados de una sola repetición para cada condición, las líneas rojas se extienden ajuste exponencial (2 - 100 ms) a los que se repite. La línea azul punteada indica la marca de 2 ms, el tiempo en que se determina la tasa de extinción. En tanto A como B y la traza de arriba muestra los resultados en la ausencia de Tl +, en los próximos dos huellas mostrar resultados en la ausencia de GA, con Tl + Cap ±; las cuatro huellas inferiores muestran los resultados con 260 nM y gA + TI, donde los números indican [PAC] en M. Las tasas de extinción de Cap M 0, 10, 30 y 90, según lo determinado por la velocidad de una estirada exponencial, de 36 ± 6, 69 ± 6, 85 ± 8 y 247 ± 27 (media ± DE, n&gt; 8) , respectivamente.

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</ol>

Una solicitud de patente provisional que cubre los métodos descritos en el manuscrito se ha presentado. El co-inventores son HII y OSA.

Hemos demostrado una rápida basada en fluorescencia de ensayo para determinar el potencial de doble capa modificación de las drogas y otros anfifilos pequeños. Los compuestos que modifican las propiedades de dos capas es probable que alteran la función de proteínas de membrana de una manera indirecta, no específica, que podría contribuir a &quot;fuera de objetivo&quot; efectos de los medicamentos. El ensayo explota el poder de los canales de gramicidina como sondas para cambios en las propiedades de dos capas 12</s...

<table><tbody><tr><td>ANTS</td><td>Invitrogen</td><td>A-350</td><td></td></tr><tr><td>gramicidina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G-5002</td><td></td></tr><tr><td>1,2-dierucoil-sn-glicerol-3-fosfocolina</td><td>Avanti Polar Lipid, Inc</td><td>850398C</td><td></td></tr><tr><td>Kit mini-extrusor</td><td>Avanti Polar Lipid, Inc</td><td>610000</td><td></td></tr><tr><td>Columna de desalinización PD-10</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>54805</td><td></td></tr></tbody></table>

gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica

Gramicidin-based Fluorescence Assay; for Determining Small Molecules Potential for Modifying Lipid Bilayer Properties

Muchos fármacos y otras moléculas pequeñas que se utilizan para modular la función biológica se anfifilos que adsorben en la interfase de dos capas / solución y por lo tanto alterar las propiedades de bicapa lipídica. Esto es importante porque las proteínas de membrana son energéticamente, junto a sus dos capas de acogida por interacciones hidrofóbicas. Cambios en las propiedades de dos capas por lo tanto alterar la función de proteínas de membrana, que proporciona una forma indirecta de anfifilos para modular la función de proteínas y un posible mecanismo para &quot;fuera de objetivo&quot; efectos de los medicamentos. Anteriormente hemos desarrollado un ensayo electrofisiológico para detectar cambios en las propiedades bicapa lipídica con canales lineales gramicidina como sondas 3,12. Los canales de gramicidina son mini-proteínas formadas por la dimerización transbilayer de dos organizaciones no-realización de las subunidades. Son sensibles a los cambios en su entorno de membrana, lo que las hace las sondas de gran alcance para vigilar los cambios en las propiedades de bicapa lipídica detectada por las proteínas de dos capas de expansión. Ahora demuestran un ensayo de fluorescencia para la detección de cambios en las propiedades de dos capas utilizando los mismos canales que las sondas. El ensayo se basa en la medición del tiempo-por supuesto de extinción de fluorescencia de fluoróforo cargado vesículas unilamelares grandes debido a la entrada de un extintor a través de los canales de gramicidina. Usamos la fluorescencia indicador / extintor par de 8 aminonaftaleno-1 ,3,6-trisulfonato (hormigas) / Tl + que ha sido utilizado con éxito en otros ensayos de extinción de fluorescencia 5,13. Tl + impregna la bicapa lipídica lentamente 8, pero pasa fácilmente a través de la realización de canales de gramicidina 1,14. El método es escalable y adecuado tanto para estudios de mecánica y de alto rendimiento de detección de pequeñas moléculas de doble capa-perturbadora, y su potencial &quot;en blanco&quot;, los efectos. Nos encontramos con que los resultados con este método se encuentran en buen acuerdo con los anteriores resultados electrofisiológicos 12.

Se introduce una rápida basada en fluorescencia ensayo que controla la tasa de extinción de fluorescencia como una medida de la actividad del canal gramicidina. Los canales de gramicidina se utilizan como sensores de fuerza molecular para monitorear los cambios en las propiedades de bicapa lipídica detectada por las proteínas de dos capas de expansión.

Gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica

Muchos fármacos y otras moléculas pequeñas utilizadas para modular la función biológica son anfífilos que se adsorben en la interfaz bicapa/solución y, de este modo, alteran...

El objetivo general de este procedimiento es medir los cambios inducidos por fármacos en las propiedades de la bicapa, tal como las detectan las proteínas que abarcan la bicapa. Esto se logra primero preparando vesículas unilaminares grandes cargadas con Fluor. El segundo paso del procedimiento consiste en dopar las vesículas con gramicidina.El tercer paso del procedimiento consiste en añadir un agente extintor externo y medir la velocidad de extinción del fluoróforo interno. Cuatro. El paso final del procedimiento es cuantificar el cambio en la extinción de la fluorescencia por unidad de actividad gramin ajustando una función exponencial estirada a la curva temporal de fluorescencia. En última instancia, se pueden obtener resultados para evaluar si los archivos amfi pueden alterar las propiedades de la bicapa lipídica.Hola, soy Ola Anderson. Hola, soy Helson. Hola, soy Richie Kapo.Y soy Leah Sanford del laboratorio del Dr. Olaf Anderson en el Departamento de Fisiología y Biofísica del Weill Cornell Medical College. Hoy les mostraremos un procedimiento para medir cambios en las propiedades de la bicapa lipídica. Utilizamos este procedimiento en nuestro laboratorio para estudiar los

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Biología

Función de la membrana de proteínas está regulada por la composición lipídica de la membrana celular. Este artículo detalla cómo video-para formar un parche a través de electrodos de dos capas de parches, así como el uso de canales de gramicidina como reporteros de propiedades de la membrana alterado.

Métodos de una sola molécula para vigilar los cambios en las propiedades elásticas bicapa

Un tiempo real procedimiento de detección para identificar los medicamentos que interactúan con la proteína G-gated K hacia el interior del...

Un ensayo de cribado para la identificación de moduladores fluorescente de canales GIRK

En este video, demostramos las interacciones proteína-fosfoinositida en un patrón microfluídico utilizando el ensayo de modulación de pH, utilizando un colorante fluorescente sensible al pH marcado con el lípido de fosfatidiletanolamina de una bicapa lipídica soportada, llamada plataforma microfluídica. Las modulaciones en el pH después de la unión de proteínas a fosfolípidos causan extinción de fluorescencia.

Ensayo de modulación del pH en bicapas lipídicas soportadas para detectar interacciones proteína-fosfoinositida

Demostramos un sistema almacenable, transportable lípidos formación de bicapa. Una membrana de bicapa lipídica se puede formar dentro de 1 h con tasa de éxito más del 80% cuando un precursor de membrana congelada se llevó a temperatura ambiente. Este sistema reducirá los procesos laboriosos y conocimientos asociados a los canales iónicos.

Formación Automated bicapa lipídica membrana utilizando un polidimetilsiloxano Thin Film

Aquí describimos un análisis basado en la fluorescencia de alto rendimiento que mide la membrana plasmática resellado eficiencia mediante análisis fluorométrico y proyección de imagen en células vivas. Este ensayo puede utilizarse para la detección de drogas o genes diana que regulan el cierre de membrana plasmática en células de mamíferos.

Medida de alto rendimiento de membrana plasmática resellado eficacia en células de mamíferos

Este protocolo describe la fabricación de liposomas y cómo estos pueden ser inmovilizados en una superficie e imágenes individualmente de una manera paralela masiva utilizando microscopía de fluorescencia. Esto permite la cuantificación del tamaño y la inhomogeneidad compositiva entre los liposomas individuales de la población.

Un ensayo de liposomio único basado en microscopía de fluorescencia cuantitativa para detectar la inhomogeneidad compositiva entre liposomas individuales

El ensayo de fuga de fluorescencia es un método simple que permite la investigación de las interacciones péptido/membrana con el fin de comprender su participación en varios procesos biológicos y especialmente la capacidad de los péptidos que penetran en las células para alterar las bicapas de fosfolípidos durante un proceso de translocación celular directa.

Ensayo de fuga fluorescente para investigar la desestabilización de la membrana por péptido que penetra en las células

Este protocolo presenta un método de imagen de fluorescencia que utiliza una clase de fluoróforos lipídicos sensibles al pH para monitorear el tráfico de membranas lipídicas durante la exocitosis celular y el ciclo de endocitosis.

Medición del recambio de lípidos de membrana con el análogo lipídico fluorescente sensible al pH ND6

Este protocolo presenta un conjunto de experimentos adoptados para la evaluación de péptidos anticancerígenos fotoconmutables, que pueden ser utilizados en el cribado preclínico de dichos compuestos. Esto incluye la evaluación de citotoxicidad en cultivos celulares 2D y 3D, la evaluación de la eficiencia de fotoisomerización ex vivo (tejido modelo) y la eficacia in vivo .

Evaluación in vitro e in vivo de compuestos biológicamente activos fotocontrolados: posibles candidatos a fármacos para la fotofarmacología del cáncer

Se presenta un protocolo experimental para ensamblar, estimular eléctricamente y analizar bicapas de interfaz de gotas dopadas con gramicidina A. Las relaciones estructura-función lipídio-proteína se cuantifican midiendo cambios en el área de membrana, el flujo iónico y la conductancia de canal único, y relacionando estas respuestas con cambios similares a la plasticidad en la conducción iónica en un modelo de membrana inspirado en sinapsis eléctricas.

Caracterización de la estructura y función de la membrana lipído-proteína usando bicapas de interfaz de gotas

Aprende a medir cambios en propiedades de bicapas lipídicas inducidos por fármacos usando canales de gramicidina y ensayos de fluorescencia. Este método evalúa interacciones membranales.

Gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica (Video) | JoVE Journal

Gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica

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