Name: El aislamiento de la infiltración de leucocitos cerebro- (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
Description: Aprende a aislar leucocitos infiltrados en cerebro de ratones infectados con TMEV mediante gradiente de Percoll y Ficoll. Este método permite caracterizar células inmunes mediante citometría de flujo.

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Este trabajo fue apoyado por la beca NS64571 del NINDS (CLH), por un premio de desarrollo de carrera a principios de la Clínica Mayo (CLH), y por un generoso regalo de Donald y Frances Herdrich (CLH). Nos gustaría agradecer a la Clínica Mayo de flujo básico Citometría de asistencia.

1. Inyección de virus intracraneal: La siguiente técnica ha sido modificada y utilizada ampliamente por nuestro laboratorio y sus colegas. En pocas palabras, la inyección intracraneana de la cepa de virus de Daniel murina de Theiler encefalomielitis (TMEV) o simulada-infección (1, 10) se lleva a cabo en ratones jóvenes (preferiblemente 5-6 semanas de edad) para obtener los leucocitos cerebro infiltrante (BILS). Tenga en cuenta que los resultados difieren entre la cepa de Daniel, la cepa Bean, y la cepa GDVII. Con el fin de la cosecha BILS, ratones reciben 2x10 5 PFU de TMEV y se infectan durante 24 horas. <ol><li> Coloque la aguja de inyección (calibre 27, ¼ en, Kendall), a una máquina de jeringa de 1 ml y se puso a Hamilton entregar 10 l de virus. </li><li> Elaborar TMEV en 10 l DMEM en la jeringa con especial atención a las burbujas de aire. Cuando sea apropiado, los ratones infectados farsa reciben 10 l de DMEM libre de virus. </li><li> Justo antes de la inyección, vierta aproximadamente 1 mL de isoflurano en una campana de cristal que contiene una malla de alambre con sustrato de algodón por debajo. </li><li> Ratones lugar direclty en la malla de alambre en la campana hasta que se convierten a la ligera anestesia, insensible a los pies-pinch e inmovilizado por el anestésico por inhalación, a unos 10-15 segundos. Los ratones no debe entrar en contacto directo con el isoflurano, la sustancia puede ser irritante y cáustico. </li><li> Mientras está bajo anestesia, para preparar a los ratones por inyección rápida localización de las coordenadas adecuadas en la región de la corteza frontal en el cráneo afeitado y con tinta. La ubicación general de inyección es de 1 mm anterior al bregma y 1 mm lateral a la sutura sagital en el lado derecho (Figura 1). Mientras que la inyección estereotáxica puede ser apropiada en algunas situaciones experimentales, hemos encontrado que a mano de inyección sin afeitar o tinta es adecuada para la mayoría de los experimentos. De separar el pelo con la punta de la aguja a lo largo de ambos ejes es apropiada para la inyección. </li><li> Para hacer una inyección, orientar la aguja perpendicular a la calavera y la prensa a través del hueso a una profundidad de aproximadamente 3 mm. </li><li> Expresar el virus en el cerebro al presionar el botón jeringa Hamilton abajo y esperar 2 segundos para que el virus para entrar en el cerebro antes de retirarse. </li><li> Retire con cuidado la aguja y coloque el ratón en una jaula limpia y seca. Los ratones despierta de la anestesia rápidamente y comiencen a funcionar normalmente en cuestión de minutos. Prestar la debida atención a los ratones que presentan síntomas anormales, tales como el sangrado excesivo en el sitio de inyección, como la eutanasia del animal puede ser apropiado. Animales adecuados de manejo 6 y el cumplimiento de los Institutos Nacionales de Salud y Cuidado de Animales institucional y las directrices del Comité de Uso deben ser seguidas. </li></ol> 2. Cerebro que infiltran la preparación de leucocitos: <ol><li> Prepare de fondo redondo de roble tubos de centrífuga de Ridge, que puede tener una capacidad de 30 ml con 10 ml de RPMI 1640, 9 de Percoll ml y 1 ml de PBS 10X y los tubos deben sentarse a temperatura ambiente en el banco durante el proceso de extracción del cerebro. </li><li> Traiga Ficoll-Paque Plus a temperatura ambiente (RT). </li><li> La eutanasia de animales modificados por sobredosis de isoflurano 5 y eliminar rápidamente el cerebro con una espátula de acero inoxidable y el tejido en un tubo cónico de 15 ml que contienen 5 ml de RPMI en el hielo. En algunas circunstancias, PBS-perfusión puede ser apropiado para eliminar las células circulantes en sangre periférica de la preparación BILS. Los ratones deben estar completa y correctamente anestesiado antes de la PBS-perfusión. </li><li> Transferencia de cerebros y la solución de RPMI a un molino de 7 ml de vidrio Pyrex tejido Tenbroeck marca y homogeneizar suavemente con 10-15 golpes. </li><li> Pipeta de un adicional de 5 ml de RPMI en el homogeneizador y pipeta de arriba y abajo dos veces. Transferencia de cerebros homogeneizado (aprox. 10 ml) para preparar con anterioridad de fondo redondo de tubo y suavemente invierta 2-3 veces para mezclar. </li><li> Giro homogenato de cerebro a 7800g ave durante 30 minutos a temperatura ambiente en un F0360 rotor de ángulo fijo en un Beckman Allegra X-22R centrífuga clínica. </li><li> Después de la centrifugación, eliminar los restos de mielina que ha flotado a la parte superior de la pendiente. Recoger la capa de leucocitos que flota por encima de los glóbulos rojos de pellets (Figura 2). </li><li> Cepa capa de leucocitos a través de un filtro de 40 micras de células en un Erlenmeyer de 50 ml. Llevar la solución a 50 ml con RMPI. </li><li> Tubos de centrifugado que contiene la suspensión celular diluida en una centrífuga clínica a 1500 rpm (600 g promedio) durante 5 min a temperatura ambiente. </li><li> Aspirar el sobrenadante y recoger el sedimento celular. Resuspender el precipitado en 1 ml de tampón FACS (1% de suero bovino azida de albúmina, 0,02% de sodio en el calcio y el magnesio libre de PBS) y la transferencia de la suspensión celular a 5 ml ronda final FACS tubos. </li><li> Con cuidado, subyace la suspensión con 1 ml de Ficoll-Paque Plus. </li><li> Girar el tubo a 2500 rpm (1400 dio) en centrífuga clínica durante 25 minutos a temperatura ambiente sin ningún freno. </li><li> Eliminar la capa blanca y esponjosa en la interfase (Figura 2) con una pipeta ml y traslado al nuevo tubo de 5 ml de FACS. Lávese las canas con 4 ml de tampón FACS. </li><li> Girar el tubo a 1500 rpm (600 g promedio) durante 5 min a temperatura ambiente en centrífuga clínica para precipitar las células. </li><li> Aspirar el sobrenadante y recoger el sedimento celular. Resuspender el pellet de leucocitos en un tampón adecuado y mantener en hielo en el nuevo tubo de FACS. </li><li> Recuento de células, evaluar la viabilidad celular por exclusión azul tripán y analizar por citometría de flujo. En general, los investigadores pueden esperar para adquirir aproximadamente 5 x 10 5 células / animal. </li></ol> 3. Inmunofenotipo por citometría de flujo <ol><li> Después de aislar y contar los leucocitos, las células del giro durante 3 minutos a 1500 rpm (600 dio) en una centrífuga clínica. </li><li> Resuspender el precipitado en tampón de bloqueo que contenga lo siguiente: tampón FACS, el sobrenadante del hibridoma 2.4G2 (Fc bloque; anti-CD16/32) y suero fetal bovino en una proporción de 10:05:01 y se incuba durante 30 minutos a 4 ° C . </li><li> Preparar y añadir anticuerpos conjugados contra los antígenos extracelular a las células bloqueadas en una concentración de 1:200 y se incuba durante 30 minutos a 4 ° C en la oscuridad. Mancha y se incuban las células en 200 l en un 96 y V-fondo de la placa. Controles apropiados incluyen células no teñidas y muestras de fluorocromo de compensación, según sea necesario. </li><li> Girar las células teñidas a temperatura ambiente durante 3 minutos a 1500 rpm (600 dio) en una centrífuga clínica utilizando un rotor adecuado para placas de 96 pozos. </li><li> Aspirar el sobrenadante y lavar las células con 200 l de tampón FACS pipeteando suavemente hacia arriba y abajo 3 veces. </li><li> Repita la técnica de lavado por encima de dos veces. </li><li> Después del lavado, resuspender las células en paraformaldehído al 2% y la transferencia a los tubos de FACS. La fijación es necesario para el análisis de citometría de flujo de las células infectadas de Bioseguridad Nivel 2 reactivos. </li><li> Ejecutar las células fijadas en un Calibur BD FACS siguiendo un método de citometría de flujo modificado 8 y analizar los archivos sin conexión utilizando FlowJo, WinMDI u otros programas disponibles y el análisis de citometría de flujo. </li><li> El análisis de 50-100,000 eventos por muestra se requiere generalmente para inmunofenotipo adecuada. </li></ol> Anticuerpos directamente conjugado utilizado en este experimento: CD45 se detectó con el clon 30-F11. Ly6C / G se detectó con el clon Gr1, RB6-8C5. CD11b fue detectado con el clon M1/70. F4/80 se detectó con el clon BM8. 4. Los resultados representativos: Mostramos los resultados de células de fenotipo BILS ratón a las 24 horas post-infección (Figura 3). Los leucocitos se tiñeron con PerCP-conjugadas anti-CD45 de ratón para detectar las células inmunes, PE-conjugado anti-ratón Ly6C / G para detectar monocitos inflamatorios, APC-conjugado anti-ratón CD11b y APC conjugado anti-ratón F4/80 para detectar células del linaje de los monocitos. El análisis se realizó con un instrumento BD FACS Calibur. <img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Localización anatómica de la zona de inyección. El sitio se encuentra a 1 mm anterior al bregma y 1 mm lateral a la sutura sagital en el lado derecho. <img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Los leucocitos ejemplo de separación de gradiente de leucocitos y BILS. Son inicialmente recogidos directamente por debajo de la capa de residuos de mielina y por encima de la pastilla de glóbulos rojos en el gradiente de Percoll. La capa blanca y esponjosa (BILS) en la interfaz se obtiene de la gradiente de Ficoll. <img src="/files/ftp_upload/2747/2747fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Inmunofenotipo de cerebro infilatrating leucocitos a las 24 horas post-infección los leucocitos de ratón. Fueron aislados desde el cerebro por centrifugación diferencial de densidad de tejido homogeneizado preparado a partir de animales a las 24 horas después de la infección intracraneal. Las células se tiñeron con anticuerpos con fluorescencia conjugada contra CD45 de ratón, Ly6C / G, CD11b y F4/80. Gating inicial se realizó mediante el trazado de CD45, un marcador de las células inmunes, en contra de dispersión frontal (FSC), un indicador del tamaño de la celda (C). El hi CD45 (A, D), CD45 lo (B, E), y neg CD45 (F, G) la población se analizaron para determinar los niveles relativos de expresión de los marcadores de monocitos y macrófagos Ly6C / G, F4/80 (A, B , F), y CD11b (D, E, G). Ly6C / G + + CD11b + F4/80 monocitos inflamatorios se encuentra casi exclusivamente en la población CD45 alta (A, D), de conformidad con la infiltración de estas células de la periferia. Por el contrario, he aquí Ly6C/G-F4/80 CD11b macrófagos + se encuentra casi exclusivamente en la LO CD45 (B, E) y CD45 neg (G) las poblaciones, de acuerdo con un fenotipo residente. En numerosos experimentos, no hemos observado células CD45 de alta o Ly6C / G + + CD11b + F4/80 monocitos inflamatorios en el cerebro de los infectados o simulacro infecciónTed ratones (datos no mostrados).

<ol><li>Buenz, E. J., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Picornaviruses+and+cell+death%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Picornaviruses and cell death.</a> Trends Microbiol. 14, 28-36 (2006).</li>
<li>Buenz, E. J., Limberg, P. J., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+3-parameter+flow+cytometry-based+cell+death+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Cytometry+A%22%5BJournal%5D)">A high-throughput 3-parameter flow cytometry-based cell death assay.</a> Cytometry A. 71, 170-173 (2007).</li>
<li>Deb, C., Lafrance-Corey, R. G., Zoecklein, L., Papke, L., Rodriguez, M., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Demyelinated+axons+and+motor+function+are+protected+by+genetic+deletion+of+perforin+in+a+mouse+model+of+multiple+sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuropath.+Exp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Demyelinated axons and motor function are protected by genetic deletion of perforin in a mouse model of multiple sclerosis.</a> J. Neuropath. Exp. Neurol. 68, 1037-1048 (2009).</li>
<li>Deb, C., Howe, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NKG2D+contributes+to+efficient+clearance+of+picornavirus+from+the+acutely+infected+murine+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurovirol%22%5BJournal%5D)">NKG2D contributes to efficient clearance of picornavirus from the acutely infected murine brain.</a> J. Neurovirol. 14, 261-266 (2008).</li>
<li>Donovan, J., &amp, P. B. rown, , P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Euthanasia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Euthanasia.</a> Current Protocols in Neuroscience. , A.4H.1-A.4H.4 (2005).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Handling+%26+restraint%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Handling & restraint.</a> Current Protocols in Immunology. 73, 1.3.1-1.3.6 (2006).</li>
<li>Donovan, J., Brown, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parenteral+injections%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Parenteral injections.</a> Current Protocols in Neuroscience. , A.4F.1-A.4F.9 (2005).</li>
<li>Holmes, K. L., Otten, G., Yokoyama, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flow+cytometry+analysis+using+Becton+Dickinson+FACS+Calibur%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Flow cytometry analysis using Becton Dickinson FACS Calibur.</a> Current Protocols in Immunology. , 5.4.1-5.4.22 (2002).</li>
<li>Howe, C. L., Ure, D., Adelson, J. D., LaFrance-Corey, R., Johnson, A., Rodriguez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD8%2B+T+cells+directed+against+a+viral+peptide+contribute+to+loss+of+motor+function+by+disrupting+axonal+transport+in+a+viral+model+of+fulminant+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroimmunol%22%5BJournal%5D)">CD8+ T cells directed against a viral peptide contribute to loss of motor function by disrupting axonal transport in a viral model of fulminant demyelination.</a> J Neuroimmunol. 188, 13-21 (2007).</li>
<li>Lipton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theiler%27s+virus+infection+in+mice%3A+An+unusual+biphasic+disease+process+leading+to+demyelination%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Theiler's virus infection in mice: An unusual biphasic disease process leading to demyelination.</a> Infect Immun. 11, 1147-1155 (1975).</li>
</ol>

Nosotros usamos la citometría de flujo para determinar la calidad de la preparación de la infiltración de las células cerebrales, y para distinguir las diferentes poblaciones de células inmunes 2, 9. En agudo puntos de tiempo, nuestro método BILS rendimientos altos porcentajes de monocitos inflamatoria dentro de la población CD45hi, así como un alto porcentaje de los macrófagos en la población CD45lo. Esto indica que una respuesta inmune reproducibles dentro del cerebro con firmeza se puede caracterizar por n...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentarios </th></tr><tr><td> TMEV </td><td> Howe laboratorio </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Cepa de Daniel </td><td> Invitrogen </td><td> 21063-029 </td><td></td></tr><tr><td> isoflurano </td><td> Novaplus </td><td> NDC 0409-3292-49 </td><td></td></tr><tr><td> de fondo redondo de roble tubos de centrífuga de canto </td><td> Nalgene </td><td> 3118-0030 </td><td></td></tr><tr><td> RPMI 1640 </td><td> Invitrogen </td><td> 11875-093 </td><td></td></tr><tr><td> Percoll </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-0891-02 </td><td></td></tr><tr><td> PBS 10 veces </td><td> Roche </td><td> 11666789001 </td><td></td></tr><tr><td> Ficoll-Paque Plus </td><td> GE Healthcare </td><td> 17-1440-02 </td><td></td></tr><tr><td> Azul de tripano al 0,4% (w / v) </td><td> Mediatech </td><td> 25 a 900-CI </td><td></td></tr><tr><td> 15 ml tubos cónicos </td><td> BD Falcon </td><td> 352097 </td><td></td></tr><tr><td> 7 ml de vidrio Pyrex marca Tenbroeck triturador de tejidos </td><td> Pescador </td><td> 08 a 414-10B </td><td></td></tr><tr><td> 40 m de células colador </td><td> BD Falcon </td><td> 352340 </td><td></td></tr><tr><td> Cónico de 50 ml </td><td> BD Falcon </td><td> 352070 </td><td></td></tr><tr><td> albúmina de suero bovino </td><td> Sigma </td><td> A9647 </td><td></td></tr><tr><td> azida de sodio </td><td> Sigma </td><td> S8032 </td><td></td></tr><tr><td> CMF-PBS </td><td> Mediatech </td><td> 21 a 040 CV </td><td></td></tr><tr><td> FACS tubos </td><td> BD Falcon </td><td> 352054 </td><td></td></tr><tr><td> de suero fetal bovino </td><td> Sigma </td><td> F4135 </td><td></td></tr><tr><td> 2.4G2 hibridoma </td><td> ATCC </td><td> HB-197 </td><td></td></tr><tr><td> Costar V-fondo de la placa </td><td> Corning </td><td> 3894 </td><td></td></tr><tr><td> Allegra X-22R centrífuga o equivalente </td><td> Beckman </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> De 96 pozos balde plato y rotor </td><td> Beckman </td><td> S2096 </td><td></td></tr><tr><td> Rotor de ángulo fijo </td><td> Beckman </td><td> F0360 </td><td></td></tr><tr><td> paraformaldehído </td><td> Sigma </td><td> P6148 </td><td></td></tr><tr><td> BD FACS Calibur </td><td> BD Biosciences </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> FlowJo 7.5 </td><td> Árbol Star, Inc. </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> CD45 </td><td> BD Biosciences </td><td> 557235 </td><td> clon: 30-F11 </td></tr><tr><td> Gr1 (Ly6C / G) </td><td> BD Biosciences </td><td> 553128 </td><td> clon: RB6-8C5 </td></tr><tr><td> CD11b </td><td> ebiosciences </td><td> 17-0112-83 </td><td> clon: M1/70 </td></tr><tr><td> F4/80 </td><td> ebiosciences </td><td> 17-4801-82 </td><td> clon: BM8 </td></tr></tbody></table>

el aislamiento de la infiltración de leucocitos cerebro-

Isolation of Brain-infiltrating Leukocytes

Se describe un método para la preparación de los leucocitos cerebro infiltrante (BILS) de los ratones. Demostramos cómo infectar a los ratones con el virus de la encefalomielitis murina de Theiler (TMEV) a través de una técnica de inyección rápida intracraneal y la manera de purificar a la población de leucocitos enriquecido de infiltración de las células de todo el cerebro. En pocas palabras, los ratones son anestesiados con isoflurano en una cámara cerrada y son a mano alzada inyecta con una jeringa Hamilton en la corteza frontal. Los ratones son sometidas a muerte en varias ocasiones después de la infección por sobredosis de isoflurano y el cerebro entero se extraen y se homogeneizaron en RPMI con un triturador de tejidos Tenbroeck. Cerebro homogeneizado se centrifuga a través de un gradiente de Percoll continua del 30% para eliminar los restos celulares de mielina y otros. La suspensión celular Luego, se cuela a 40 micras, lavado y centrifugado en forma discontinua Ficoll-Paque Plus gradiente para seleccionar y purificar los leucocitos. Los leucocitos se lavan y se volvieron a suspender en los tampones apropiados para determinar el inmunofenotipo por citometría de flujo. La citometría de flujo revela una población de células del sistema inmune innato en las primeras etapas de la infección en ratones C57BL / 6. A las 24 horas post-infección, varios subconjuntos de células inmunes están presentes en el BILS, con una población enriquecida de Gr1 +, CD11b + y F4/80 + células. Por lo tanto, este método es útil en la caracterización de la respuesta inmunitaria a una infección aguda en el cerebro.

Un método rápido para obtener la infiltración de leucocitos en el cerebro murino se describe. Este método utiliza un gradiente de Percoll continua y discontinua gradiente de Ficoll para seleccionar y purificar la capa de leucocitos enriquecido. Leucocitos aislados se puede caracterizar por las mediciones de citometría de flujo.

El aislamiento de la infiltración de leucocitos cerebro-

Describimos un método para la preparación de leucocitos infiltrantes cerebrales (BIL, por sus siglas en inglés) de ratones. Demostramos cómo infectar ratones con el virus de Theiler murino...

El objetivo general de este procedimiento es obtener una población enriquecida en leucocitos de células inmunitarias innatas a partir del cerebro de ratones infectados agudamente con el virus de la encefalomielitis por TMEV o virus de la encefalomielitis por TMEV. Esto se logra primero infectando intracranealmente a los ratones con TMEV. A continuación, se extrae el cerebro y se homogeniza suavemente 24 horas después de la infección.El tercer paso del procedimiento consiste en utilizar un gradiente continuo de perca y un gradiente discontinuo de fol para purificar selectivamente la capa celular enriquecida en leucocitos. En última instancia, el fenotipo de la población de leucocitos infiltrados en el cerebro que participa en la respuesta inmunitaria frente a la infección aguda del cerebro puede caracterizarse mediante análisis citométrico de flujo. Hola, mi nombre es el Dr. Charles Howe.El método que demostraremos hoy puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neuroinmunología. Por ejemplo, ¿cuáles son las células inmunitarias que infiltran el cerebro durante una infección aguda? La demostración del método hoy estará a cargo de Reagan, la France.Corey, un tecnólogo sénior de investigación en mi laboratorio Para inducir la infiltración de leucocitos en el cerebro. Coloque una aguja de calibre 27 en una jeringa automática de Hamilton de un mililitro y ajuste la jeringa para dispensar 10 microlitros. Aspire 10 microlitros de DMEM infectado con dos veces 10 a la quinta PFU de la cepa Daniel del TMEV o 10 microlitros de DMEM falsamente infectado en la jeringa, prestando especial atención a las burbujas de aire.Anestesie un ratón de cinco a seis semanas de edad y confirme la sedación mediante el pellizco del dedo del pie mientras está bajo anestesia. Prepare al ratón para la inyección localizando rápidamente las coordenadas apropiadas en la región de la corteza frontal sobre el cráneo; dirija la punta de la aguja a lo largo de ambos AE según corresponda para la inyección, oriente la aguja perpendicularmente al cráneo y presione la aguja a través de la cubierta ósea hasta una profundidad aproximada de tres milímetros. Para expresar el DMEM infectado viralmente o el DMEM infectado simulado en el cerebro, presione el botón de la jeringa Hamilton hacia abajo y espere dos segundos para que el medio ingrese al cerebro antes de retirarla.Retire cuidadosamente la aguja y coloque el ratón en una jaula limpia y seca. Los ratones despertarán rápidamente de la anestesia y reanudarán su función normal dentro de un minuto, 24 horas después de la infección intracraneal con virus o simulada. Y antes del aislamiento de los leucocitos infiltrados en el cerebro, llene un tubo cónico de centrífuga Oakridge con 10 mililitros de RPMI 1640 mililitros por célula y un mililitro de PBS 10X y almacene el tubo a temperatura ambiente.Lleve el paquete de reactivos para la tinción inmunofluorescente (FI) plus a temperatura ambiente y llene un tubo cónico de 15 mililitros con cinco mililitros de RPMI; colóquelo también en hielo en este momento. Después de sacrificar al animal mediante sobredosis modificada de isoflurano, retire rápidamente el cerebro y colóquelo en el tubo cónico de 15 mililitros que contiene los cinco mililitros de RPMI. A continuación, transfiera el cerebro junto con la solución de RPMI a un homogenizador de tejidos de vidrio Pyrex® de siete mililitros, modelo 10 Brook, y homogenice suavemente el cerebro con 10 a 15 movimientos.A continuación, pipetee cinco mililitros adicionales de RPMI hacia el homogenizador y aspire y expulse la solución dos veces. Transfiera aproximadamente 10 mililitros del homogenado cerebral al tubo de centrífuga cónico previamente preparado y invierta suavemente el tubo de dos a tres veces para mezclar. Ahora, centrifugue el homogenado cerebral a 7.800 G durante 30 minutos a temperatura ambiente en una centrífuga con rotor de ángulo fijo.Después de la centrifugación, retire los restos de mielina que han flotado hasta la parte superior del gradiente. La capa de leucocitos flota por encima del sedimento de glóbulos rojos. Filtre la capa de leucocitos a través de un filtro celular de 40 micrómetros hacia un tubo cónico de 50 mililitros.Lleve la solución a un volumen de 50 mililitros. Con nuestro PMI, centrifugue el tubo que contiene la suspensión celular diluida en una centrífuga clínica a 600 G durante cinco minutos. A temperatura ambiente, aspire el sobrenadante y recoja el sedimento celular.Re-suspender el precipitado en un mililitro de tampón fax y añadir la suspensión celular a un tubo fax redondo de cinco mililitros. Superponer cuidadosamente las suspensiones con un mililitro del paquete fi a temperatura ambiente y centrifugar los tubos fax a 800 G durante 25 minutos en la centrífuga clínica.A temperatura ambiente y sin interrupción, retire la capa blanca espumosa en la interfase utilizando una pipeta de un mililitro y transfiera la capa a un nuevo tubo cónico de cinco mililitros. Lave las células con cuatro mililitros de tampón fax. Ahora, centrifugue nuevamente el tubo en la centrífuga clínica para sedimentar las células.Luego aspire el sobrenadante y recoja el botón celular. Reuspenda el botón de leucocitos en tampón bloqueante y mantenga en hielo. A continuación, cuente las células.Después de aislar y contar los leucocitos infiltrados en el cerebro, plaquee las células en una placa de fondo en V para prepararlas para la inmunofenotipificación por citometría de flujo. Luego, centrifugue las células en una centrífuga clínica.Re suspenda el sedimento en 200 microlitros de tampón bloqueante e incube las células durante 30 minutos en hielo. A continuación, agregue anticuerpos a una concentración de uno a 200, e incube las células durante otros 30 minutos en hielo, esta vez en la oscuridad. Luego, centrifugue las células marcadas en la centrífuga clínica y aspire el sobrenadante.Añada 200 microlitros de tampón fax al precipitado y pipetee suavemente hacia arriba y hacia abajo tres veces. Luego, lave las células en la centrífuga dos veces más de la misma manera; tras el lavado final, resuspenda las células en una concentración final de 2% paraformaldehído y transfiera las células teñidas a tubos fax. Finalmente, envíe las células fijadas para citometría de flujo y analice los archivos fuera de línea utilizando un programa de análisis fax.Los leucocitos de ratón se aislaron del cerebro mediante centrifugación por densidad diferencial de un homogeneizado tisular preparado a partir de animales 24 horas después de una infección intracraneal. Como se observa en estos dos diagramas de dispersión, los monocitos inflamatorios positivos para LY6C, positivos para F4/80 y positivos para CD11b se encontraron casi exclusivamente en la población CD45 alta, lo que concuerda con la infiltración de estas células desde la periferia. En contraste, los macrófagos negativos para LY6C, F4/80 bajos y positivos para CD11b se encontraron casi exclusivamente en las poblaciones CD45 baja (dos paneles izquierdos) y CD45 negativa (panel extremo derecho), lo que es consistente con un fenotipo residente.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo preparar leucocitos a partir del cerebro de animales infectados agudamente.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

En este video se demuestra la forma de aislar las células mononucleares del sistema nervioso central de ratones con encefalomielitis autoinmune experimental.

Aislamiento de células mononucleares de la del sistema nervioso central de ratas con EAE

El presente artículo describe un protocolo rápido para aislar eficazmente células mononucleares de tejidos de la médula espinal y el cerebro que puede ser efectivamente utilizado para el análisis de citometría de flujo.

Aislamiento de células del cerebro y la médula espinal mononucleares uso de gradientes de Percoll

En este video, realizamos el aislamiento de células mononucleares del cerebro de un ratón utilizando centrifugación por gradiente de densidad. La suspensión de célula mononuclear aislada se puede utilizar para análisis posteriores posteriores.

Aislamiento de células mononucleares a partir de cerebro de ratón: una técnica de centrifugación de gradiente de densidad para aislar células mononucleares residentes en el cerebro

El video muestra el aislamiento de células mononucleares de sangre periférica infiltrantes de tumores del cerebro de un ratón utilizando disociación mecánica y digestión enzimática. A esto le sigue la centrifugación en gradiente de densidad para recoger las células inmunitarias para su posterior análisis.

Aislamiento de células inmunitarias infiltrantes de tumores de un cerebro murino

Un método para el aislamiento de los leucocitos inflamatorios adherentes de los vasos sanguíneos cerebrales de...

Aislamiento y análisis de Brain-secuestrados Los leucocitos de<em&gt; Plasmodium berghei</em&gt; ANKA de ratones infectados

Cerebro células mieloides caracterización después del accidente cerebrovascular se puede realizar por estereología utilizando el método del fraccionador óptico, o por un análisis de citometría de flujo de cerebro leucocitos suspensiones. Ambas son técnicas útiles para realizar una distinción fenotípica precisa de los principales subconjuntos de células mieloides que se encuentran en el cerebro isquémico.

Estereológico y Citometría de Flujo Caracterización de leucocitos subpoblaciones en Modelos de transitorios o isquemia cerebral permanente

La inflamación juega un papel central en la patogénesis del ictus isquémico. Cada vez hay más pruebas que sugieren que actúa como un arma de doble filo que exacerba las lesiones cerebrales tempranas, pero también contribuye a la reparación posterior. Este protocolo describe el aislamiento de células inmunitarias del cerebro isquémico y su posterior fenotipado por citometría de flujo.

Aislamiento y análisis de citometría de flujo de células inmunes del cerebro isquémico Ratón

Se presenta aquí un método sencillo para el aislamiento y análisis de citometría de flujo de células mononucleares de sangre periférica de glioma infiltrantes que produce datos cuantitativos dependientes del tiempo sobre el número y el estado de activación de las células inmunes que entran en el microambiente tumoral temprano del cerebro.

El aislamiento y la citometría de flujo análisis de las células mononucleares de sangre periférica Glioma infiltrantes

Este artículo presenta dos protocolos optimizados para examinar las células inmunitarias residentes y derivadas periféricas dentro del sistema nervioso central, incluyendo el cerebro, la médula espinal y las meninges. Cada uno de estos protocolos ayuda a determinar la función y composición de las células que ocupan estos compartimentos en estado estacionario y en condiciones inflamatorias.

Aislamiento de tejidos del sistema nervioso central y meninges asociadas para el análisis posterior de las células inmunitarias

Este estudio utiliza citometría de flujo y dos estrategias diferentes de gating en ratones perfundidos aislados plexos coroideos cerebrales; este protocolo identifica los principales subconjuntos de células inmunes que pueblan esta estructura cerebral.

Aislamiento y caracterización de las células inmunes de plexos coroideos de ratón microdisecados

Para investigar la respuesta inmunitaria a los trastornos cerebrales, un enfoque común es analizar los cambios en las células inmunitarias. Aquí, se proporcionan dos protocolos simples y efectivos para aislar células inmunitarias del tejido cerebral murino y la médula ósea del cráneo.

Aislamiento de células inmunitarias del cerebro y el cráneo de ratones

Aprende a aislar leucocitos infiltrados en cerebro de ratones infectados con TMEV mediante gradiente de Percoll y Ficoll. Este método permite caracterizar células inmunes mediante citometría de flujo.

El aislamiento de la infiltración de leucocitos cerebro-

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