Name: Un protocolo para la recolección y la tinción de los hemocitos del mosquito de la fiebre amarilla Aedes aegypti /em (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-16T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 33 s
Description: Aprende a recolectar y teñir hemocitos de Aedes aegypti mediante perfusión combinada con inyección. Este método simplificado permite obtener preparaciones limpias para estudiar la inmunología del mosquito.

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Los autores desean agradecer a John Frey y Ben Peterson para la cría de mosquitos. También queremos agradecer a Christine Davis y Gary Radice para ayudar con las micrografías hemocitos. Esta investigación fue financiada por la Universidad de Richmond Arte y Ciencia de becas de verano para AA Qayum y la facultad de conceder A. Telang.

1. Preparación antes de la recolección de hemocitos <ol><li> Prepare una solución diluyente hemolinfa que consta de Schneider media del 60%, 10% de suero fetal bovino (SFB), y el 30% de tampón citrato (anticoagulante; 98 mM NaOH, 186 mM NaCl, 1,7 mM EDTA, 41 mM de ácido cítrico, pH 4,5) 11. Hacer 1,0 ml alícuotas que se pueden almacenar a -20 ° C. Use cada alícuota de una sola vez (ver Materiales). </li><li> Preparar portaobjetos de vidrio (75 x 25 x 1 mm) al anotar un círculo de 1 cm de diámetro en un extremo con una herramienta de vidrio grabado. Por otra parte, portaobjetos con dos pre-grabado círculos se pueden comprar (por ejemplo, Fisher Scientific o fuentes EMS). Una placa de vidrio por los mosquitos serán necesarios. </li><li> Preparar un conjunto de agujas de vidrio (ver Materiales) tiró de acuerdo con los siguientes valores sugeridos (Sutter Instruments, modelo P-87): <table border="1"><tbody><tr><td> El calor de rampa 5 </td></tr><tr><td> Tire: 45 </td></tr><tr><td> Vel: 75 </td></tr><tr><td> Tiempo: 175 </td></tr><tr><td> Presión de 580 </td></tr></tbody></table> Utilizando los valores recomendados en este tirador, construimos las agujas que son alrededor de 500 mm de longitud total, con longitudes de caña de unos 3 mm. Pre-retiró las agujas también se pueden comprar (por ejemplo, Tritech de Investigación). </li></ol> 2. Preparación de microinyector antes de la recolección de hemocitos <ol><li> Insertar una aguja se detuvo en el porta-agujas microinyector de acuerdo a las instrucciones del fabricante. Rellene el microinyector (ver Materiales) tubo, jeringa y aguja de vidrio tirado con aceite mineral de acuerdo a las instrucciones del fabricante. </li></ol> 3. Preparación de los mosquitos hembra antes de la recolección de hemocitos <ol><li> Aspirar 15 hembras adultas en pequeños contenedores jaula sólida que puede estar en contacto con el hielo. Jaula de sumergirse con los mosquitos en el hielo lo suficientemente profundo para que toda la altura de la jaula y todos los lados están en contacto con el hielo. Esto asegurará que todos los mosquitos se exponen al frío. Fría los mosquitos anestesiar durante unos 8 minutos o hasta que ya no son móviles. </li><li> Coloque un mosquito en un portaobjetos de la depresión. Esta diapositiva será el sitio para las inyecciones. </li></ol> 4. Colección de hemocitos <ol><li> Establecer el microinyector tomar hasta 12 l de diluyente hemolinfa utilizando una aguja de vidrio tirado e inyectar la solución en el mosquito entre los segmentos abdominales VII y VIII. Alrededor de 3 mosquitos pueden ser inyectados con 3-3,5 l de un total de 12 l de volumen ocupado. El mosquito debe ser agitado en su lugar con una pinza mientras que la inyección se lleva a cabo. Un pequeño volumen de diluyente debe permanecer en la punta de la aguja con el fin de evitar que el aceite mineral de ser inyectada. Después de la inyección en el abdomen debería ser "lleno" o hinchado. </li><li> Lugar inyectado mosquitos en un recipiente limpio por separado en el hielo para recuperar durante 5 min. La incubación de la solución diluyente anticoagulante en el interior del mosquito ayudar a desalojar hemocitos adherirse al tejido interno. El promedio de 3 a 5 mosquitos se inyectan nuevos durante cada período de 5 minutos de recuperación. </li><li> Después de 5 minutos de recuperación, corte con tijeras de las piernas, las alas y la punta del abdomen (en el octavo segmento) de cada uno de los mosquitos de uno en uno con unas tijeras micro. Esto se debe hacer en la copa de recuperación se coloca en hielo. El corte de las patas y las alas reduce la probabilidad de que las escalas que se transfieren a las diapositivas de la colección. Nota: no corte las piernas y las alas muy cerca de los sitios de fijación torácica o corre el riesgo de la creación de otras aberturas de la hemolinfa de escapar. Hemolinfa sólo debe ser recogida a través de la abertura creada en el extremo del abdomen. </li><li> Lavar un portaobjetos de vidrio microscopio grabado con el 70% de etanol y se seca con un Kimwipe. Una posición de inyección y se recuperó de mosquitos en la diapositiva en el borde exterior del círculo grabado. Establecer microinyector para recoger 12 l de diluyente hemolinfa fresca e inyectar este volumen en el mosquito en la parte lateral de su mesotórax. Entregar más, pero no todo el volumen de diluyente (alrededor de 8 a 10 l) con el fin de evitar que el aceite mineral de ser inyectada. Un pequeño volumen de diluyente debe permanecer en la punta de la aguja. </li><li> La posición del mosquito por lo que la apertura abdominal corte en el borde del círculo de 1 cm. Después de la inyección de la hemolinfa diluida debe ser recogida dentro del área marcada. Una vez que se retira la aguja de la inyección mesothoracic, reanudar la celebración de los mosquitos entre las dos ramas de la pinza y apretar suavemente el abdomen con las pinzas para dirigir la hemolinfa en el área del círculo grabado. </li><li> Permitir hemolinfa diluida para secar en la diapositiva durante unos 10 minutos o hasta que esté seco de forma visible. </li></ol> 5. La fijación y la tinción de hemocitos <ol><li> Tinción de cada diapositiva por separado con HEMA3 7 (ver Materiales): Dip slide en fijador de 5 veces durante 1 segundo cada vez, Dipslide en la solución de I 3 veces durante 1 segundo cada uno y, por último, inmersión en solución de diapositivas II 3 veces durante 1 segundo cada uno. Enjuague la parte de atrás de la corredera con agua destilada. La parte delantera de la diapositiva no deben enjuagarse. Blot-seca la parte delantera de la diapositiva fuera del círculo que contiene grabados de tejidos teñidos. </li><li> Aplicar medio de montaje (por ejemplo, Shur / Monte o Polymount) alrededor del centro de grabado y colocar un cubreobjetos sobre ella. Presione suavemente hacia abajo en la hoja de la cubierta (25 x 25 mm) para que el montaje se extiende a medio y toda el área cubierta por la hoja de la cubierta (incluyendo círculo grabado que contiene tejido teñido). Permitir que se sequen por un mínimo de 3 horas o toda la noche. Hemocitos debe ser visto dentro de 2 semanas después de la recogida para una visualización óptima y de imagen. </li></ol> 6. Resultados representante Ejemplos de hemocitos teñidos fijos y HEMA3 recogidos de una hembra de Aedes aegypti adultos se muestran en la Figura 1-C. La figura 1A muestra una hemocitos que hemos identificado como una prohemocyte sobre la base de su pequeño tamaño, esférica y la forma esferoidal de alta nuclear de citoplasma (550x de aumento) 11. La figura 1B muestra una hemocitos clasificado como un oenocytoid en función de su forma esferoidal y el citoplasma alta proporción nuclear (550x aumentos). Por último, la Figura 1C muestra una hemocitos de granulocitos y tipo (550x aumentos). Los granulocitos son más granular en la naturaleza y tienden a ser más ameboides en la forma y el comportamiento, ya que se adhieren a las superficies de vidrio. Utilizando los criterios publicados previamente para la tipificación de hemocitos y la recuperación de 11, nuestro método de recolección de producido el mismo número de hemocitos totales y también encontró que los granulocitos constituyen el mayor porcentaje de hemocitos un total de 11 (Fig. 2). <img src="/files/ftp_upload/2772/2772fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Imágenes de microscopio de luz de un representante HEMA3 prohemocyte fija, manchado (A), oenocytoid (B), y de granulocitos (C) de una Ae. aegypti hembra adulta. C = citoplasma, núcleo N = G = gránulos. <img src="/files/ftp_upload/2772/2772fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Recuento total ± SE de todos los hemocitos y granulocitos obtenidos por los mosquitos hembra de nuestra dilución de la hemolinfa y el método de recolección.

<ol><li>Enayati, A., Hemingway, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malaria+management%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Malaria management: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Entomol. 55, 569-569 (2010).</li>
<li>Medlock, J., Luz, P. M., Struchiner, C. J., Galvani, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+transgenic+mosquitoes+on+dengue+virulence+to+humans+and+mosquitoes%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Naturalist%22%5BJournal%5D)">The impact of transgenic mosquitoes on dengue virulence to humans and mosquitoes.</a> The American Naturalist. 174, 565-565 (2009).</li>
<li>Baton, L. A., Garver, L., Xi, Z., Dimopoulos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+genomics+studies+on+the+innate+immunity+of+disease+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Functional genomics studies on the innate immunity of disease vectors.</a> Insect Sci. 15, 15-15 (2008).</li>
<li>Thomas, R. E., Wu, W. K., Verleye, D., Rai, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Midgut+basal+lamina+thickness+and+dengue-1+virus+dissemination+rates+in+laboratory+strains+of+Aedes+albopictus+%28Diptera%3A+Culicidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Midgut basal lamina thickness and dengue-1 virus dissemination rates in laboratory strains of Aedes albopictus (Diptera: Culicidae).</a> J. Med. Entomol. 30, 326-326 (1993).</li>
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<li>Strand, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+insect+cellular+immune+response%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">The insect cellular immune response.</a> Insect Sci. 15, 1-1 (2008).</li>
<li>Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-associated+mortality+in+immune+challenged+mosquitoes+%28Aedes+aegypti%29+correlates+with+a+decrease+in+haemocyte+numbers%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Age-associated mortality in immune challenged mosquitoes (Aedes aegypti) correlates with a decrease in haemocyte numbers.</a> Cell. Microbiol. 7, 39-39 (2005).</li>
<li>Chen, C. C., Laurence, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+study+on+humoral+encapsulation+of+microfilariae%3A+establishment+of+technique+and+description+of+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro study on humoral encapsulation of microfilariae: establishment of technique and description of reaction.</a> International Journal for Parasitology. 17, 781-781 (1987).</li>
<li>Beerntsen, B. T., Christensen, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dirofilaria+immitis%3A+effects+on+hemolymph+polypeptide+synthesis+in+Aedes+aegypti+during+melanotic+encapsulation+reactions+against+Microfilariae%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Parasitol%22%5BJournal%5D)">Dirofilaria immitis: effects on hemolymph polypeptide synthesis in Aedes aegypti during melanotic encapsulation reactions against Microfilariae.</a> Exp. Parasitol. 71, 406-406 (1990).</li>
<li>Hillyer, J. F., Schmidt, S. L., Christensen, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+antibacterial+innate+immune+response+by+the+mosquito+Aedes+aegypti+is+mediated+by+hemocytes+and+independent+of+Gram+type+and+pathogenicity%5BTitle%5D)+AND+%22Microb.+Infect%22%5BJournal%5D)">The antibacterial innate immune response by the mosquito Aedes aegypti is mediated by hemocytes and independent of Gram type and pathogenicity.</a> Microb. Infect. 6, 448-448 (2004).</li>
<li>Castillo, J. C., Robertson, A. E., Strand, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+hemocytes+from+the+mosquitoes+Anopheles+gambiae+and+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochem.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Characterization of hemocytes from the mosquitoes Anopheles gambiae and Aedes aegypti.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 36, 891-891 (2006).</li>
</ol>

El método de recogida de hemocitos se describe aquí es una modificación de los métodos publicados anteriormente y permite aislar los preparativos limpia de hemocitos de los mosquitos Aedes, con menos pasos. Aunque nuestro interés particular se encuentra en la caracterización de las poblaciones de hemocitos en los mosquitos Aedes, creemos que esta técnica se puede aplicar a los grupos de mosquitos otros después de los ensayos iniciales se llevan a cabo para determinar los volúmenes de ...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nombre del reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentarios (opcional) </th></tr><tr><td> Medio de Schneider </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> S0146 </td><td></td></tr><tr><td> De suero fetal bovino </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> F0643 </td><td></td></tr><tr><td> Hema3 kit de tinción </td><td> Pescador </td><td> 123-869 </td><td></td></tr><tr><td> Agujas de vidrio (Borosilicato con filamento) </td><td> Sutter Instrumento </td><td> BF100-78-10 </td><td> 1.0mm OD y ID 0.78mm </td></tr><tr><td> Aguja extractor </td><td> Sutter Instrumentos </td><td> Modelo P-87 </td><td></td></tr><tr><td> Microinyector </td><td> Tritech Investigación </td><td> Minj-PD </td><td></td></tr><tr><td> Porta-agujas </td><td> Tritech Investigación </td><td> Minj-4 </td><td></td></tr></tbody></table>

un protocolo para la recolección y la tinción de los hemocitos del mosquito de la fiebre amarilla aedes aegypti</em

A Protocol for Collecting and Staining Hemocytes from the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti

Los mosquitos son vectores de una serie de patógenos que causan enfermedades como el virus de la fiebre amarilla, parásitos de la malaria y filarias. Los laboratorios están investigando anti-patógeno componentes del sistema inmune innato en la especie vector de la enfermedad con la esperanza de la generación de mosquitos transgénicos que son refractarios a los agentes patógenos como 1, 2. El sistema inmune innato de los mosquitos se compone de varias líneas de defensa 3. Patógenos que logran escapar de la barrera impuesta por el mosquito del epitelio del intestino medio-alineado 4 entrar en la hemolinfa y el encuentro hemocitos circulantes, componentes celulares importantes que encapsulan y patógenos engullir 5, 6. Los investigadores no han encontrado pruebas de los tejidos hematopoyéticos en los mosquitos y la evidencia actual sugiere que el número de hemocitos se fija en la emergencia de adultos y los números en realidad puede disminuir a medida que el mosquito 7. La capacidad de recoger e identificar correctamente los hemocitos de los insectos de importancia médica es un paso esencial para los estudios en la inmunidad celular. Sin embargo, el pequeño tamaño de los mosquitos y el limitado volumen de hemolinfa plantean un desafío a la recogida de las células inmunitarias. Dos métodos establecidos para la recolección de hemocitos mosquitos incluyen la expulsión de la hemolinfa de un corte trompa 8, y el desplazamiento de volumen (perfusión), en el que la solución salina es inyectada en la región necklike membranosa entre la cabeza y el tórax (es decir, el cuello uterino) y la hemolinfa perfundidos recogidos se a partir de una apertura de partido en una región distal del abdomen 9, 10. Estas técnicas, sin embargo, están limitadas por la baja recuperación de los hemocitos y la posible contaminación por las células de grasa corporal, respectivamente 11. Más recientemente, un método conocido como de inyección de alta / recuperación de la recuperación mejorada de inmunocitos por el uso de tampones anticoagulante, mientras que la reducción de los niveles de contaminación de las escalas y los tejidos internos 11. Mientras que el método permite un mejor método de recopilación y mantenimiento de hemocitos para cultivo primario, que conlleva una serie de medidas de inyección y recolección que no son necesarios si el objetivo posterior es recoger, fijar y teñir hemocitos para el diagnóstico. Aquí, demostramos nuestro método de recolección de la hemolinfa de mosquitos que combina la simplicidad de la perfusión, usando tampones anticoagulante en lugar de solución salina, con la precisión de las técnicas de inyección de alta para aislar a los preparativos limpia de hemocitos en los mosquitos Aedes.

Un método simplificado pero preciso para recoger y mancha hemocitos mosquito se describe. Nuestro método combina la simplicidad de la perfusión con la precisión de las técnicas de inyección de alta para aislar a los preparativos limpia de hemocitos en los mosquitos Aedes. Este método facilita el conocimiento de los estudios que requieren los tipos de hemocitos y su abundancia.

Un protocolo para la recolección y la tinción de los hemocitos del mosquito de la fiebre amarilla Aedes aegypti</em

Los mosquitos son vectores de diversos patógenos causantes de enfermedades, como el virus de la fiebre amarilla, los parásitos de la malaria y los gusanos filariales. Los laboratorios son...

El objetivo general de este procedimiento es recolectar y teñir los hemocitos de mosquitos. Esto se logra primero inyectando un pequeño volumen de diluyente anticoagulante en mosquitos enfriados. Para soltar los hemocitos y obtener todos los hemocitos en solución.El segundo paso del procedimiento consiste en eliminar las patas, las alas y la punta del abdomen del mosquito. En tercer lugar, se inyecta diluyente fresco en un sitio separado del mosquito para iniciar el proceso de perfusión. El paso final es dirigir la hemo-linfra diluida hacia un portaobjetos preparado para que los hemocitos recolectados puedan fijarse y teñirse.En última instancia, se pueden obtener resultados que muestran los principales tipos y número de hemocitos presentes en la especie de mosquito de interés mediante microscopía básica de frotis. La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la profusión es que combina la simplicidad de la profusión con la precisión obtenida mediante métodos de alta inyección, pero con menos pasos hacia el objetivo final. Nuestro objetivo es identificar los tipos de hemocitos y su abundancia en respuesta a desafíos inmunitarios.Quien demuestra esta técnica es Amina Abdul Kum, una estudiante universitaria de mi laboratorio. Antes de comenzar el protocolo, prepare la solución diluyente de hemolinfa en alícuotas de un mililitro. Almacénelas a menos 20 grados Celsius y no vuelva a congelar ninguna porción no utilizada de una alícuota.Ahora, en portaobjetos de microscopio de un milímetro de grosor, marque círculos de un centímetro. Se necesita un portaobjetos por mosquito. Prepare agujas estiradas.Rompa la punta de cada aguja estirada para crear una abertura en la aguja. Ensamble una aguja en su soporte, que está unido a los componentes de tubo y jeringa de un microinyector. A continuación, elimine las burbujas de aire del ensamblaje del tubo y el soporte de la aguja utilizando aceite mineral.Usted aspira aceite mineral en esta jeringa manual y se asegura de no obtener burbujas. Coloca algo debajo de la aguja para recoger el aceite que gotee. Abre esta parte del microinyector y luego introduce aceite aquí para eliminar cualquier burbuja.Y esto simplemente se acopla a esta jeringa manual, tal como lo hace con la otra punta. Inyecte lentamente el aceite mineral para que atraviese el tubo plástico y elimine cualquier burbuja presente. Luego, nuevamente, rellene en exceso la parte superior con aceite mineral hasta el punto en que comience a gotear.Luego, desea volver a conectar esto a esta jeringa de vidrio para no obtener burbujas. A continuación, rellene con aceite mineral los componentes ensamblados hasta que todo el tubo de la aguja y la jeringa estén llenos. El microinyector ya está listo para usarse en la entrega del diluyente.A continuación, prepare los animales aspirando 15 hembras adultas hacia un recipiente pequeño y sólido que se sumergirá completamente en hielo. Los mosquitos quedan anestesiados cuando quedan inmovilizados por el frío, lo cual generalmente toma ocho minutos o menos. Coloque un mosquito anestesiado individual sobre una laminilla con cavidad donde se llevará a cabo la microinyección.Al microscopio, aspire 12 microlitros de diluyente de hemolinfa al microinyector. Sujete suavemente el mosquito bajo el microscopio con pinzas e inyecte de tres a 3,5 microlitros del diluyente. Entre el séptimo y el octavo segmento abdominal, el abdomen se hinchará.Mientras se inyecta el diluyente, se pueden inyectar tres mosquitos. Antes de recargar el microinyector, coloque todos los mosquitos inyectados en un vaso plástico limpio sobre hielo, donde los mosquitos se recuperarán durante aproximadamente cinco minutos. Durante la incubación, el diluyente anticoagulante desaloja los hemocitos adheridos a los tejidos internos.Mientras el primer lote de animales se recupera durante la incubación, por lo general se pueden inyectar otros tres a cinco mosquitos. Después de los cinco minutos, mientras aún están en el vaso, prepare los mosquitos inyectados cortándoles las patas, alas y las puntas de sus abdomens en el octavo segmento con tijeras microscópicas. Tenga cuidado de no cortar las patas y alas demasiado cerca del tórax o de la hemo.Puede que Limp escape. Ahora lave un portaobjetos grabado con etanol al 70% y séquelo con una toallita Kim bajo el microscopio. Coloque un mosquito diseccionado en el borde exterior del círculo grabado.Cargue el microinyector con 12 microlitros de diluyente fresco. Sujete el mosquito con pinzas e inyecte de ocho a diez microlitros en el lado lateral del mesotórax. Tenga cuidado de no inyectar aceite mineral después de esta inyección.El hemo linfático se acumulará desde el abdomen hacia el círculo grabado; presione suavemente el abdomen con pinzas para dirigir e incentivar el flujo del hemo linfático. Ahora permita que el hemo linfático recolectado se seque sobre el portaobjetos. Esto debería tomar aproximadamente 10 minutos.Luego está listo para ser teñido. Tiña cada portaobjetos por separado con Hema tres. Sumerja cada portaobjetos en el fijador cinco veces durante solo un segundo por inmersión.A continuación, realice tres inmersiones de un segundo en la solución uno y luego en la solución dos. Enjuague solo la parte posterior del portaobjetos con agua desionizada, no la parte frontal. Seque el lado frontal, coloque un cubreobjetos con medio de montaje y presione suavemente el cubreobjetos para que el medio se extienda completamente sobre el tejido teñido.Ahora, deje secar la preparación durante un mínimo de tres horas para obtener resultados óptimos. Las células teñidas deben visualizarse e imagenarse dentro de las dos semanas siguientes a esta preparación. Estas células de hembras adultas se identificaron utilizando este protocolo.La primera imagen muestra un sitio hemopoyético pro eritroblástico basado en su forma ovalada y en la alta relación núcleo-citoplasma. Esta imagen corresponde a un citoplasma de eritrocito nucleado (ENO) basado en su forma ovalada y en la relación citoplasma-núcleo. Por último, este es un sitio hemopoyético de tipo granulocítico.Tiene una textura más granular y es más OID en forma en comparación con los métodos anteriores de alta inyección. Este protocolo produjo un número total similar de hecitos e identificó asimismo los sitios granulares como el tipo celular más común una vez dominado. Esta técnica puede realizarse en una hora para aproximadamente 15 a 20 mosquitos si se realiza adecuadamente.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo inyectar adecuadamente mosquitos con dent, cómo recolectar sus hemolinfas y luego cómo preparar las hemolinfas para su visualización e imagenología.

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Research

Investigación

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Immunology and Infection

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