Name: Inmunoprecipitación de la cromatina de los tejidos ganglios de la raíz dorsal después de una lesión axonal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-20T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Aprende inmunoprecipitación de cromatina en ganglios de la raíz dorsal tras lesión axonal. Este método permite identificar sitios de unión de factores de transcripción y modificaciones epigenéticas relevantes para la regeneración nerviosa.

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Nos gustaría dar las gracias a Andrea Tedeschi para ayudar en el establecimiento de los experimentos inicial de fichas en el laboratorio y Lindner Ricco por su contribución a ajustar las condiciones para el chip. Este trabajo fue apoyado por la Fundación Hertie, la subvención de Fortune, de la Universidad de Tubinga, y la DFG DI subvenciones 1497/1-1 (todos los concedidos a Simone Di Giovanni).

1. Columna dorsal ciático y la lesión del nervio <ol><li> El animal se coloca sobre un paño quirúrgico y por debajo de ella un thermopad está presente durante todo el procedimiento, manteniendo la temperatura corporal del ratón a 37 ° C. Todos los animales son anestesiados para una cirugía con una continua isoflurano / O 2 de la administración. Los instrumentos quirúrgicos se esterilizan en autoclave antes del procedimiento. </li><li> Por lesiones ciático, ambos miembros posteriores son cuidadosamente afeitado y la depilación se ha completado con el removedor de pelo genéricos antes de la limpieza de la piel con alcohol seguido por Betadyne 3 veces. </li><li> El nervio ciático se expone mediante una incisión de 4 mm posterior y paralela al fémur a la mitad del muslo a través de la piel y mediante la difusión de los músculos además del músculo bíceps femoral con unas pinzas finas. </li><li> El nervio ciático es expuesto a continuación, lesionado, y la piel se cierra con dos clips de sutura. </li></ol> NOTA: La misma incisión se realiza para exponer el nervio ciático, pero se sutura la herida cerrada dejando el nervio intacto de la lesión simulada. <ol start="5"><li> Por lesiones de la columna dorsal, la parte de atrás del ratón es cuidadosamente afeitado y la depilación se ha completado con el removedor de pelo genéricos antes de la limpieza de la piel con alcohol aerosol / golpe. </li><li> La médula espinal está expuesta mediante una incisión de 2,5 cm a partir de T7 a T13. La piel se separan, y el tejido conectivo se elimina a lo largo de la vértebra de T9 a T11. </li><li> La laminectomía se realiza a nivel de T10 </li></ol> NOTA: Para la mayoría de los experimentos, la laminectomía se considera la lesión Sham. <ol start="8"><li> Unas pocas gotas de Xylocain se añaden a los tejidos para anestesiar a la cuerda, y la duramadre se retira, prestando atención para no tocar la médula espinal. </li><li> Las columnas dorsales están lesionados y el músculo se sutura cerca, de nuevo prestando atención para no tocar la médula espinal. Finalmente, la piel se sutura cerrada con clips de sutura. La buprenorfina (0,1 mg / kg de peso corporal) se debe administrar dos veces al día durante 48 horas o hasta que ya no son necesarios. </li></ol> 2. Entrecruzamiento <ol><li> Diseccionar DRG L4 y L5 de ratones heridos después de la eutanasia. Recoge un total de 16 GRD en helado HBSS + cóctel de inhibidores de la proteasa (2 heridos y 2 DRG farsa de cada animal para un total de 4 animales). </li><li> En pocas palabras centrífuga de la DRG, a continuación, retire con cuidado la HBSS y añadir 500 l de formaldehído al 1% en PBS cóctel + inhibidores de la proteasa e incubar la muestra durante 30 minutos a 37 ° C. </li></ol> Paso crítico. Use formaldehído fresco, de calidad para biología molecular. <ol start="3"><li> Añadir 125 mM de glicina para detener la fijación e incubar durante 5 minutos a temperatura ambiente. </li><li> En pocas palabras centrífuga, aspirado de buffer, y lavar el tejido dos veces con 500 l helado de PBS cóctel + inhibidores de la proteasa. </li></ol> 3. Los núcleos de preparación y corte de la cromatina <ol><li> Aspirar de PBS, añadir 400 l de tampón de lisis SDS, transferir a un tubo de microcentrífuga de pre-enfriado, y destruir el tejido de alrededor de 30 golpes con la micropestle. </li></ol> Paso crítico. Lisis y la alteración de los tejidos son de vital importancia para un buen rendimiento de la cromatina reticulada. <ol start="2"><li> Sonicar la muestra con 8 pulsos, 10 segundos cada uno en un 70% la producción (Bandelin, Sonoplus GM70). </li></ol> PRECAUCIÓN. El corte de la cromatina debe ser optimizado para su tratamiento con ultrasonidos en particular configuración y la fragmentación apropiada de la cromatina se debe comprobar antes de ejecutar el experimento IP actual (ver sección 3). NOTA. La fragmentación de la cromatina también puede ser realizada por micrococcal nucleasa (MNase) la digestión. Como regla general, la fragmentación por ultrasonidos es el preferido para los tejidos fijos, mientras que la digestión se ve favorecida por MNase inmunoprecipitación de la cromatina nativa tejido. Reticulada, la cromatina cortado puede ser almacenado a -80 ° C hasta por 2 meses, pero evitar los ciclos de congelación / descongelación ciclos. 4. Análisis de la digestión de la cromatina (recomendado) <ol><li> Retire 10 l de la muestra de la cromatina cortado para su análisis. Añadir 200 mM de NaCl a la muestra y revertir la reticulación mediante la incubación a 65 ° C durante 2 horas. </li><li> Purificar el ADN (ver sección 8) y ejecutar un 1% en gel de agarosa. ADN debe ser fragmentada a una longitud de aproximadamente 200-1000 pb (Figura 1). </li></ol> PRECAUCIÓN. Excesiva fragmentación de la cromatina puede conducir a la señal de disminución, mientras que la fragmentación incompleta dará lugar a la resolución disminuye y el fondo mayor. 5. Inmunoprecipitación <ol><li> Determinar el número de reacciones de inmunoprecipitación (ver nota abajo), y se dividen en partes iguales en tubos de muestras nuevas. Llevar el volumen de cadahasta 500 ml con buffer chip + inhibidores de la proteasa cóctel. </li><li> Tomar 5 l de la muestra diluida y transferir a un tubo nuevo. Esta es la muestra de 1% de entrada y se almacenan a -20 ° C hasta que sea necesario (Sección 7). </li><li> Para cada inmunoprecipitación, añade anticuerpo apropiado o normal de control de IgG e incubar a ° C durante la noche con rotación 4. </li></ol> NOTA. Para determinar el número de inmunoprecipitación, un control positivo (por ejemplo, anticuerpos Histona H3) y un control negativo (normal IgG) debe ser considerado. La cantidad de anticuerpos utilizados para cada IP varía entre los anticuerpos y debe ser determinada empíricamente. Sin embargo, es por lo general dentro de un rango de 2-10? G / inmunoprecipitación. <ol start="4"><li> Para inmunoprecipitar su anticuerpo / proteína / ADN, añadir 30 l de chip grado de proteínas G bolas magnéticas y se incuba durante 2 horas a 4 ° C con rotación. </li></ol> 6. Lavado <ol><li> De pull-down obligado cromatina cordón complejo, se coloca el tubo en la rejilla magnética. Espere hasta que la solución es clara y luego retire con cuidado el sobrenadante. </li><li> Añadir 1 ml de lavado de baja en sal (buffer chip) hasta el talón y se incuba a 4 ° C durante 3-5 minutos con una rotación, a continuación, tire hacia abajo los granos y aspirado de lavado como en el paso 6.1. Repita este paso para un total de 3 lavados. </li><li> Añadir 1 ml de solución tampón lavado de alta sal (CHIP buffer + 350 mM NaCl) hasta el talón y se incuban durante 3-5 minutos con una rotación, a continuación, tire hacia abajo los granos y aspirado de lavado como en el paso 6.1. </li></ol> 7. Elución y la reversión de cross-linking <ol><li> Tomar las muestras de entrada de la -20 ° C, añadir 150 ml de tampón de elución chip y dejar de lado a temperatura ambiente hasta el Paso 7.5. </li><li> Añadir 150 ml de buffer de elución 1x chip para cada muestra de IP de Paso 6.3. </li><li> Colocar los tubos en un termomezclador y eluir la cromatina de los granos mediante la incubación de muestras a 65 ° C durante 30 minutos con agitación suave. </li><li> Desplegable granos en la rejilla magnética, y con mucho cuidado la transferencia de la cromatina eluido (sobrenadante) en los tubos nuevos. </li><li> A todos los tubos, incluyendo muestras de su entrada, agregue 200 mM de NaCl y 40 g / reacción de proteinasa K y se incuba a 65 ° C durante 2 horas. </li></ol> NOTA. La etapa de elución puede realizarse a temperatura ambiente, también, pero podría no ser tan eficiente. 8. ADN de recuperación <ol><li> Añadir 1 volumen de fenol / cloroformo a su paso muestras de 7,5 y agitar durante 30 segundos. </li><li> Centrifugar a máxima velocidad en una microcentrífuga a temperatura ambiente durante 5 minutos. </li><li> Con cuidado, la recuperación de la acuosa (superior) de fase en los tubos nuevos, agregar 1 volumen de cloroformo a la fase acuosa, y agitar durante 30 segundos. </li><li> Centrifugar a máxima velocidad en una microcentrífuga a temperatura ambiente durante 5 minutos. </li><li> Con cuidado, la recuperación de la acuosa (superior) en la fase de tubos nuevos, a continuación, añadir 300 mm de NaOAc, 20 mg / reacción de glucógeno, y 2,5 volúmenes de etanol helado al 100%. </li></ol> PRECAUCIÓN. La adición de un portador, como el glucógeno, es necesaria para mejorar la precipitación de fragmentos de ADN relativamente pequeño tamaño. <ol start="6"><li> Se incuba a 80 ° C durante 2 horas para precipitar el ADN. </li></ol> NOTA. La etapa de precipitación también se puede realizar durante la noche a -20 ° C. <ol start="7"><li> Centrifugar las muestras a la máxima velocidad en una microcentrífuga durante 20 minutos a 4 ° C. </li><li> Retire con cuidado el sobrenadante y lavar los sedimentos de ADN se precipitó con 300 l de helado de etanol al 70%. </li><li> Centrifugar las muestras a la máxima velocidad en una microcentrífuga durante 10 minutos a 4 ° C. </li><li> Retire con cuidado tanto sobrenadante como sea posible y dejar que las bolitas de aire seco. </li><li> Resuspender en 20 l de H 2 O. estéril Las muestras ya están listos para PCR, o el ADN puede ser almacenado a -20 ° C. </li></ol> 9. Resultados representante Un resultado representativo de un experimento de chip en GRD siguientes lesión ciática se muestra (Figuras 1 y 2). En primer lugar, mostrar fragmentación de ADN con una longitud de aproximadamente 200-1000 pb (Figura 1). En segundo lugar, demostrar un chip de señal PCR después del promotor proximal de la proteína asociada al crecimiento-43 (GAP-43) sólo después de la lesión del nervio ciático (carril 4, figura 2, 5 '). No hay señal de PCR se presenta cuando el animal recibe una lesión en la farsa solo (calle 3), y cuando se utiliza el suero normal de IgG para la IP (carril 5 y 6). Para probar la especificidad de los anticuerpos, se analizaron las muestras de ADN mismo, sino que se utiliza un conjunto de cebadores de control que detecta una región en la 3'-UTR de nuestro gen de interés, donde se espera que no la ocupación. Señales de PCR están ausentes de todos los carriles (carriles 3-6, Figura 2, 3 '), a excepción de la señal de entrada, lo que representa no-IP muestras de ADN como los controles estándar de PCR (carriles 1-2, Figure 2). Este procedimiento chip se puede realizar después de una lesión por la columna vertebral dorsal ciático o como se resume en un esquema (Figura 3). <img src="/files/ftp_upload/2803/2803fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Gel de agarosa de invertir reticulado de ADN que ha sido cortado por ultrasonidos para el rango adecuado de longitudes de los fragmentos. <img src="/files/ftp_upload/2803/2803fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Semi-cuantitativos de PCR a partir de tejido DRG siguientes lesión del nervio ciático, que muestran que p53 acetilado se une a la GAP-43 región promotora proximal 48 horas después de la lesión del nervio ciático. Control de PCR de la serie DRG mismo tejido que el gen p53 acetilado no se une a una región de control del ADN situado en la región 3 'no traducida (UTR) de la GAP-43 gen (S = Sham, I = lesionados). <img src="/files/ftp_upload/2803/2803fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Un esquema general que muestra la ubicación de los sitios de lesión en el nervio ciático, y la columna dorsal.

<ol><li>Beirowski, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+and+qualitative+analysis+of+Wallerian+degeneration+using+restricted+axonal+labelling+in+YFP-H+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Quantitative and qualitative analysis of Wallerian degeneration using restricted axonal labelling in YFP-H mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 134, 23-35 (2004).</li>
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<li>Teng, F. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+regeneration+in+adult+CNS+neurons--signaling+molecules+and+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurochem%22%5BJournal%5D)">Axonal regeneration in adult CNS neurons--signaling molecules and pathways.</a> J Neurochem. 96, 1501-1508 (2006).</li>
</ol>

Este protocolo proporciona un método de preguntar directamente sobre el medio ambiente de la cromatina durante la regeneración axonal en el sistema nervioso adulto después de una lesión axonal. Se incorpora el modelo de lesión DRG con inmunoprecipitación de cromatina para investigar el entorno de la transcripción y epigenéticos posteriores a la lesión a cualquiera de los SNP o sistema nervioso central. Es particularmente útil para los investigadores que deseen para caracterizar putativo sitios de unión para el factor de...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th></tr><tr><td> Buffer chip 10 veces </td><td> Señalización Celular </td><td> 7008 </td></tr><tr><td> Chip 2x Tampón de Elución </td><td> Señalización Celular </td><td> 7009 </td></tr><tr><td> Grado chip de proteína G bolas magnéticas </td><td> Señalización Celular </td><td> 9006 </td></tr><tr><td> Bastidor de agarre Magna (8 también) </td><td> Millipore </td><td> 20-400 </td></tr><tr><td> Cloroformo </td><td> MERCK </td><td> De las Naciones Unidas 1888 </td></tr><tr><td> 37% de formaldehído </td><td> ROTH </td><td> CP10.1 </td></tr><tr><td> 10x solución de glicina </td><td> Señalización Celular </td><td> 7005 </td></tr><tr><td> Glucógeno </td><td> Sigma </td><td> G1767 </td></tr><tr><td> HBSS 10x </td><td> Gibco </td><td> 14185 </td></tr><tr><td> Histona H3 de anticuerpos (conejo) </td><td> Señalización Celular </td><td> 2650 </td></tr><tr><td> IgG normal de conejo </td><td> Señalización Celular </td><td> 2729 </td></tr><tr><td> Fenol / cloroformo / alcohol isoamílico </td><td> ROTH </td><td> A156.1 </td></tr><tr><td> Inhibidores de la proteasa Cocktail comprimidos </td><td> Roche </td><td> 04 693 116 001 </td></tr><tr><td> Proteinasa K (20 mg / ml) </td><td> Señalización Celular </td><td> 10012 </td></tr><tr><td> Tampón de lisis SDS </td><td> Al norte del estado </td><td> 20-163 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> Equipo necesario </th></tr><tr><td> Sonicator </td></tr><tr><td> Micropestle </td></tr><tr><td> Microcentrífuga </td></tr><tr><td> Thermomixer </td></tr></tbody></table>

inmunoprecipitación de la cromatina de los tejidos ganglios de la raíz dorsal después de una lesión axonal

Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axones en el sistema nervioso central (SNC) no se regeneran mientras que en el sistema nervioso periférico (SNP) se regeneran de forma limitada después de la lesión (Teng et al., 2006). Se reconoce que los programas de transcripción esencial para crecimiento de las neuritas y axones se reactivan después de la lesión en el SNP (Makwana et al., 2005). Sin embargo las herramientas disponibles para analizar la regulación de genes neuronales in vivo son limitadas y desafíos. Los ganglios de la raíz dorsal (GRD) ofrecen un sistema modelo excelente lesiones ya que tanto el SNC y SNP son inervadas por un axón bifurcado procedentes de la soma mismo. Los ganglios representan una colección discreta de cuerpos celulares en todos los eventos de la transcripción se producen, y proporcionar así una región claramente definida de la actividad transcripcional que puede ser fácilmente reproducible y retirado del animal. Lesiones de las fibras nerviosas en el SNP (nervio ciático, por ejemplo), donde la regeneración axonal ocurre, debe revelar una serie de programas de transcripción que son distintos de los que respondieron a una lesión similar en el sistema nervioso central, donde la regeneración no tiene lugar (por ejemplo, la médula espinal ). Sitios de unión factor de transcripción, histonas y la modificación del ADN resultante de una lesión a cualquiera SNP o sistema nervioso central puede caracterizarse utilizando inmunoprecipitación de cromatina (CHIP). Aquí se describe un protocolo de chip usando tejido fijado DRG ratón después de una lesión axonal. Esta poderosa combinación ofrece un medio para caracterizar el entorno de la cromatina a favor de la regeneración necesaria para promover la regeneración axonal.

Se presenta un método de inmunoprecipitación de la cromatina de los tejidos ganglios de la raíz dorsal después de una lesión axonal. El enfoque puede ser utilizado para identificar sitios específicos de factor de transcripción vinculante y la modificación epigenética de las histonas y el ADN importantes para la regeneración de los axones dañados, tanto en el sistema nervioso periférico y central.

Inmunoprecipitación de la cromatina de los tejidos ganglios de la raíz dorsal después de una lesión axonal

Los axones del sistema nervioso central (SNC) no se regeneran, mientras que los del sistema nervioso periférico (SNP) sí se regeneran en cierta medida tras...

El objetivo general de este procedimiento es inmunoprecipitar complejos de ADN unidos a proteínas, tras haber sido reticulados, a partir de tejido de ganglios de la raíz dorsal tras una lesión nerviosa. Esto se logra primero induciendo una lesión del nervio ciático o de la columna dorsal. El segundo paso consiste en reticular la muestra y solubilizar el complejo proteína-ADN.El tercer paso del procedimiento consiste en inmunoprecipitar un complejo específico de proteína y ADN. Finalmente, el ADN se purifica y recupera. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestren el enriquecimiento de fragmentos de ADN asociados con una proteína o una modificación de histona del ADN.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la regeneración axonal, como qué sitios de unión al ADN, factores de transcripción y modificaciones de histonas son necesarios para la regulación de genes importantes en la promoción de la regeneración axonal. Para comenzar, coloque un animal anestesiado sobre la mesa de cirugía. Mantenga la anestesia durante toda la cirugía mediante la administración continua de oxígeno con isoflurano a través de una cánula nasal antes de continuar.Confirme la profundidad correcta de la anestesia mediante el reflejo de pellizco en el dedo del pie para la lesión del nervio ciático. Afeite cuidadosamente la región posterior y elimine cualquier vello residual con un agente depilatorio. Una vez eliminado el vello, limpie la piel con aplicaciones repetidas de alcohol seguidas de Betadine.Realice una incisión de cuatro milímetros a través de la piel, posterior y paralela al fémur. En la mitad del muslo, utilice fórceps finos para separar los músculos y exponer el nervio ciático blanco debajo. Una vez aislado, el nervio puede dejarse sin cortar para servir como control quirúrgico simulado o seccionarse para inducir una lesión.Para finalizar, junte la piel y cierre con dos clips de sutura para la lesión de la columna dorsal. Retire el vello de la espalda y limpie el sitio de la incisión como se mostró anteriormente. Realice una incisión de 2,5 centímetros por encima de la médula espinal desde aproximadamente T7 hasta T13.Utilice pinzas finas para sostener la piel mientras separa la grasa. A continuación, asegure la grasa superficial con dos ganchos. Una vez que la grasa esté retraída, localice el vaso sanguíneo en el espacio entre la sexta y la séptima vértebra para usarlo como punto de referencia.Corte el músculo bilateralmente sobre las vértebras octava y décima e inserte dos ganchos para mantenerlo abierto. Utilice tijeras pequeñas para retirar los músculos sobre la lámina desde T8 hasta T10 sujetando el proceso espinoso. Realice una laminectomía en T10 cortando el hueso de conexión en ambos lados.Levante cuidadosamente la mitad superior de las vértebras para revelar la médula espinal debajo. Aplique unas gotas de Xylocaine al 2% para anestesiar la médula espinal y luego retire la duramadre, teniendo cuidado de no tocar la médula espinal.Detenerse en este punto proporcionaría un control quirúrgico simulado para lesionar la columna dorsal. Realice un corte de 0,3 a 0,4 milímetros de profundidad a través de la médula espinal. Finalmente, sutúre el músculo y libere la grasa superficial.Junte la piel y cierre con pinzas quirúrgicas. Devuelva al animal a su jaula de alojamiento y observe hasta que se recupere completamente. 48 horas después de la lesión, sacrifique al animal y recolecte los ganglios de la raíz dorsal L cuatro y L cinco o DRG.El primer paso consiste en exponer la columna espinal ventral. A continuación, retire la mitad ventral de las vértebras desde T12 hasta L6. Para exponer la médula espinal, identifique los ganglios dorsales (DRG) ubicados en el espacio entre las vértebras, al lado de la médula espinal.Utilice pinzas finas para agarrar los ganglios de la raíz dorsal L cuatro y L cinco levantándolos ligeramente. Corte lo más cerca posible del cuerpo del ganglio de la raíz dorsal. Recolecte un total de 16 ganglios de la raíz dorsal de cuatro animales y colóquelos en HBSS frío con hielo.Centrifugue brevemente el ganglio de la raíz dorsal, añada 500 microlitros de formaldehído al 1 % e incube la muestra durante 30 minutos. A 37 grados Celsius, añada 125 milimolar de glicina para detener la fijación e incube durante cinco minutos a temperatura ambiente. Tras una breve centrifugación, aspire el tampón y lave el tejido dos veces con 500 microlitros de PBS frío con hielo más una mezcla de inhibidores de proteasas.A continuación, aspire el PBS y agregue 400 microlitros de tampón de lisis SDS, y desintegre el tejido con aproximadamente 30 movimientos de un pistilo micro. Luego, someta el cromatina a sonicación con ocho pulsos de diez segundos al 70 % de potencia. Se recomienda analizar una muestra para confirmar la fragmentación del ADN en longitudes de aproximadamente 200 a 1000 pares de bases.Divida la muestra de cromatina fragmentada en partes iguales en un nuevo tubo. Para cada reacción de inmunoprecipitación que se vaya a realizar, ajuste el volumen de cada tubo a 500 microlitros con tampón chip más una mezcla de inhibidores de proteasas. A continuación, retire cinco microlitros de su muestra diluida y transfiera a un nuevo tubo.Esta es su muestra de entrada del 1 % y se almacenará a menos 20 grados Celsius hasta que sea necesaria. Posteriormente, agregue el anticuerpo o el control de IgG normal a cada tubo e incube a cuatro grados Celsius con rotación durante la noche. El día siguiente.Immunoprecipite el complejo añadiendo 30 microlitros de perlas magnéticas de proteína G e incubando durante dos horas a cuatro grados Celsius con rotación. A continuación, coloque el tubo en un soporte magnético para sedimentar el complejo de perlas con cromatina unido. Cuando la solución esté clara, retire cuidadosamente el sobrenadante y lave las perlas tres veces con un mililitro de tampón de bajo contenido salino, incubando durante tres a cinco minutos a cuatro grados Celsius con rotación en cada lavado.A continuación, lave una vez con un mililitro de tampón de alta salinidad. En este momento, retire la muestra de 1 % de entrada de menos 20 grados Celsius y agregue 150 microlitros de tampón de elución para ChIP. Deje el tubo a un lado a temperatura ambiente para usarlo posteriormente.Volviendo a las muestras de IP, agregue 150 microlitros de tampón de elución 1 x chip a cada tubo. Incube las muestras a 65 grados Celsius durante 30 minutos con agitación suave por vórtex para eluir la cromatina de las perlas. Coloque las perlas en el soporte magnético y transfiera cuidadosamente la cromatina eluida a nuevos tubos, incluyendo las muestras de entrada.Añada 200 milimolares de cloruro de sodio y 40 microgramos por reacción de proteasa K e incube a 65 grados Celsius durante dos horas; después de la incubación, recupere el ADN utilizando procedimientos estándar para análisis posteriores aquí. Se muestran los resultados de PCR semicuantitativa de tejido de ganglio raquídeo tras una lesión del nervio ciático. Las calles uno y dos muestran la señal de PCR de las muestras de entrada.La señal de PCR en la banda cuatro muestra que el P 53 acetilado se une a la región promotora proximal de gap 43 únicamente tras una lesión del nervio ciático. No hay señal de PCR cuando el animal recibe una lesión simulada, como se observa en la banda tres, ni cuando se utiliza suero de IgG normal mostrado en las bandas cinco y seis. La PCR de control realizada con el mismo tejido de ganglios de la raíz dorsal muestra que el P 53 acetilado no se une a una región control de ADN localizada en la región no traducida tres prima del gen gap 43.Al intentar este procedimiento, es importante recordar tres pasos críticos para el éxito. Comience con una cantidad suficiente de tejido, asegúrese de una fragmentación y solubilización eficientes del complejo ADN-proteína, y elija un buen anticuerpo para inmunoprecipitación dirigido contra su proteína de interés.

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Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Demostramos un protocolo para el aislamiento de axoplasma del nervio ciático de rata adulta basada en la disección de los fascículos nerviosos y la incubación en un medio hipotónico para liberar la mielina y la lisis no axonal estructuras, seguido de la extracción del resto del axón material enriquecido.

Axoplasma de aislamiento de nervio ciático de rata

Imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía

Estudio genético de la regeneración axonal en neuronas cultivadas de Adultos ganglio de la raíz dorsal

Fuente: Li, Q., et al. Investigación de la regeneración de axones de mamíferos: electroporación in vivo del ganglio de la raíz dorsal de ratones adultos. J. Vis. Exp. (2018)Este video demuestra el proceso de regeneración axonal en un nervio ciático de ratón después de una lesión por aplastamiento. El nervio aislado se fija y se prepara para la obtención de imágenes, con proteínas fluorescentes expresadas en neuronas para visualizar el crecimiento de los axones. Usando un microscopio de...

Regeneración axonal en el nervio ciático de un ratón después de una lesión por aplastamiento

Fuente: Li, Q. et al. Investigación de la regeneración de axones de mamíferos: electroporación in vivo del ganglio de la raíz dorsal de ratones adultos. J. Vis. Exp. (2018)Este video demuestra la transfección mediada por electroporación de neuronas DRG de ratón para estudiar la regeneración de axones. Describe los pasos para administrar construcciones de ácido nucleico a las neuronas DRG, inducir la lesión del nervio ciático y evaluar la regeneración axonal.

Transfección mediada por electroporación de ganglios de la raíz dorsal de ratón para promover la regeneración sensorial de axones

Un paradigma de lesión utilizando el cable de Drosophila larval nervio ventral para investigar la regeneración del sistema nervioso central y la reparación es descrito. Stabbing seguido por microscopía confocal de barrido láser en especímenes de lapso de tiempo y fijo, combinada con el análisis cuantitativo con el software desarrollado a propósito y la genética, se utilizan para investigar los mecanismos moleculares de la regeneración del SNC y reparación.

Un paradigma de Lesiones de investigar reparación del sistema nervioso central en<em&gt; Drosophila</em

Este protocolo presenta el uso de una inyección de ganglios de la raíz dorsal (DRG) con un vector viral y una lesión concurrente por aplastamiento de la raíz dorsal en una rata adulta como modelo para estudiar la regeneración sensorial de los axones. Este modelo es adecuado para investigar el uso de la terapia génica para promover la regeneración sensorial de los axones.

Inyección de raíz dorsal ganglio de raíz dorsal y Lesión por aplastamiento como modelo para la regeneración del axón sensorial

La electroporación es un enfoque efectivo para entregar genes de interés en las células. Al aplicar este enfoque en vivo en las neuronas del ganglio de la raíz dorsal de ratón adulto (DRG), se describe un modelo para el estudio de la regeneración del axón en vivo.

Investigadora de axón mamífero de regeneración: En Vivo electroporación de ganglio de raíz Dorsal de ratón adulto

Aquí se presenta el desarrollo para la adquisición consistente de secciones de criostato de ganglios de raíces dorsales de alta calidad.

Un procedimiento para la criosección de ganglios de la raíz dorsal de ratón

Este protocolo describe un sistema microfluídico que modela la dinámica metabólica neuronal después de la lesión axonal, lo que permite obtener imágenes, análisis multiómicos y estudios mecanicistas de remodelación metabólica intrínseca.

Chip microfluídico para la construcción de modelos de lesión axonal y permite el análisis multiómico

Los ganglios de la raíz dorsal (DRG) contienen cuerpos celulares de neuronas sensoriales primarias y transmiten señales sensoriales periféricas a la médula espinal. Este protocolo describe un método para la disección por DRG en ratón que permite el aislamiento estandarizado de ganglios estructuralmente intactos, la identificación anatómica segmentaria, una guía intuitiva para usuarios principiantes y la reducción de lesiones tejidulares procedimentales.

Disección y aislamiento de los ganglios dorsales de la raíz del ratón

Aprende inmunoprecipitación de cromatina en ganglios de la raíz dorsal tras lesión axonal. Este método permite identificar sitios de unión de factores de transcripción y modificaciones epigenéticas relevantes para la regeneración nerviosa.

Inmunoprecipitación de la cromatina de los tejidos ganglios de la raíz dorsal después de una lesión axonal

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