Name: Grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 45 s
Description: Aprende a realizar grabaciones neuronales a gran escala en la corteza somatosensorial de ratas anestesiadas usando sondas de silicio. Este método permite registrar simultáneamente más de cien neuronas para estudiar dinámicas poblacionales.

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Este trabajo fue apoyado por NSERC y AHFMR. Los autores agradecen a Mariam Alaverdashvili y Amanda Mauthe-Kaddoura de comentarios sobre el manuscrito y Yamazaki Hiroe para ayudar en la preparación de la cirugía.

1. Preparación para la Cirugía <ol><li> Anestesiar la rata con el tipo adecuado y la dosis de anestésicos. Aquí se utiliza uretano (1,5 g / kg, Sigma-Aldrich Co., San Luis, MO) - preparado como solución al 20% por dilución de 20 g de uretano en 100 ml de solución salina de fosfato (PBS), es decir que el animal recibirá 7,5 ml / kg de solución de uretano intraperitoneal (IP). Debido a su curva dosis-respuesta, la dosis total de uretano se divide en cuatro aplicaciones, cada una separada por unos 30 minutos. Antes de las dos primeras solicitudes de uretano, animales anestesiados con isoflurano es administrado a una concentración del 3-4% (oxígeno a 2 litros por minuto) y se mantiene en 2% (de oxígeno de hasta 2 litros por minuto) para evitar que un animal de estresarse por inyección. Durante la cirugía, una administración adicional de isofluorano (2% de concentración durante 2 minutos) se puede utilizar si es necesario. </li><li> Afeitarse la piel a lo largo del sitio de la incisión (el lado dorsal de la cabeza) para asegurarse de quela piel no se contamine la herida y una superficie suficiente se puede desinfectar todo el sitio de la incisión. </li><li> Prepare el sitio quirúrgico antiséptico con yodo orgánico o jabón de clorhexidina y antisépticos (etanol). </li><li> Prepare las sondas de silicio (Tecnologías de la NeuroNexus, Ann Arbor, MI). Las sondas pueden ser desinfectados con etanol al 70% seguido de un enjuague con agua destilada. Si es necesario, las sondas se pueden pintar con un marcador fluorescente preparado antiséptico (por ejemplo, colorantes I, Invitrogen Co.), para revelar posteriormente la posición de la sonda en el análisis histológico. Para ello se utiliza un pincel pequeño y muy suave y delicado tocar la parte posterior de la sonda de silicio con el tinte. Este procedimiento se debe hacer siempre más de un microscopio para asegurarse de que la sonda no está siendo dañados o doblados. Siempre asegúrese de que el tinte no es el bloqueo de cualquiera de los canales. Un colorante residual que queda en la sonda puede ser eliminado después con el alcohol, seguido de un enjuague con agua. </li><li> Silicio electrodla atención es: Debido a su pequeño tamaño, las sondas de silicona son delicadas y muy sensibles a la ruptura, incluso cuando se utiliza con mucho cuidado. Por lo tanto, se recomienda supervisar los posibles riesgos en todo momento, tales como: (i) Mantener las sondas en una caja debidamente designados, (ii) Evitar chocar o caer sondas durante el manejo, (iii) Asegúrese de que los manipuladores estereotáxica están bien fijos para evitar cualquier accidente; (iv) Al grabar, el tejido circundante y / o sangre se puede unir a las sondas. Por lo tanto, es importante también ser cuidadoso al retirar la sonda después de la grabación. El uso de un flujo constante de solución de PBS o solución salina es muy recomendable, (v) Siempre limpie las sondas después de la grabación. Para la limpieza de las sondas, se recomienda encarecidamente a sumergirse en un líquido limpiador enzimático (Boston, Bausch &amp; Lomb) durante unos minutos. Siempre enjuague la sonda con agua destilada y devolverlos a su caja dedicada. En nuestra experiencia, la atención adecuada de las sondas de silicona aseguragrabaciones de buena calidad por más de 10 experimentos. Si un canal se ruidosa "durante su uso, deben ser excluidos de los análisis posteriores. Hemos encontrado que la interferencia entre canales es mínima, por lo tanto un canal ruidoso por lo general tiene muy poco efecto sobre la señal de otros canales. </li></ol> 2. Cirugía <ol><li> Aplique una pomada ocular en la superficie de los ojos antes de cualquier manipulación cirugía. </li><li> Administrar dexametasona 5 mg / ml por vía subcutánea para reducir la inflamación cerebral. </li><li> Fijar el animal en el marco estereotáctico a lo largo de la cirugía. </li><li> Administrar lidocaína HCl al 2% con epinefrina (2-4 mg / kg diluida en solución al 0,5%) por vía subcutánea en el sitio de la incisión antes de la incisión se realiza para reducir el riesgo potencial de que el sangrado de la herida y la anestesia local. </li><li> Haga una incisión de 2 cm a través de la línea media del cuero cabelludo y la piel desplazar lateralmente para exponer la superficie del cráneo. </li><li> Borrar el cuero cabelludo de la fascia dorsal mediante disección roma y controlel sangrado por microcautery o mediante el uso de cera de hueso. </li><li> Haga dos agujeros de perforación para colocar pequeños tornillos en el hueso occipital del cráneo de los animales y de puesta a tierra de referencia. El tornillo de referencia debe estar en contacto con la duramadre. Con el fin de reducir el ruido eléctrico durante las grabaciones, se recomienda mantener los tornillos húmedo en todo momento. Para ello, una pequeña barrera de acrílico alrededor de los tornillos se pueden construir o los tornillos pueden ser cubiertas con agar. </li><li> Hacer una craneotomía 1-2 mm de diámetro en las coordenadas correspondientes a la zona cortical y / o subcorticales (s) de interés 5. Utilizar aire comprimido para eliminar el polvo de hueso, según sea necesario durante la craneotomía (de perforación). Evitar que el cráneo de calentamiento de la perforación mediante la aplicación de gotas de PBS. Hacer una craneotomía segundo si es necesario para insertar la segunda sonda. En este video, estamos presentando una grabación de dos áreas corticales de forma simultánea, por lo tanto dos craneotomías se hacen. </li><li> Construir una pequeña barrera de resina acrílica (por ejemplo: Lang DentalFabricación, Co., Inc., Wheeting, IL) en torno a los dos craneotomías con el fin de mantener PBS en la parte superior de la duramadre expuesta, evitando que se seque. Aplicar PBS constantemente durante todo el experimento. </li><li> Abrir el asunto dura de dos craneotomías. Dos agujas (30 ½ calibre) doblada en las puntas (en forma de gancho), se puede utilizar para esta manipulación. </li><li> Conecte el conector de las sondas de silicona para el manipulatiors estereotáxica. Los conectores están conectados a un poste para tener los vástagos de las sondas perfectamente paralelo al manipulador estereotáxica. Esto es crucial para mantener grabaciones estables y evitar el daño de la sonda. </li><li> Conecte el tornillo de referencia a la clavija de referencia de silicio de la sonda. Para reducir el ruido eléctrico de los tornillos de tierra tiene que estar conectado a: i) la tierra del enchufe de la sonda, ii) la tierra del chasis del dispositivo de grabación, y iii) el marco estereotáxico. </li><li> Coloque la punta de las sondas de silicona sólo en contacto con el PIA. </li><li> Poco a poco introducir ªe sondas de silicio y asegúrese de que los vástagos de las sondas de silicona (Fig. 1 y 2) se puede insertar en el cerebro sin resistencia o flexión. </li><li> Baje con cuidado la sonda hasta llegar a la zona deseada de grabación. Si es necesario, agregue gotas de PBS en la parte superior de la craneotomía para evitar la desecación de los tejidos. </li><li> Debido a la anestesia de uretano sólo debe utilizarse para los procedimientos de la terminal, el animal es sacrificado con una inyección ip de por lo menos 200mg/kg de pentobarbital sódico diluido a una concentración de no más de 60 mg / ml. Esto es seguido por decapitación del animal. </li></ol> 3. Los resultados representativos: Grabaciones representativas de los potenciales de campo local y la actividad de adición se ilustran en la Figura 3. Después de realizar la clasificación pico (picos de discriminación procedentes de diferentes neuronas; Fig. 3B, C, 6, 7, 8) de silicio grabaciones sonda proporcionan la capacidad para investigar la actividad de la población neuronal involucrado en, amotras ong, los siguientes procesos: la memoria y la toma de decisiones 9, 10 plasticidad, el estímulo de codificación de 11, la actividad espontánea de los 12 y los efectos de varias drogas 13. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig1.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Ejemplo A. de una sonda de silicio con una sola pierna se superpone a un montaje de las neuronas reconstruido (cortesía de S. Sakata 14). B. Ejemplo de una sonda con una configuración de tetrodo en cada uno de los ocho vástagos. C. Esquema de una rata cráneo. Las cajas verdes representan la extensión de la craneotomía en la corteza somatosensorial derecha e izquierda. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig2.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Ejemplo de experimentar con las sondas de silicona insertadas en la corteza prefrontal y el hipocampo. Gotas de PBS cubrir la craneotomía para proteger a los expuestos brAIN se seque. Dos tornillos que se encuentran en el cerebelo se conecta a tierra y de referencia. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3282/3282fig3.jpg" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. A. Imagen muestra de 500 ms de un registro representativo electrofisiológicos de potenciales de campo local (LFP) de un tetrodo (nota: la tensión negativa se representa hasta en la ordenada). Muestra Insertar - una forma de onda de un pico de B. vistas bidimensionales de los clusters en la unidad característica del espacio de un tetrodo.. Cada grupo representa a los picos de una sola unidad (neurona). C. Promedio formas de onda pico de unidades representativas (colores) en cada uno de los cuatro sitios de registro de una sola tetrodo. D. de forma de onda de energía (en relación con la amplitud) de los picos registrados a través del tiempo . Tenga en cuenta los valores de energía relativamente constante para cada unidad, lo que indica una grabación estable a lo largo de la duración del período de muestra.

<ol><li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat. Neurosci. 7, 446-451 (2004).</li>
<li>Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+neurotechnologies+for+chronic+neural+interfaces%3A+new+horizons+and+clinical+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced neurotechnologies for chronic neural interfaces: new horizons and clinical opportunities.</a> J. Neurosci. 28, 11830-11838 (2008).</li>
<li>Csicsvari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Massively+parallel+recording+of+unit+and+local+field+potentials+with+silicon-based+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Massively parallel recording of unit and local field potentials with silicon-based electrodes.</a> J. Neurophysiol. 90, 1314-1323 (2003).</li>
<li>Bartho, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neocortical+principal+cells+and+interneurons+by+network+interactions+and+extracellular+features%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of neocortical principal cells and interneurons by network interactions and extracellular features.</a> J. Neurophysiol. 92, 600-608 (2004).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+rat+brain%3A+in+stereotaxic+coordinates%22">The rat brain: in stereotaxic coordinates</a>. , 4th Edition, Academic Press. San Diego. (1998).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network. 9, R53-R78 (1998).</li>
<li>Harris, K. D., Henze, D. A., Csicsvari, J., Hirase, H., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+tetrode+spike+separation+as+determined+by+simultaneous+intracellular+and+extracellular+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements.</a> J. Neurophysiol. 84, 401-414 (2000).</li>
<li>Luczak, A., Narayanan, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+representation--analyzing+single-unit+activity+in+extracellularly+recorded+neuronal+data+without+spike+sorting%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">Spectral representation--analyzing single-unit activity in extracellularly recorded neuronal data without spike sorting.</a> J. Neurosci. Methods. 144, 53-61 (2005).</li>
<li>Pastalkova, E., Itskov, V., Amarasingham, A., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internally+generated+cell+assembly+sequences+in+the+rat+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Internally generated cell assembly sequences in the rat hippocampus.</a> Science. 321, 1322-1327 (2008).</li>
<li>Fujisawa, S., Amarasingham, A., Harrison, M. T., Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavior-dependent+short-term+assembly+dynamics+in+the+medial+prefrontal+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Behavior-dependent short-term assembly dynamics in the medial prefrontal cortex.</a> Nat Neurosci. 11, 823-833 (2008).</li>
<li>Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+do+neurons+work+together%3F+Lessons+from+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Hear.+Res%22%5BJournal%5D)">How do neurons work together? Lessons from auditory cortex.</a> Hear. Res. 271, 37-53 (2011).</li>
<li>Luczak, A., Bartho, P., Marguet, S. L., Buzsaki, G., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequential+structure+of+neocortical+spontaneous+activity+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Sequential structure of neocortical spontaneous activity in vivo.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 347-352 (2007).</li>
<li>Robbe, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannabinoids+reveal+importance+of+spike+timing+coordination+in+hippocampal+function%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Cannabinoids reveal importance of spike timing coordination in hippocampal function.</a> Nat. Neurosci. 9, 1526-1533 (2006).</li>
<li>Sakata, S., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laminar+structure+of+spontaneous+and+sensory-evoked+population+activity+in+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Laminar structure of spontaneous and sensory-evoked population activity in auditory cortex.</a> Neuron. 64, 404-418 (2009).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

En este trabajo se muestra cómo utilizar las matrices de electrodos de silicio para registro de población de neuronas (&gt; 100) en múltiples áreas corticales de forma simultánea. Con el fin de tener éxito en la cirugía y la grabación, los siguientes aspectos deben ser considerados: <ol><li> Introducción de las sondas en una zona deseada: Al insertar las sondas en el tejido cerebral, es posible causar un daño considerable. Esto puede resultar en una baja calidad de las unidades registradas. Para evitar este problema, recomendamos lo siguiente: (i) Introducir las sondas en un ángulo determinado (se recomienda utilizar un ángulo de 10 grados). De esta manera, el daño dendríticas de las neuronas registradas se puede reducir, (ii) Después de las sondas se insertan en el tejido cerebral, inicialmente se redujo a un ritmo más rápido (aproximadamente 50 a 100 micras por 10-30 segundos) hasta que se más cercano a la zona deseada de la grabación. Cuando las sondas son unos 200 micrones de la zona objetivo, la posición se ajusta más lentamente (aprox.madamente 10 micras cada 2 o 3 minutos). </li><li> La estabilización de las grabaciones: Cuando las sondas se encuentran en el área designada y se detecta una actividad considerable (picos distintivos en la mayoría de los canales), se recomienda esperar unos 30 minutos antes de comenzar una grabación. Esto permitirá que el tejido cerebral para estabilizar mecánicamente después de la inserción de sondas y garantizar una grabación más estable. </li><li> Pulsaciones del cerebro: en ocasiones es posible ver la pulsación del cerebro que pueden reducir significativamente la calidad de una grabación. Una craneotomía pequeño (espacio suficiente para adaptarse a la sonda) puede reducir pulsaciones del cerebro en un área de grabación. Si es necesario, la cisterna magna puede ser perforado. Esto reduce la presión del líquido cefalorraquídeo y disminuye la hinchazón y pulsaciones. </li><li> Configuración de la sonda de silicio: las sondas de silicio puede tener una variedad de formas y configuraciones de grabación sitio. Por ejemplo, pueden variar en el número de vástagos, la longitud y el grosor de rejones, y enla disposición de los sitios de registro (por ejemplo, tetrodo configuración vs lineal, ver: www.neuronexustech.com). La elección de la sonda utilizada con una configuración específica depende de la pregunta científica que necesitan ser contestadas. Por ejemplo, si el objetivo es registrar las poblaciones de neuronas en varias ubicaciones en una capa específica (tal como se presenta en estas grabaciones), la mejor opción es utilizar una sonda con ocho patas y una configuración de tetrodo. Esto permite la grabación de múltiples unidades individuales en cada tetrodo y toma de muestras de ocho localidades a través de un período de 1,4 mm. En otro ejemplo, si alguien quiere estudiar propagaciones de actividad a través de las capas corticales, la mejor opción sería utilizar una sonda con un vástago con sitios de registro distribuidos regularmente a lo largo de ese vástago que permite la grabación en múltiples capas corticales al mismo tiempo 14. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td></td></tr><tr><td> Tampón fosfato salino (PBS) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Isoflurano </td><td> Benson </td><td> 02241315 </td></tr><tr><td> Sondas de silicio </td><td> NeuroNexus Tecnologías </td><td> Una X 4 2 - Tet - 5 mm - 150 - 200 a 312 </td></tr><tr><td> Tinte I (DiIC 18 (3)) </td><td> Invitrogen Co. </td><td> 617830 </td></tr><tr><td> Dexametasona 5 </td><td> Vetoquinol </td><td> 0A0640B </td></tr><tr><td> Ungüento para los ojos </td><td> Vetoquinol </td><td> 005165414 </td></tr><tr><td> Lidocaína clorhidrato 2% con epinefrina </td><td> Bimeda-MTC </td><td> 00141984 </td></tr><tr><td> Estereotáxica marco </td><td> Kopf Instruments </td><td> 1430-B </td></tr><tr><td> Electrodo manipulador y titular </td><td> Kopf Instruments </td><td> 960 </td></tr><tr><td> Rata oído bares </td><td> Kopf Instruments </td><td> 1955 </td></tr><tr><td> Rata adaptador </td><td> Kopf Instruments </td><td> 920 </td></tr><tr><td> Anestesia máscara </td><td> Kopf Instruments </td><td> 906 </td></tr><tr><td> Bisturí </td><td> Roboz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-9843 </td></tr><tr><td> Hojas de bisturí </td><td> Dechado </td><td> 0086 </td></tr><tr><td> Micro tijeras de disección </td><td> Roboz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-5910 </td></tr><tr><td> Tornillos </td><td> Pasteners Gould limitada </td><td> 14084701 </td></tr><tr><td> Pinzas hemostáticas </td><td> Robaroz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-7130 RS-7211 </td></tr><tr><td> 30 ½ agujas de calibre </td><td> Becton-Dickinson </td><td> 305115 </td></tr><tr><td> Control de micromotor </td><td> Foredom </td><td> HP4-917 </td></tr><tr><td> Pinza de disección </td><td> Roboz Instrumental Quirúrgico </td><td> RS-5237 </td></tr><tr><td> Cera de hueso </td><td> Lukens </td><td> M263500 </td></tr><tr><td> Botella de aire comprimido </td><td> Falcon productos de seguridad, Inc. </td><td> 50-10521C </td></tr><tr><td> Limpiador enzimático </td><td> Boston, Bausch &amp; Lomb </td><td> BAUSCH497628 </td></tr><tr><td> Agua destilada </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Polvo de acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1220 </td></tr><tr><td> Líquido acrílico dental </td><td> Lang Dental </td><td> 1404 </td> &lt;/ Tr&gt; <tr><td> Digital Lynx SX sistema </td><td> Neuralynx Inc. </td><td> 4SX-Z400 </td></tr><tr><td> Cheeta Softwere </td><td> Neuralynx Inc. </td><td></td></tr><tr><td> Cables de cocodrilo </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Gran escala de las grabaciones electrofisiológicos de conjuntos neuronales ofrecen la oportunidad de investigar cómo el cerebro organiza la amplia variedad de comportamientos de la actividad de remate de sus neuronas. Uno de los métodos más eficaces para controlar picos de actividad de un gran número de neuronas en múltiples circuitos neuronales locales al mismo tiempo es el uso de matrices de electrodos de silicio 1-3. Los potenciales de acción producen grandes cambios en el voltaje transmembrana en las cercanías de cuerpos celulares de células. Estas señales de salida se puede medir mediante la colocación de un conductor en las proximidades de una neurona. Si hay muchos activos (picos), las neuronas en las proximidades de la punta, el electrodo registra la señal combinada de todos ellos, donde se pondera la contribución de una única neurona por su &quot;distancia eléctrica&quot;. Sondas de silicona son los electrodos de grabación ideales para monitorear múltiples neuronas debido a un gran número de sitios de grabación (64) y un pequeño volumen. Furthermore, varios sitios se pueden organizar en una distancia de milímetros, lo que permite la grabación simultánea de la actividad neuronal en las capas corticales distintas o en varias columnas corticales (Fig. 1). Es importante destacar que la distribución geométrica precisa de los sitios de registro también permite la determinación de la relación espacial de las cuatro neuronas individuales aislados. Aquí se describe una enfermedad aguda, a gran escala de registro neuronal de la corteza cerebral izquierda y derecha somatosensorial extremidad anterior de manera simultánea en una rata anestesiada con sondas de silicio (Fig. 2).

Grabaciones extracelular de la actividad neuronal mediante sondas de silicio en la rata anestesiada se describen. Esta técnica permite obtener información a través de múltiples áreas cerebrales de más de 100 neuronas simultáneamente. Proporciona información con una resolución única célula sobre la dinámica de conjuntos neuronales en varios circuitos locales.

Grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada

Los registros electrofisiológicos a gran escala de conjuntos neuronales ofrecen la oportunidad de investigar cómo el cerebro orquestra la amplia variedad de ...

El objetivo general de este procedimiento es describir un registro neuronal agudo y a gran escala de la corteza somatosensorial de las extremidades anteriores izquierda y derecha, simultáneamente en una rata anestesiada mediante una sonda de silicio. Esto se logra primero anestesiando al animal con uretano y posteriormente colocando a la rata en el marco estereotáxico para realizar una incisión de dos a tres centímetros sobre el cráneo. El segundo paso consiste en colocar los tornillos de tierra y referencia.Luego se realizan dos craneotomías por encima de las cortezas somatosensoriales y se elimina la duramadre. El paso final consiste en introducir cuidadosamente las sondas de silicona en el cerebro y bajarlas lentamente hasta la zona deseada. Este procedimiento permite la grabación de potenciales de campo locales y actividad de disparo de decenas de neuronas.La principal ventaja de esta técnica es que las sondas de silicona permiten registrar desde un gran número de sitios de registro. Además, múltiples sitios de registro pueden disponerse a lo largo de distancias de milímetros, lo que permite registrar simultáneamente a través de múltiples columnas corticales o a través de múltiples capas en una sola columna cortical. Es importante destacar que la distribución geométricamente precisa de los sitios de registro permite investigar las relaciones espaciales entre poblaciones neuronales.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia, como cómo la actividad de la población neuronal está involucrada en la plasticidad de la memoria, el codificado de estímulos, la toma de decisiones, así como cómo estas interacciones neuronales se ven afectadas por diferentes fármacos. Para comenzar este procedimiento, anestesie la rata con iso fluorina a una concentración del 3 al 4 % y manténgala al 2 % para evitar que el animal sufra estrés debido a la inyección. Luego inyecte 7,5 mililitros por kilogramo de una solución de uretano diluida al 20 % por vía intraperitoneal, y divida esta inyección en cuatro aplicaciones separadas cada una por intervalos de aproximadamente 30 minutos.A continuación, limpie los electrodos de silicona con agua destilada bajo el microscopio. Pinte los electrodos con un marcador fluorescente para marcar las posiciones de los electrodos en el análisis histológico. Este procedimiento siempre debe realizarse bajo el microscopio para asegurarse de que los electrodos no se dañen ni se doblen.Después de eso, afeite el pelaje a lo largo del sitio de incisión. Luego aplique ungüento en ambos ojos. Administre cinco miligramos por mililitro de dexametasona por vía subcutánea para reducir la inflamación cerebral.En este momento, fije el animal en el marco estereotáxico. A continuación, prepare el sitio quirúrgico de forma antiséptica utilizando jabón de clorhexidina y etanol antes de realizar la incisión; administre lidocaína y epinefrina por vía subcutánea en el sitio de la incisión para anestesia local y para reducir el riesgo potencial de sangrado. Luego, realice una incisión de dos centímetros a lo largo de la línea media del cuero cabelludo y retire la piel.Para exponer el cráneo, separe el cuero cabelludo dorsal de la fascia mediante disección roma y controle la hemorragia usando cera ósea. A continuación, taladre dos orificios en el hueso occipital del cráneo. Fije los tornillos pequeños en los orificios para los electrodos de tierra y de referencia.El tornillo de referencia debe estar en contacto con la dura. Después de eso, realice dos craneotomías de uno a dos milímetros de diámetro en las coordenadas correspondientes a la extremidad anterior. Cortezas somatosensoriales.Utilice aire comprimido para eliminar el polvo óseo según sea necesario durante la craneotomía, a fin de evitar que el cráneo se caliente por la perforación. Aplique gotas de solución salina. Luego, construya una pequeña barrera de resina acrílica alrededor de las dos craneotomías para mantener el PBS sobre la dura mater expuesta y evitar que se seque.Aplicar PBS constantemente durante todo el experimento. A continuación, utilizar dos agujas de calibre 30 y medio con puntas dobladas para retirar la duramadre de ambas craneotomías. En este momento, colocar las puntas de las sondas de silicona justo en contacto con la piamadre.Luego, introduzca lentamente las sondas de silicio, asegurándose de que sus varillas puedan insertarse en el cerebro sin resistencia ni flexión. Baje cuidadosamente las sondas hasta que alcancen las áreas de registro deseadas. Si es necesario, agregue gotas de PBS sobre las craneotomías para evitar que el tejido se seque.Se muestra aquí un registro electrofisiológico representativo del potencial de campo local durante 500 milisegundos proveniente de un tetro. Un ejemplo de la forma de onda del pico se encuentra en la inserción. A continuación se presentan ejemplos de las vistas bidimensionales de los grupos de unidades obtenidos de un tetro.Cada grupo representa los potenciales de acción de una sola neurona. Aquí se muestran las formas de onda promedio de los potenciales de acción de las unidades representativas en cada uno de los cuatro canales de un tetrodo individual. En este gráfico se representa la energía de la forma de onda de los potenciales registrados a lo largo del tiempo.Tenga en cuenta que el valor de energía relativamente constante para cada unidad indica una grabación estable durante el período mostrado. Después de ver este video, usted debería ser capaz de realizar grabaciones con sondas de silicio en múltiples áreas cerebrales de más de cien neuronas simultáneamente. Esto se logra completando los siguientes pasos: anestesiar al animal, colocar los tornillos de referencia y de tierra, realizar las craneotomías, eliminar la duramadre y, finalmente, insertar las sondas en el área de grabación deseada.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Se describen métodos para la gran escala de grabación de múltiples unidades individuales y potencial del campo local en comportando los roedores con sondas de silicio. Unidad de fabricación, el apego de la sonda a la unidad y los procesos de implantación de la sonda se ilustran con suficiente detalle para facilitar la réplica.

A gran escala de grabación de las neuronas por medio de sondas de silicio móviles en comportarse roedores

Este video muestra el procedimiento detallado para preparar a una rata anestesiada para registros electrofisiológicos de la actividad cerebral desde múltiples sitios. Se disecciona el cuero cabelludo para acceder al cráneo y se perforan agujeros en lugares precisos para instalar y asegurar los electrodos. A continuación, se insertan electrodos de microhilo de tungsteno en la ubicación objetivo para registrar los datos.

Registros electrofisiológicos in vivo de actividades cerebrales de múltiples sitios en ratas

Este video describe un protocolo para implantar una sonda de silicio lineal de múltiples vástagos en el cerebro del ratón para medir los potenciales de campo local. El procedimiento consiste en asegurar la sonda a una unidad estereotáxica, colocarla con precisión sobre la región del cerebro objetivo, insertarla en el cerebro y asegurarla con cemento dental. Después de la implantación, el conjunto se protege con una carcasa. Después de la recuperación, la configuración permite registrar los...

Registro de la actividad eléctrica cerebral en ratones que se comportan utilizando sondas de silicio lineales de vástago múltiple

Fuente: Moore, J. D., et al. Monitoreo yuxtacelular y localización de neuronas individuales dentro de las estructuras cerebrales subcorticales de ratas alertas, con la cabeza restringida. J. Vis. Exp. (2015)Este video muestra el método de registro y tinción yuxtacelular en una rata despierta y restringida. El procedimiento consiste en registrar las señales de las neuronas e inyectar un tinte para localizar con precisión el sitio de grabación. Esta técnica permite un mapeo preciso de la...

Registro yuxtacelular y tinción para un mapeo preciso de la actividad neuronal en una rata despierta 

La implantación de arreglos organizados de microhilos para su uso en una sola unidad los registros electrofisiológicos se presenta una serie de desafíos técnicos. Se describen los métodos para llevar a cabo esta técnica y el equipo necesario. Además, se discute el uso beneficioso de arrays microhilo organizados para grabar desde subregiones neuronales distintas con alta selectividad espacial.

Un procedimiento para la implantación de matrices Organizados de Microhilos para grabaciones de una sola unidad en Awake, Comportarse Animales

Este protocolo describe el diseño y la implantación quirúrgica de un mecanismo de restricción de la cabeza para monitorear la actividad neuronal en las estructuras cerebrales subcorticales en ratas alerta.  Delinea procedimientos para aislar neuronas individuales en la configuración yuxtacelular e identificar eficientemente sus ubicaciones anatómicas.

Monitoreo Juxtacellular y localización de las neuronas individual dentro de las estructuras cerebrales subcorticales de Alerta, ratas Head-restringido

Se introduce un inalámbrico, sistema bidireccional de nervios grabaciones de canales múltiples y la estimulación en comportarse libremente las ratas. El sistema es ligero y compacto, teniendo así un impacto mínimo en el repertorio conductual de la animal´s. Por otra parte, este sistema bidireccional proporciona una sofisticada herramienta para evaluar las relaciones causales entre patrones de activación cerebral y el comportamiento.

Un inalámbrico, interfaz bidireccional para la grabación en Vivo y estimulación de la actividad Neural en comportarse libremente las ratas

Describimos los pasos diversas sondas de silicio crónica del implante y registrar lugar células en ratones que son cabeza de funcionamiento fijo en un aparato de cinta enriquecida con cue.

Implantación de sondas de silicio crónica y grabación de las células Hippocampal del lugar en un aparato de cinta enriquecido

Aquí describimos un método para fabricar matrices de microelectrodos Ti3C2 MXene y utilizarlas para la grabación neuronal in vivo.

Fabricación de ti3C2 Matrizs de Microelectrodos MXene para Grabación Neuronal In Vivo

Aquí, empleamos HD-MEA para profundizar en la dinámica computacional de conjuntos neuronales a gran escala, particularmente en el hipocampo, los circuitos del bulbo olfativo y las redes neuronales humanas. La captura de la actividad espacio-temporal, combinada con herramientas computacionales, proporciona información sobre la complejidad de los conjuntos neuronales. El método mejora la comprensión de las funciones cerebrales, lo que podría identificar biomarcadores y tratamientos para...

Registro y análisis de la dinámica de conjuntos neuronales multimodales a gran escala en una matriz de microelectrodos de alta densidad integrada en CMOS

Aquí, presentamos un sistema de implante de sonda liviano y rentable para electrofisiología crónica en roedores optimizado para la facilidad de uso, la recuperación de la sonda, la versatilidad experimental y la compatibilidad con el comportamiento.

El implante DREAM: un sistema de implantes ligero, modular y rentable para la electrofisiología crónica en ratones de cabeza fija y de comportamiento libre

Aprende a realizar grabaciones neuronales a gran escala en la corteza somatosensorial de ratas anestesiadas usando sondas de silicio. Este método permite registrar simultáneamente más de cien neuronas para estudiar dinámicas poblacionales.

Grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada

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