Los métodos para Autoadministración intravenosa en un modelo de ratón
8 de diciembre de 2012
La autoadministración intravenosa (IVSA) paradigma se considera el estándar de oro en el examen de las propiedades reforzantes de las drogas de abuso en los roedores. Este manuscrito describe los procedimientos experimentales y técnicas quirúrgicas necesarias para obtener datos fiables IVSA. En particular, la implantación del catéter meticulosa y mantenimiento están resaltados.
Hola, mi nombre es Elizabeth Kotick y estoy aquí desde el laboratorio de la Dra. Katherine Gill en la unidad de adicciones del Centro de Salud de la Universidad McGill. Hoy les voy a mostrar cómo realizar la cirugía de cateterismo necesaria para realizar estudios de autoadministración intravenosa. Le mostraré cómo insertar el catéter, así como algunos consejos para mantener la permeabilidad del catéter.
Durante las sesiones de autoadministración intravenosa de nicotina, los animales se conectan a Tai en tubos de plástico y las infusiones de nicotina son administradas por las bombas de infusión conectadas. Las cajas operantes se compraron a los asociados médicos. Cada caja está equipada con dos palancas de ratón ultrasensibles.
Hay algunos elementos que deben prepararse antes de la cirugía para insertar el catéter en la vena. Es necesario adaptar una aguja de calibre 20 para deslizar el tubo hacia abajo en la vena. Afeita unos dos centímetros de la parte superior del eje de la aguja, creando un canal que se utilizará para guiar el tubo del catéter hacia la vena.
A continuación, prepare las jeringas para enjuagar y revisar el catéter. Se unen 12 centímetros de tubo en un extremo a la aguja de calibre 26 de la jeringa, mientras que el otro extremo se estira sobre una aguja de calibre 23. Para que el tubo sea más fácil de colocar en la cánula del catéter, necesitará dos jeringas como esta, una llena de solución T carcina heparinizada y la otra con solución salina.
Por último, prepare el tapón de la cánula del catéter. La cánula del catéter debe estar tapada para evitar que entren residuos. Estas tapas se fabrican estirando tubos de plástico sobre agujas de calibre 23.
El tubo se corta a un centímetro de la punta de la aguja y el extremo abierto se funde Para sellar el tubo, se empuja solución salina a través de la aguja para asegurarse de que no haya fugas en las tapas. Los catéteres de ratón se obtuvieron de Cam Cs en el Reino Unido. Corte el tubo sobrante del catéter de modo que quede 1,2 centímetros desde el extremo del bulbo del catéter.
A continuación, conecte la jeringa que contiene solución salina a la cánula metálica exterior del catéter y enjuague para inspeccionar si hay fugas. Se anestesian con gas flúor mezclado con oxígeno y se mantienen bajo anestesia durante toda la cirugía. Usando un tubo de respiración, los niveles de oxígeno y flúor se establecen en función del peso corporal del animal y se ajustan según sea necesario durante la cirugía, asegúrese de que el animal esté correctamente anestesiado pellizcando sus patas traseras con sus fórceps y controle al ratón durante toda la cirugía para detectar dificultad respiratoria y profundidad de anestesia.
Dado que la cirugía dura entre 20 y 30 minutos, aplique un lubricante ocular en ambos ojos. El ratón se afeita antes de la cirugía. Prepare un espacio para la base del catéter en la espalda del animal.
Tire suavemente de la piel del lomo del animal y haga una pequeña incisión longitudinal en la mitad del escapular de unos dos centímetros de longitud. Comenzando a mitad de camino en la espalda y extendiéndose hasta justo debajo del cuello. Separe el tejido conectivo para hacer espacio para la base del catéter y aplique solución salina a la incisión.
Tire suavemente de la piel de ambos lados de la incisión y voltee al animal. La vena tegular derecha se encuentra superficialmente debajo de la piel del cuello y se puede exponer haciendo una incisión poco profunda en S. Haz un corte diagonal de uno a dos centímetros de largo, que se extienda desde alrededor de la clavícula derecha, yendo hacia arriba hacia la mandíbula del animal.
El tubo desde la base del catéter debe introducirse a través de la incisión ventral en el cuello para que sea accesible para su inserción en la vena. Guíe las pinzas debajo de la piel de los hombros y rompa el tejido conectivo. Para llegar a la incisión posterior, tire del tubo a través de la piel hasta la abertura ventral alrededor del cuello del animal.
Sujete el extremo del tubo con pinzas arteriales y déjelo sujetado por el lado derecho del animal. Aplique solución salina a la incisión, aísle la vena yugular derecha. Retire muy suavemente cualquier tejido conectivo y adiposo que pueda estar obstruyendo su visión y localice la vena.
Levante suavemente la vena alrededor de la parte superior y use las pinzas curvas para romper el tejido adiposo y conectivo alrededor y debajo de la vena. Coloque las pinzas curvas debajo de la vena y ábralas con la mano libre. Pase una barra de plástico estéril por debajo de la vena.
Una vez que la vena esté elevada, elimine la grasa suficiente para tener una vista clara y sin obstrucciones de la vena. Gotee periódicamente solución salina sobre la vena expuesta para mantenerla húmeda. Prepare nudos de sutura alrededor de la vena para poder asegurar el tubo del catéter en su lugar una vez que se inserte en el lugar yugular.
Sutura por debajo de la vena en ambas extremidades y hace un solo nudo abierto muy suelto en cada extremo. Pase el tubo del catéter a través del nudo superior y enrósquelo sobre el hilo de sutura hasta el resto sobre el hombro derecho. Empuje solución salina a través del catéter para pesar el tubo e insertar el tubo del catéter en la vena yugular.
La aguja modificada de calibre 20 se utiliza para perforar la vena, humedecer tanto la vena como la aguja de inserción con solución salina para reducir la fricción durante la inserción, tirar suavemente de la barra de plástico e insertar la aguja más cerca de la parte inferior de la vena. Lo suficiente para que quede medio centímetro de la aguja. Deslice el tubo del catéter por la aguja hasta la vena.
No debe haber resistencia. La resistencia indicaría que estás en el tejido conectivo. Para asegurarse de que está dentro de la vena, intente tirar de la jeringa del catéter para ver si puede extraer sangre.
Una vez que el tubo esté en su lugar, retire la aguja y empuje el bulbo del catéter hasta el punto de inserción. Ata el nudo inferior y asegúrate de que el tubo del catéter esté al ras de la barra antes de hacer el segundo nudo justo encima de la pera. Esto asegurará el catéter en su lugar.
Retira la barra y haz un segundo nudo en cada extremo. Mete el tubo del catéter y los hilos de sutura debajo de la piel antes de suturar. Use la pinza arterial para guiar la aguja de sutura a través de la piel y cerrar la incisión.
El número de puntos variará con el tamaño de la incisión con el animal boca abajo. Coloque la base del catéter en la espalda del animal. Aplique solución salina a la incisión y deslice la base del catéter debajo de la piel.
Asegúrese de que el tubo esté mínimamente enrollado y debajo de la base para minimizar las posibilidades de que se perfore. Sutura la piel alrededor de la base del catéter. El número de puntos dependerá del tamaño de la incisión.
Por lo general, tres o cuatro puntos son suficientes. Asegúrese de que aún se pueda extraer sangre del catéter. Finalmente, enjuague el catéter con la solución de teína heparinizada para evitar la infección y la formación de coágulos de sangre.
Afloje el tubo conectado a la cánula del catéter. A continuación, retire el tubo de solución salina y reemplácelo rápidamente con el tubo de la jeringa que contiene la solución de T Carin heparinizada. Enjuague el catéter con 0,03 a 0,05 cc de solución.
Nuevamente, afloje el tubo conectado a la cánula. Sujete la tapa del catéter con las pinzas y, de una sola vez, con movimiento, retire el tubo de la cánula y reemplácelo con la tapa del catéter. Este paso debe hacerse rápidamente para evitar que le suba sangre.
Atornille la tapa blanca del catéter, asegurándose de que la cubierta esté asegurada sin perforar la punta de la cánula. Administre al ratón inyecciones subcutáneas de analgésico y antibiótico. Inyecte el analgésico ketoprofeno en un lado a una dosis de cinco miligramos por kilogramo y el antibiótico amikacina en el otro lado a una dosis de 10 miligramos por kilogramo.
Después de suspender la anestesia, permita que el ratón se recupere en una jaula limpia con fácil acceso a la comida y el agua. Se pueden obtener datos fiables de autoadministración intravenosa siguiendo las técnicas que se presentan en este vídeo. Sin embargo, es importante mantener la permeabilidad del catéter.
Esto se logra mediante la colocación cuidadosa del catéter en la aurícula derecha, el lavado diario del catéter antes y después de las sesiones de ópera y asegurándose de que la cánula del catéter esté constantemente tapada para evitar la entrada de desechos.
Visión general
Este artículo detalla el paradigma de autoadministración intravenosa (IVSA), un método estándar para estudiar el refuerzo de fármacos en roedores. Se enfatiza en las técnicas quirúrgicas y procedimientos requeridos para obtener datos confiables de IVSA, centrándose particularmente en la implantación y mantenimiento del catéter.
Componentes clave del estudio
Área de la ciencia
- Neurociencia
- Farmacología conductual
- Modelos de roedores
Antecedentes
- IVSA es un método ampliamente utilizado para evaluar las propiedades de refuerzo de los fármacos.
- La recolección confiable de datos es crítica para entender los mecanismos de la adicción.
- Las técnicas quirúrgicas adecuadas son esenciales para una implantación exitosa del catéter.
- El mantenimiento de la permeabilidad del catéter es crucial para la integridad experimental.
Propósito del estudio
- Delinear los procedimientos para la cirugía de cateterización en roedores.
- Proporcionar consejos para mantener la funcionalidad del catéter durante los experimentos.
- Mejorar la fiabilidad de la recolección de datos de IVSA.
Métodos utilizados
- Preparación de herramientas y materiales quirúrgicos para la inserción del catéter.
- Pasos detallados para la implantación del catéter en la vena yugular.
- Monitoreo de la anestesia y condiciones quirúrgicas durante el procedimiento.
- Técnicas para asegurar la permeabilidad del catéter y prevenir obstrucciones.
Resultados principales
- Se demostraron técnicas exitosas de implantación de catéter.
- Se describieron pautas para mantener la permeabilidad del catéter.
- Se proporcionaron pasos quirúrgicos detallados para asegurar la reproducibilidad.
- Énfasis en el monitoreo del bienestar animal durante el procedimiento.
Conclusiones
- Las técnicas quirúrgicas adecuadas son vitales para estudios confiables de IVSA.
- Mantener la funcionalidad del catéter es esencial para la integridad de los datos.
- Este estudio sirve como una guía completa para los investigadores en el campo.
Preguntas frecuentes
Executive Industry Relevance
Intravenous self-administration (IVSA) in mouse models provides a critical preclinical platform for evaluating the reinforcing properties of compounds, enabling target validation in addiction and neuropsychiatric drug discovery. By allowing animals to self-administer test substances, this method reduces experimenter bias and yields quantitative data on drug intake patterns, supporting mechanistic de-risking and predictive confidence in early-stage target assessment. The approach facilitates translational continuity from target engagement to behavioral output, informing go/no-go decisions in portfolio prioritization for CNS therapeutics.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by measuring voluntary drug intake as a functional readout of target engagement in reward pathways.
- Operational Value: Supports biological de-risking through direct assessment of compound reinforcement, clarifying target liability and abuse potential early in discovery.
- Predictive Value: Generates quantitative dependent variable measurements (e.g., infusion frequency, intake patterns) that aid in predictive confidence and portfolio triage for CNS-targeted molecules.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Prepares validated biological systems for downstream compound evaluation by establishing reliable catheter-based drug delivery and stable baseline responding.
- Reproducibility: Emphasizes standardized surgical techniques and catheter maintenance protocols to ensure consistent quantitative outputs across experiments and laboratories.
- Platform Utility: Enables reliable compound screening through precise measurement of drug consumption timing and quantity, supporting assay scalability and reuse in reinforcement testing.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models human drug self-administration behavior, providing a disease-relevant system for studying addiction mechanisms and evaluating therapeutic interventions.
- Translational Continuity: Bridges discovery and preclinical work by offering a consistent behavioral assay that can be used across target validation and lead optimization stages.
- Risk-Adjusted Advancement: Informs preclinical go/no-go decisions by identifying compounds with undesirable reinforcement profiles, reducing late-stage attrition due to abuse liability.
Pipeline & Workflow Integration
IVSA integrates into the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical assessment, serving as a functional assay for reinforcement liability that complements in vitro and in vivo pharmacokinetic profiling.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and pathway clarification by linking molecular targets to motivated behavior through self-administration outcomes.
- Screening: Delivers assay readiness and quantitative outputs (e.g., infusion rate, breakpoint under progressive ratio) that enable reliable comparison of test compounds against controls.
- Analytics: Provides statistical analysis capabilities for comparing conditions, such as intake over time or response patterns, essential for evaluating compound effects and variability.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity by maintaining a consistent behavioral readout that aligns with clinical endpoints related to drug use and relapse.
- Enterprise Reuse: Functions as a reusable platform across multiple projects and compound series, reinforcing standardization and cross-study comparability in addiction research.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in target validation by reducing mechanistic ambiguity through direct behavioral measurement of reinforcement.
- Operational Value: Promotes standardization and reproducibility via detailed surgical and catheter maintenance procedures, minimizing technical variability.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making by identifying abuse liability early, increasing capital efficiency and reducing late-stage biological risk in CNS programs.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization by flagging compounds with high reinforcement potential, supporting informed advancement decisions.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent surgery, catheterization techniques, and anesthetic monitoring to ensure animal welfare and procedural success.
- Depends on specialized instrumentation including infusion pumps, operant chambers with ultrasensitive levers, and sterile surgical tools for consistent catheter placement.
- Necessitates cross-team standardization of catheter flushing, capping, and maintenance protocols to prevent occlusion and ensure data integrity across studies.
- Involves adaptation considerations for different mouse strains, catheter types, and drug formulations, with attention to venous access and catheter patency over time.
- Includes practical limitations such as catheter-related complications (e.g., infection, thrombosis) that require vigilant monitoring and may affect longitudinal data collection.
