Name: Evaluación de Biomateriales para el aumento de la vejiga usando análisis cistométricos en modelos de roedores Varios (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-09T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Aprende a evaluar biomateriales para aumento de vejiga mediante cistometría en modelos de roedores. Este método permite medir capacidad, presiones de vaciado y residuo postmiccional de forma funcional.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Estos estudios fueron financiados, en parte, por el Fondo del Hospital Infantil de Boston, los ingresos de Urología Fundación y los Institutos Nacionales de Salud subvenciones NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Reconocemos el Dr. Peter Zvara de la Universidad de Vermont para la asistencia en el establecimiento de la técnica de colocación de la sonda de cistostomía y cistometría.

Métodos quirúrgicos 1. Preparación quirúrgica y anestesia <ol><li> Configure el campo quirúrgico estéril con los instrumentos necesarios: tijeras quirúrgicas de afeitar, pinzas con dientes, finas pinzas atraumáticas, conductor con aguja fina, tijeras, gasas, tijeras Metzenbaum tenotomía, hoja de bisturí, la aguja hipodérmica 30, lleno de solución salina jeringa de 1 ml, cuatro 6-0, 7-0 suturas de polipropileno de sutura poliglactina, suturas poliglactina 4-0. </li><li> Se anestesia el animal con la inhalación de isoflurano en la cámara de inducción. Confirmar inducción completa del animal antes de transferir al campo quirúrgico. Asegúrese de que el tubo de anestesia inhalatoria está en la posición adecuada para recibir anestesia continua. </li><li> Coloque el animal en decúbito supino del campo estéril. [Para el análisis de cistométrica, consulte la sección de abajo en un túnel del catéter de cistostomía.] </li><li> Utilice las tijeras de afeitar para eliminar la piel de la parte inferior del abdomen. </li><li> Preparación del abdomen con serTadine y 70% de etanol. </li><li> Antes de la incisión, un analgésico como buprenorfina (0,05-0,1 mg / kg) puede ser inyectado por vía subcutánea durante el control del dolor perioperatorio. </li></ol> 2. La incisión y la exposición de la vejiga <ol><li> Haga un 1-2 cm (dependiendo del tamaño del animal y si la rata o el ratón) menor incisión de línea media con el bisturí a través de la piel. Profundizar la incisión en la parte inferior de la incisión a través del músculo recto teniendo cuidado de no lesionar el intestino o vejiga subyacente. </li><li> Con unas pinzas dentadas, elevar el músculo recto y libre de diseccionar la superficie posterior del músculo con finas tijeras de Metzenbaum. </li><li> Incida el resto del músculo en la línea media para toda la longitud de su incisión en la piel. </li><li> Entregar la vejiga a través de la incisión de la herida (Figura 1). La vejiga es el órgano más por lo general depende de la pelvis. (En el hombre, la próstata es en realidad más dependiente y es mayor que ella vejiga se descomprime.) </li><li> Coloque una estancia de sutura a través de la pared posterior de la vejiga, y luego otro a través de la pared anterior de la vejiga con sutura de polipropileno 6-0. Coloque suturas adicionales lateralmente. No haga estos puntos de sutura. Cuando las suturas se mantiene tensa, la vejiga tendrá una configuración cuadrada de aproximadamente 1 cm 2 (Figura 2). Tenga cuidado de no tener demasiada tensión en estos puntos de sutura, ya que fácilmente se puede extraer a través del tejido de la vejiga. </li><li> Incisión en la vejiga longitudinalmente a través de la pared anterior de la vejiga (justo por debajo de la cúpula de la vejiga) en la línea media de aproximadamente 1 cm (1,5-2 cm de la vejiga de rata). </li></ol> 3. La anastomosis de la andamio <ol><li> Con unas tijeras finas, cortar el andamiaje de seda para el área aproximada del defecto de la vejiga. </li><li> Uso de la sutura de poliglactina 7-0, comience en una esquina del andamio y se sutura a la vejiga de forma continua, corriendomoda para crear un sello hermético todo el camino alrededor del defecto (Figura 3). </li><li> Probar la integridad de la anastomosis llenando la vejiga con solución salina estéril al infundir a través de la pared de la vejiga con una aguja hipodérmica de calibre 30. Si se detecta una fuga, esto se puede cerrar con un adicional de sutura interrumpida poliglactina 7-0 para cerrar la brecha. </li><li> Reducir la parte posterior de vejiga reconstruida en el abdomen. </li></ol> 4. Cierre de la incisión <ol><li> Antes de cierre de la pared abdominal, inyectar el músculo recto y el tejido subcutáneo con bupivicaína para anestesia local (&lt;3 mg / kg de 0,25%). </li><li> Reaproximar el músculo recto con una sutura continua, corriendo poliglactina 4-0. </li><li> Cerca de la piel con una sutura continua, corriendo poliglactina 4-0. </li><li> Limpie y seque la incisión (Figura 4). </li><li> Traslado del animal en una jaula caliente, limpia para el despertar de la anestesia. </li></ol&gt; Los pasos para la colocación del catéter cistostomía para el análisis cistométrica son como sigue: 5. Túnel del catéter cistostomía <ol><li> Configure el campo quirúrgico estéril con los instrumentos quirúrgicos necesarios: tijeras de afeitar, pinzas con dientes, finos pinza atraumática, el conductor con aguja fina, gasas, tijeras de Metzenbaum, tijeras de tenotomía, pinza curva pequeña, hoja de bisturí, polipropileno 6-0, 4-0 poliglactina sutura, sutura de seda 3-0 (sutura de seda 4-0 para los ratones), aguja 18G, 22G aguja de punta roma, aguja 25G, 1 ml de solución salina jeringa llena, la tubería de polietileno de 50 (PE-50) para cortar una longitud de ~ 10 cm. </li><li> Bengala al final de la PE-50 tubos por suavemente exponiendo a una llama. Tenga cuidado de no fundir el extremo de u ocluir la luz (esto puede ser verificado mediante la inyección de solución salina a través de una aguja de 25 G conectada a la &quot;no quemado&quot; final y asegurar el flujo). Esto sirve como un ancla para mantener el tubo dentro de la vejiga (Figura 5). </li><li&gt; Anestesie el animal como en el paso por encima de 1,2. </li><li> Utilice las tijeras de afeitar para eliminar la piel tanto del dorso del animal entre la escápula y la parte inferior del abdomen en la ventral. </li><li> Preparación de las zonas con betadine y el 70% de etanol. Colocar el animal en decúbito prono sobre la sábana. </li><li> Haga una incisión de 1 cm en el dorso entre la escápula. Uso de la tijera Metzenbaum, desarrollar un plano entre la piel y el músculo subyacente mediante la colocación de las puntas de las tijeras en el plano y la difusión de ellos para crear un túnel en torno al abdomen ventral. </li><li> Vuelva a la posición supina de los animales. Haga que su incisión abdominal y exponer la vejiga que el anterior en los pasos 2.1-2.4. Reducir la vejiga en el abdomen. </li><li> Coloque una pequeña pinza en su túnel subcutáneo creado en el paso de 5,6 a partir de la incisión en la piel dorsal. Con los dedos para proteger el contenido intra-abdominales, perforar a través de la pared abdominal con las puntas de la pinza en el abdomen. </li><li> Sujete la smooth final de la PE-50 tubo con la abrazadera y tire de él a través de la incisión dorsal. Asegurarse de que el extremo bulbed no se tira más allá de la pared abdominal (Figura 6). </li></ol> 6. La colocación del tubo de cistostomía <ol><li> Entregar la vejiga a través de la incisión. A partir de ahora, la vejiga debe ser manejado con pinzas finas para evitar un traumatismo en la vejiga que puede causar daños o inflamación que puede sesgar los resultados cistométricos o resultar en molestias adicionales para el animal después de la operación. </li><li> Tome nota del sitio propuesto para el tubo de cistostomía. Debe ser colocado en la cúpula de la vejiga (superior a la del segmento de aumentar). Esto evitará que enroscar o la oclusión del tubo. </li><li> Uso de la sutura de polipropileno 6-0, coloque un punto en bolsa de tabaco en la cúpula de la vejiga de la siguiente manera: el lugar del primer lanzamiento a través de la pared de la vejiga en sentido longitudinal, lateral al sitio propuesto para el tubo de cistostomía. Deja una pequeña pinza en el extremo suelto de manera que la sutura no se retiró sin darse cuenta hasta el final. Colocar la siguiente tirada en una dirección transversal, a partir de entrar en la primera pared de la vejiga ligeramente lateral a la salida de su primer tiro. </li><li> No tire de la sutura tensa. Coloca el paralelo de sutura al lado de su primera (longitudinalmente) de entrar en la vejiga justo cefálico al punto de salida de la última sutura, transversal. El tiro cuarto comenzará lateral a la salida de la última puntada y final junto a la entrada para su tiro muy primera. Hecho correctamente, este forma una plaza circular en torno a la propuesta de inserción del catéter (Figura 7). </li><li> Usando una aguja 18G, perforar la pared de la vejiga en el centro de la jareta. Tenga cuidado de no perforar demasiado profundamente (lo suficiente como para ser intraluminal). Coloque las puntas de sus pinzas finas en la apertura y abre suavemente para ampliar el agujero. </li><li> Insertar el extremo bulbed del catéter en el defecto en elvejiga hasta que es intraluminal. Tire de la jareta apretada alrededor del catéter y amárrela. Esto debe cinchar la pared de la vejiga alrededor del catéter manteniéndolo en su lugar (Figura 8). </li><li> Tome uno de los extremos de la sutura y se envuelve alrededor del catéter una vez y que relacione el presente hacia abajo para asegurar aún más el catéter. </li></ol> 7. Prueba del catéter y cierre de la incisión abdominal <ol><li> Con una aguja 1 ml jeringa y 25G, insertar la aguja en el tubo y lentamente inyectar solución salina para distender la vejiga. Observe si hay pérdidas de alrededor del catéter. Una vez que vea saliendo de la uretra, aspire la solución salina para descomprimir la vejiga de nuevo. </li><li> Cerrar la incisión abdominal como anteriormente en los pasos 4.1-4.4. </li></ol> 8. Cierre de la incisión dorsal y fijación del catéter (para ratas) <ol><li> Vuelva a colocar el animal en decúbito prono. </li><li> Cortar el tubo del catéter en el nivel de la piel con las tijeras. Inserte un contundente 22G tip aguja en el tubo. </li><li> Cerca de la piel que cubre el tubo con poliglactina 4-0 en forma corriendo. Agregar el cubo de la aguja de extrusión de la piel. </li><li> Coloque un extremo de línea intravenosa en la aguja de punta roma. Usando sutura de seda 3-0, asegurar la punta del catéter a la piel (Figura 9). </li><li> Limpie la herida. Traslado de la rata en una jaula caliente, limpia para el despertar de la anestesia. </li></ol> 8. * Cierre de la incisión dorsal y fijación del catéter (de los ratones o ratas) <ol><li> * Ocluir el extremo distal del catéter por retorcimiento o usando una llama para fundir el extremo. </li><li> Bobina * el extremo del tubo y dejarlo en la bolsa subcutánea en el dorso del animal (no corte la tubería para reducir su longitud) (Figura 10). </li><li> * Cerca de la piel que cubre el tubo con poliglactina 4-0 en forma corriente (Figura 11). </li><li> * En el día de la cistometría, preparar la incisión dorsal con betadine y el 70% de etanol. Abra la incisión dorsal bajo anestesia y retire la tubería flexible de la bolsa subcutánea. Cierre de la incisión. Despierta el animal de la anestesia y realizar cistometría cuando esté completamente despierto. </li></ol> 9. Resultados representativos - Métodos quirúrgicos La vejiga reconstruido debe ser tan hermético como sea posible para evitar complicaciones relacionadas con una fuga urinaria significativa (Figura 3). Dolor o malestar general, escalofríos, o manifestarse en forma de arañazos y abriendo paso en la incisión abdominal. Esto se puede controlar con inyecciones subcutáneas diarias de un fármaco no esteroide anti-inflamatorio, como meloxicam (0.5-1.0 mg / kg por vía subcutánea). Por lo general, los animales sólo requieren la inyección de los primeros 3 días después de la operación. Esto puede ser complementado con un opioide, tales como buprenorfina (0,05-0,1 mg / kg por vía subcutánea cada hora 8-12) según sea necesario. Los animales deberán ser controlados a los 3 veces al día durante los primeros 3 días después de la operación, TWde hielo al día para el post-operatorio días 3-5 y luego todos los días a partir de entonces para evaluar el dolor, signos de infección, la curación adecuada de la herida, la actividad, el aseo y la turgencia de la piel. Los antibióticos (Baytril, 5mg/kg por vía subcutánea cada 24 horas en un volumen no superior a 0,1 ml) se dan para la cirugía de las 72 horas siguientes, como profilaxis contra la infección quirúrgica. Las señales de recuperación normal son la deambulación normal y los niveles de actividad, la alimentación adecuada y potable, ausencia de dolor o angustia (sin vocalización) y la socialización normal con cagemates. Un tiempo de recuperación de al menos 5-7 días se debe dar antes del análisis cistométrica, para permitir la cicatrización de vejiga y una disminución de la inflamación que podrían afectar los resultados. Los análisis cistométricos 10. Análisis cistométrico Despierta <ol><li> El programa de instalación se describe con MLT844 ADInstruments con la captura y análisis de datos con LabChart v6 (ADInstruments) y la infusión con una bomba de jeringa de Harvard, 22 (Harvard ApparaTus, Holliston, MA), aunque otros sistemas comparables están disponibles (Figura 12). </li><li> Calibrar el volumen y la presión sobre la base de las especificaciones del sistema de cistométrica utilizado. </li><li> Coloque los animales en jaulas metabólicas (jaulas con piso de malla de alambre) que están suspendidas en una escala. La escala está conectado a un transductor. </li><li> Purgar el sistema de las burbujas de aire y garantizar un flujo continuo desde la bomba de infusión. </li><li> Conecte el sistema de captura de datos a un ordenador y observar los trazados de datos. Ajuste la escala correspondiente. Presión de la vejiga y el volumen de orina se registran de forma continua. </li><li> El acceso a los catéteres suprapúbicas con una aguja 27G conectado a través de un tubo en T para el transductor de presión y la bomba de infusión. Comience la infusión de solución salina fisiológica a 12,5 l / min para el ratón y 100 l / min para la rata. </li><li> Permitir que el patrón de la micción rastreo para estabilizar (aumento de presión vesical, seguido por un vacío). Esto usualmente toma aproximadamentedamente 10-20 minutos. Registre los ciclos de micción de 45-120 minutos o menos ciclos de vaciamiento 3-4. </li><li> Observe todo el procedimiento en tiempo real para solucionar las complicaciones que llevarán al artefacto (es decir, retorcimiento del catéter, obstrucción, etc, véase más adelante la discusión). </li><li> Detener la infusión, desconecte el catéter del sistema, y ​​devolver el animal a su jaula. </li></ol> 11. Análisis inconsciente cistométrico (No catéter suprapúbico) <ol><li> Se anestesia el animal con uretano (1.2 g / kg) por inyección intraperitoneal (IP). </li><li> Exponer la vejiga como en los pasos por encima de 1.3-2.4. </li><li> Calibrar el sistema como en el paso 9,2. Preparar el sistema como en el paso 9.4-9.5. </li><li> Insertar una aguja 27G conectado a través de un tubo en T para el transductor de presión y la bomba de infusión en la cara lateral de la vejiga. </li><li> Registre los ciclos de micción de 45-90 minutos. </li><li> Detener la infusión, retirar la aguja de la vejiga y la eutanasia del animal. &lt;/ Li&gt; </ol> 12. Resultados representativos - Análisis cistométricos Trazados urodinámicos se pueden analizar para obtener parámetros como volúmenes anulados, el cumplimiento, las puntas de presión de vaciado, el intervalo entre la contracción, el tiempo de ciclo de la micción y los volúmenes de residuo postmiccional. Cistometrograma se puede dividir en un relleno y una fase de vaciado. Una fase de llenado normal es la porción del ciclo de la micción en el que la vejiga se llena con muy poco cambio en la presión intravesical. Una fase de vaciado normal de la localización consiste en un aumento constante de la presión intravesical que corresponde a la contracción del detrusor. La presión más alta alcanzada durante la fase de vaciado del trazado se denomina la presión miccional máximo. Un pico de presión alta micción podría sugerir un patrón miccional obstructiva, la vejiga o torcedura hipercontráctil un catéter en el SP. El cumplimiento puede ser calculada mediante la adquisición de la relación del volumen instilado During la fase de llenado y el cambio en la presión (= cumplimiento dV / DP). Una vejiga hypocompliant es uno que no está en condiciones adecuadas para dar cabida a los volúmenes de orina a baja presión. El intervalo entre puede calcularse mediante el análisis del tiempo entre dos contracciones como se ve en la cistometrograma. Un corto intervalo entre sugiere una vejiga irritable. El tiempo de ciclo de la micción se refiere al tiempo que tarda un llenado completo y la micción fase para completar y puede ser fácilmente comprobada por el análisis de la localización. A la conclusión de la cistometría, post-vaciado residual (RVP) se puede obtener. Esto se hace por aspiración del catéter suprapúbico a la terminación de una contracción del detrusor. Estos parámetros ayudan al investigador objetivamente estudiar la dinámica de la vejiga, como la vejiga se llena y se vacía. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig1.jpg" /> Figura 1. Fotografía de la incisión abdominaly extrusión de la vejiga. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig2.jpg" /> Figura 2. Incisión vejiga con la exposición de la luz vejiga. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig3.jpg" /> Figura 3. La integración del implante en la pared de la vejiga. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig4.jpg" /> Figura 4. Fotografía de la incisión cerrada. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig5.jpg" /> Figura 5. El extremo abocinado del tubo de PE-50. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig6.jpg" /> Figura 6. PE-50 tubo (catéter) a través de la incisión dorsal. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig7.jpg" /> Figura 7.Bolsa de tabaco sutura. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig8.jpg" /> Figura 8. Fijación del catéter a la vejiga. <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig9.jpg" /> Figura 9. Conexión del catéter asegurado. <img alt="Figura 10" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig10.jpg" /> Figura 10. Tubería flexible en la bolsa subcutánea. <img alt="Figura 11" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig11.jpg" /> Figura 11. Cierre de la incisión dorsal. <img alt="Figura 12" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig12.jpg" /> Figura 12. Ejemplo cistométrica puesta a punto. <img alt="Figura 13" src="/files/ftp_upload/3981/3981fig13.jpg" /> Figura 13. Cistometría Representante de rastreo.

<ol><li>Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+for+bladder+substitution%5BTitle%5D)+AND+%22World.+J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering for bladder substitution.</a> World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).</li>
<li>Roehrborn, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+lower+urinary+tract+symptoms+%28LUTS%29+and+benign+prostatic+hyperplasia+%28BPH%29%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Clin.+North+Am%22%5BJournal%5D)">Male lower urinary tract symptoms (LUTS) and benign prostatic hyperplasia (BPH).</a> Med. Clin. North Am. 95, 87-100 (2011).</li>
<li>Niknejad, K. G., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+augmentation+techniques+in+women%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Bladder augmentation techniques in women.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).</li>
<li>Hensle, T. W., Gilbert, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+metabolic+consequences+and+long-term+complications+of+enterocystoplasty+in+children%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Urol.+Rep%22%5BJournal%5D)">A review of metabolic consequences and long-term complications of enterocystoplasty in children.</a> Curr. Urol. Rep. 8, 157-162 (2007).</li>
<li>Somani, B. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bowel+dysfunction+after+transposition+of+intestinal+segments+into+the+urinary+tract%3A+8-year+prospective+cohort+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bowel dysfunction after transposition of intestinal segments into the urinary tract: 8-year prospective cohort study.</a> J. Urol. 177, 1793-1798 (2007).</li>
<li>Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+autologous+bladders+for+patients+needing+cystoplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty.</a> Lancet. 367, 1241-1246 (2006).</li>
<li>Sharma, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+nonhuman+primate+model+for+urinary+bladder+regeneration+using+autologous+sources+of+bone+marrow-derived+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">A nonhuman primate model for urinary bladder regeneration using autologous sources of bone marrow-derived mesenchymal stem cells.</a> Stem Cells. 29, 241-250 (2011).</li>
<li>Chung, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+reconstitution+with+bone+marrow+derived+stem+cells+seeded+on+small+intestinal+submucosa+improves+morphological+and+molecular+composition%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder reconstitution with bone marrow derived stem cells seeded on small intestinal submucosa improves morphological and molecular composition.</a> J. Urol. 174, 353-359 (2005).</li>
<li>Ashley, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+variations+in+small+intestinal+submucosa+evoke+differences+in+inflammation+with+subsequent+impact+on+tissue+regeneration+in+the+rat+bladder+augmentation+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model.</a> BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).</li>
<li>Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+in+a+larger+bladder+replacement+with+cell-seeded+and+unseeded+small+intestinal+submucosa+grafts+in+a+subtotal+cystectomy+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model.</a> BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).</li>
<li>Gomez, P. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+manipulation+of+silk+scaffold+fabrication+parameters+on+matrix+performance+in+a+murine+model+of+bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation.</a> Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).</li>
<li>Mauney, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+gel+spun+silk-based+biomaterials+in+a+murine+model+of+bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation.</a> Biomaterials. 32, 808-818 (2011).</li>
<li>Persson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+and+peripheral+mechanisms+contributing+to+hyperactive+voiding+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats.</a> Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).</li>
<li>Yaksh, T. L., Durant, P. A., Brent, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micturition+in+rats%3A+a+chronic+model+for+study+of+bladder+function+and+effect+of+anesthetics%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Micturition in rats: a chronic model for study of bladder function and effect of anesthetics.</a> Am. J. Physiol. 251, 1177-1185 (1986).</li>
<li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).</li>
<li>Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+dysfunction+in+a+new+mutant+mouse+model+with+increased+superoxide--lack+of+nitric+oxide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide.</a> J. Urol. 183, 780-785 (2010).</li>
<li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).</li>
<li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).</li>
<li>Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+bladder+dysfunction+in+a+rat+model+of+dopaminergic+brain+lesion%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion.</a> Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).</li>
<li>Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+rhabdosphincter+in+female+rat+voiding%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">The role of the rhabdosphincter in female rat voiding.</a> BJU Int. 94, 138-142 (2004).</li>
<li>Malmgren, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometrical+evaluation+of+bladder+instability+in+rats+with+infravesical+outflow+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction.</a> J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).</li>
<li>Smith, P. P., Kuchel, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+uroflow+cystometry+in+the+urethane-anesthetized+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse.</a> Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).</li>
<li>Cannon, T. W., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthesia+on+cystometry+and+leak+point+pressure+of+the+female+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat.</a> Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).</li>
<li>Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+cystometric+methods+in+female+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Comparison of cystometric methods in female rats.</a> Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Evaluaciones cistométricos de configuraciones después de la implantación de biomateriales y el aumento de la vejiga en animales pequeños, representa un paso importante en la identificación de validación óptimas características estructurales y mecánicas de los diseños de la matriz para su uso en situaciones clínicas. En este estudio, se describen los métodos quirúrgicos para llevar a cabo el aumento de la vejiga en ratones y ratas, así como técnicas para determinar las propiedades cistométricos urodinámicos de los órganos de ingeniería para las evaluaciones funcionales. Hemos utilizado estas técnicas en múltiples experimentos que involucran tanto en ratones y ratas, con cada experimento que consta de 30 roedores + sin problemas significativos. Nuestro laboratorio de investigación es un conglomerado diverso de científicos básicos y médicos cirujanos y cirujanos con al menos 5-6 años de formación de postgrado quirúrgico que se realiza a los aspectos procedimentales de estos experimentos. Independientemente del tipo de biomaterial utilizado, la mayor diferenc entre aumentar la vejiga en ratas frente a ratones es el tamaño de la vejiga. Debido al tamaño pequeño de vejiga, la disección y la incorporación del biomaterial es técnicamente más difícil en el ratón. Para ayudar en la visualización, un microscopio quirúrgico puede ser utilizado. Dado que el tamaño de la vejiga en ratas es mayor, es más susceptible a las situaciones donde más de un procedimiento tiene que ser realizado en la vejiga (por ejemplo, el aumento y la colocación de catéter cistostomía). Además, el protocolo anterior describe el uso de tubos de PE-50 para la rata 13, sin embargo, incluso los catéteres grandes de tamaño, hasta PE-100 se han utilizado, especialmente para estudios a largo plazo 14. En ratones, un calibre más pequeño, tales como PE-10 tubo puede ser utilizado 15,16, pero se debe tener en cuenta que más pequeño, más tubos flexibles no pueden transmitir los cambios de presión al transductor con precisión. Además, el método alternativo de asegurar el catéter en el dorso (paso 8 * supra) se realiza en millasdebido a su menor tamaño corporal y la aguja de punta roma y la tapa IV CE son demasiado engorrosos. La desventaja de esto es la necesidad de anestesia para extraer el extremo del catéter en la bolsa subcutánea antes de cistometría. Los estudios han demostrado que en los días iniciales de los primeros (0-4 días) después de la colocación de los catéteres, cistometría reveló altas presiones de la vejiga y la hiperactividad con los volúmenes miccionales bajos. Estos hallazgos parecen estabilizarse en torno al sexto y el séptimo día 14,17 y por lo tanto, es probablemente el momento ideal para la evaluación cistométrica. Sin embargo, la mayoría de los informes en la literatura realizar cistometría en los primeros 3 días de cateterización de 18 años, y las cuentas de estos para la amplia variación en los parámetros anteriores en relación con el tiempo. Dejar el catéter suprapúbico para una mayor duración de 3 días lleva consigo la morbilidad como el riesgo de piedras, desplazamiento, infección, hematuria y la oclusión del catéter de escombros. &lt;clase p = &quot;jove_content&quot;&gt; Diferentes tasas de infusión durante la cistomanometría se han descrito de 1-3mL/hr para los ratones y 15,16 para las ratas 10-11mL/hr 13,19,20. Las tasas de suprafisiológicas de infusión puede causar presiones falsamente elevadas 14. Utilizamos una velocidad de infusión de 12,5 l / min (0,75 ml / h) para ratones y 100 l / min (6 ml / h) para las ratas en nuestra configuración, pero menores tasas también puede ser utilizada. La temperatura de la solución salina fisiológica debe ser por lo menos a temperatura ambiente, aunque tibia (37 °) de solución salina es más óptima con el fin de evitar hiperactividad de la vejiga provocada con infundir solución fría. En la cistometría despierto, es crucial para permitir la estabilización del patrón de la micción cuando el animal se convierte en ajustarse a la jaula, que en nuestra experiencia requiere un período de ~ 10-20 minutos. Después de esto, los ciclos regulares de la micción puede ser grabado para 45-120 minutos o, como mínimo, los ciclos de vaciamiento 3-4. El animal debe ser observado en tiempo real ya que el animal es de libre Moving, y complicaciones como torsión o retorcimiento del catéter puede alterar el análisis cistométrica. Limitar el ruido ambiental durante la cistomanometría se desea disminuir el movimiento de los animales y artefactos posteriores. Cistometría inconsciente no tiene los problemas concomitantes como la cistometría despierto, pero varios anestésicos se ha demostrado que inhibir las contracciones espontáneas de vejiga. Esta inhibición se corresponde directamente con la duración prevista de la acción de los fármacos anestésicos, es decir, cuando desaparece el efecto anestésico, las contracciones espontáneas reanudar la 14. Por otra parte, las presiones medidas cuando la vejiga se desbordó, eran estadísticamente mayor en ratas anestesiadas, ambos vivos y post mortem, lo que indica un efecto sobre las propiedades de cumplimiento pasivos de la pared de la vejiga. Este efecto se ve con pentobarbital 21, ketamina, y cloralosa AI / IP, además de halotano inhalado e intratecal nesacaine 14. Un estudio más amplio de las diversas confirmación anestésicosm este hallazgo con la supresión del reflejo de micción de los anestésicos inhalatorios tanto (isoflurano y metoxiflurano) y barbitúricos (pentobarbital y thiobutabarbital) en los niveles de anestesia moderada 17. Este efecto se observó con los niveles de luz uniforme o sedantes de la anestesia con medicamentos como el fentanilo-droperidol y la ketamina-diazepam, y como en el estudio anterior, ya que el efecto de la anestesia disminuido, al igual que la inhibición de la 17. Para este procedimiento, uretano inyecciones intraperitoneales se puede utilizar ya que se ha demostrado que la micción reflejo se conserva, además de facilitar una anestesia adecuada 17,22. Además, no hay efecto se observa con respecto a las presiones de micción 23. Colocación de un catéter suprapúbico para la cistometría se describe aquí, ya que el cateterismo intrauretral se ha demostrado que tienen mayores curvas de presión de la vejiga y menores tasas de flujo constante en relación con la obstrucción del tracto urinario inferior 24.Por otra parte, el cateterismo intrauretral sólo es factible en animales anestesiados, y aún así, el cateterismo puede ser difícil, especialmente en los roedores machos y ratones. En conclusión, la elección de cuál es el modelo a utilizar para el aumento de la vejiga y / o análisis cistométrica depende de los objetivos del estudio específico. Desde un punto de vista técnico el modelo de rata con claridad tiene la ventaja por las razones expuestas anteriormente. Sin embargo, el modelo de ratón puede ser utilizado en los estudios que evalúan las funciones específicas de los productos finales de genes codificados en las enfermedades de las vías urinarias, debido a su susceptibilidad a la manipulación genética. Esto no es generalmente factible en la rata. Cistometría despierto la mayor parte reproduce con precisión el estado fisiológico normal en el que dichos animales se sometan a sus ciclos de micción, y por lo tanto, es probable que dé una determinación fisiológica más fiable de la función de la vejiga. Por otra parte, la variable de confusión de los efectos directos de unanesthetics en función de la vejiga se evita.

<table border="1"><tbody><tr><td> Materiales: </td><td> Descripción / uso: </td></tr><tr><td> Tijeras de afeitar </td><td> Preparación de rata / ratón para la cirugía </td></tr><tr><td> Paños estériles, betadine, el 70% de etanol, gasa estéril </td><td> Preparación de campo quirúrgico estéril </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Instrumentos: </td></tr><tr><td> Hoja de bisturí </td><td> Incisión cutánea </td></tr><tr><td> pinzas con dientes </td><td> La manipulación de la piel </td></tr><tr><td> Unas pinzas finas </td><td> Atraumática (sin dientes), no hay dientes de sierra o con estrías finas para manipular </td></tr><tr><td> Controlador de la aguja pequeña </td><td> La disección de tejidos de Sharp </td></tr><tr><td> Metzenbaum tijera </td><td> Bldder incisión </td></tr><tr><td> Tenotomía tijera </td><td> Para suturas de retracción y desarrollar subcutánea tunnel (catéter de cistostomía) </td></tr><tr><td> Las pequeñas pinzas curvas </td><td> Subcutánea túnel (catéter de cistostomía) </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Suturas: </td></tr><tr><td> 6-0 suturas de polipropileno </td><td> Suturas vesicales estancia y jareta </td></tr><tr><td> 7-0 poliglactina de sutura </td><td> La anastomosis de andamio para la vejiga </td></tr><tr><td> Sutura de poliglactina 4-0 </td><td> Cierre de músculo / la piel </td></tr><tr><td> 3-0 o sutura de seda 4-0 </td><td> Asegurar la punta del catéter a la piel </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Las agujas y jeringas: </td></tr><tr><td> Calibre 18 con aguja </td><td> La perforación de la vejiga por catéter de cistostomía </td></tr><tr><td> 25 y 30 agujas de calibre </td><td> Prueba de la vejiga que no haya fugas </td></tr><tr><td> 1 ml de solución salina fjeringa illed </td><td></td></tr><tr><td> Calibre 22 punta de la aguja roma </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Cistostomía catéter: </td></tr><tr><td> PE-50 tubería </td><td></td></tr><tr><td> Encendedor </td><td> Quema de la tubería PE-50 </td></tr><tr><td> Abrazadera curva pequeña </td><td> El desarrollo de túnel subcutáneo </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Cistometría: </td></tr><tr><td> MLT844 ADInstruments de captura de datos y software LabChart </td><td> Datos de presión adquisición </td></tr><tr><td> 22 Harvard bomba de jeringa (Harvard Apparatus, Holliston, MA) </td><td> Bomba de infusión de fluidos </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Anestésicos (cistometría inconsciente): </td></tr><tr><td> Yosoflurane </td><td> Inducción / mantenimiento de la anestesia general </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Unconconscious cistometría </td></tr><tr><td> Bupivicaína o equivalente </td><td> La anestesia local </td></tr><tr><td> El meloxicam </td><td> La analgesia postoperatoria </td></tr><tr><td> La buprenorfina </td><td> La analgesia postoperatoria </td></tr></tbody></table>

evaluación de biomateriales para el aumento de la vejiga usando análisis cistométricos en modelos de roedores varios

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

La función renal y la continencia de la orina son críticamente dependientes del correcto funcionamiento de la vejiga urinaria, que almacena la orina a baja presión y lo expulsa con una precisión orquestado contracción. Una serie de anomalías urológicas congénitas y adquiridas, incluyendo las válvulas uretrales posteriores, la hiperplasia benigna de próstata y la vejiga neurogénica secundaria a espina bífida / lesión de la médula espinal pueden dar lugar a la remodelación del tejido patológico que lleva al cumplimiento de deterioro y la disminución de la capacidad 1. Obstrucción funcional o anatómica del tracto urinario se asocia con frecuencia a estas condiciones, y puede llevar a la incontinencia urinaria y daño renal causado por aumento en el almacenamiento y las presiones de vaciado 2. La implantación quirúrgica de segmentos del tracto gastrointestinal para ampliar la capacidad de órganos y reducir las presiones intravesicales representa la principal opción de tratamiento quirúrgico para estos trastornos cuando el tratamiento médico falla 3. Sin embargo, este enfoque es obstaculizared por la limitación de tejido de un donante disponible, y se asocia con complicaciones importantes, como la infección crónica del tracto urinario, la perturbación del metabolismo, formación de cálculos urinarios, y malignidad secundaria 4,5. La investigación actual en la ingeniería del tejido de vejiga está muy centrado en la identificación de las configuraciones de biomateriales que pueden apoyar la regeneración de los tejidos en los sitios de defectos. Convencional en 3-D andamios derivado a partir de polímeros naturales y sintéticos, tales como la submucosa del intestino delgado y el ácido poli-glicólico han demostrado algún éxito a corto plazo en el apoyo de la regeneración del músculo liso y urotelial así como facilitar una mayor capacidad de almacenamiento de órganos en ambos modelos animales y en el clínica de 6,7. Sin embargo, las deficiencias en la integridad mecánica y la biocompatibilidad de andamio a menudo resultan en la fibrosis nocivo 8, contractura del injerto 9, 10 y calcificación, lo que aumenta el riesgo de fracaso del implante y la necesidad de for procedimientos quirúrgicos secundarios. Además, la restauración de las características de la micción normal estándar que utilizan las construcciones de biomateriales para la cistoplastia de aumento aún no se ha logrado, y por lo tanto, la investigación y el desarrollo de matrices nuevas que pueden cumplir esta función es necesario. Con el fin de desarrollar y evaluar los biomateriales óptimas para el aumento de la vejiga clínica, la investigación de eficacia debe llevarse a cabo en modelos animales estándar que utilizan los métodos quirúrgicos detallados y evaluaciones de resultado funcionales. Hemos informado anteriormente el uso de un modelo de aumento de la vejiga en ratones para determinar el potencial de seda fibroína basados ​​en andamios para mediar en la regeneración del tejido y las características funcionales miccionales. 11,12 análisis cistométricos de este modelo han demostrado que las variaciones en las propiedades estructurales y mecánicas del implante puede influir en las características resultantes del estudio urodinámico en las vejigas de ingeniería tisular 11,12. Correlación positivaciones entre el grado de regeneración de los tejidos matriz mediada determinó histológicamente y el cumplimiento funcional y capacidad evaluada por cistometría se demostraron en este modelo 11,12. Estos resultados sugieren que por lo tanto, las evaluaciones funcionales de las configuraciones de biomateriales en los sistemas de roedores ampliación vesical puede ser un formato útil para la evaluación de las propiedades de los andamios y el establecimiento de la viabilidad in vivo antes de que los estudios en animales grandes y la implementación clínica. En el estudio actual, vamos a presentar varias etapas quirúrgicas de aumento de vejiga en ratas y ratones usando andamios de seda y demostrar las técnicas de cistometría despierto y anestesiado.

Etapas quirúrgicas de aumento de la vejiga se describen utilizando en 3-D andamios en modelos murinos y la rata. Para probar la eficacia de las configuraciones de biomateriales para su uso en aumento de la vejiga, las técnicas para cistometría tanto despierto y anestesiado se presentan.

Evaluación de Biomateriales para el aumento de la vejiga usando análisis cistométricos en modelos de roedores Varios

La función renal y la continencia urinaria dependen fundamentalmente del funcionamiento adecuado de la vejiga urinaria, la cual almacena la orina a baja presión y...

El objetivo de este procedimiento es evaluar el uso de biomateriales para la ampliación de la vejiga mediante la obtención de datos funcionales por citometría. Esto se logra primero aner mosin, el andamiaje a un defecto creado en la vejiga. El segundo paso del procedimiento consiste en tunelizar el tubo de cistostomía hacia el abdomen.El tercer paso consiste en colocar el tubo de cistostomía en la vejiga aumentada y fijarlo en el dorso del animal. El paso final es realizar citometría para evaluar la vejiga aumentada desde un punto de vista funcional. En última instancia, los resultados pueden mostrar cambios en la capacidad y compliancia de la vejiga, presiones miccionales, tiempos del ciclo nutricional y volúmenes residuales postmiccionales mediante citometría consciente.Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia de anomalías congénitas y adquiridas de la vejiga o la uretra que provocan una capacidad, compliancia y función general de la vejiga deficientes. Dado que los nuevos biomateriales utilizados para la ampliación de la vejiga deben evaluarse funcionalmente, tras preparar un animal para una cirugía abdominal, utilice un bisturí para realizar una incisión media inferior a través de la piel.Con pinzas dentadas, eleve el músculo recto y separe la superficie posterior del músculo con tijeras finas de metzenbaum y balm, dividiendo el resto del músculo en la línea media durante toda la longitud de la incisión cutánea para exteriorizar la vejiga a través de la herida incisional. Una vez al día, coloque una sutura a través de la pared posterior de la vejiga y luego a través de la pared anterior de la vejiga. Coloque suturas adicionales lateralmente en la vejiga, pero no anude estas suturas.Cuando los puntos se mantienen tensos, la vejiga tendrá una configuración cuadrada que mide aproximadamente un centímetro cuadrado de tamaño, a través de la vejiga longitudinalmente por la pared anterior de la vejiga, justo por debajo del domo de la vejiga a lo largo de la línea media. Tenga cuidado de no aplicar demasiada tensión sobre estos puntos, ya que pueden atravesar fácilmente el tejido de la vejiga. Para este paso, se prefiere la ampliación con lupa para la anastomosis del andamio. Con tijeras finas, recorte el andamio de seda hasta el área aproximada del defecto de la vejiga.Comience en una esquina del andamio y suture ala vejiga de forma continua. Para crear un sello hermético alrededor de todo el defecto, es muy importante que el cirujano realice una anastomosis hermética y sin tensión entre el andamio y la vejiga. Esto garantizará la contención de toda la orina dentro de la vejiga, ya que cualquier fuga intraperitoneal probablemente resultará en mortalidad del animal.Como prueba, utilice una aguja hipodérmica de calibre 30 para llenar la vejiga con agua. Si se encuentra una fuga, ciérrela con una sutura interrumpida adicional. Luego, reduzca la vejiga reconstruida de vuelta dentro del abdomen antes del cierre de la pared abdominal.Inyecte el músculo recto y el tejido subcutáneo con bupivacaína para anestesia local y cierre la incisión. A continuación, utilice una sutura continua corrida para re aproximar el músculo recto y cierre la piel con una sutura continua corrida. Después de limpiar y secar la incisión, traslade el animal a una jaula limpia y cálida para que despierte de la anestesia.Antes de comenzar, cree un anclaje en el extremo de un tubo de PE 50 de 10 centímetros para que no se salga de la vejiga. Haga esto ensanchando el extremo del tubo mediante una exposición suave a una llama. En segundo lugar, verifique que el tubo no esté ocluido.Injecte el extremo no ensanchado con solución salina y asegúrese de que fluya. Después de preparar un animal para la cirugía, antes de exponer la vejiga, realice una incisión de un centímetro en el dorso entre las escápulas. Con las tijeras de bisturí Metson, cree un plano entre la piel y el músculo subyacente.Luego, introduzca las puntas de las tijeras en el plano y ábrelas para crear un túnel subcutáneo hasta el abdomen ventral. A continuación, dé la vuelta al animal. Exponga y reintroduzca la vejiga en el abdomen.Al regresar a la incisión dorsal, coloque una pinza pequeña dentro del túnel subcutáneo. Utilice sus dedos para proteger el contenido intraabdominal y luego use las puntas de la pinza para perforar la pared abdominal. Ahora, sujete el extremo liso del tubo abocinado con la pinza y extráigalo a través de la incisión dorsal.No tire del extremo anclado ensanchado más allá de la pared abdominal con el tubo a través de la incisión. Coloque un punto de sutura en bolsa de aros en la cúpula de la vejiga. Deje una pinza pequeña en el extremo suelto de la sutura para que no se tire accidentalmente a través del punto.Además, no tense el punto de sutura. Ahora utilice una aguja EU de calibre 18 para perforar la pared de la vejiga en el centro del punto de sutura en bolsa de tabaco, solo lo suficiente para quedar intraluminal. Luego, coloque la pinza fina en la abertura y sepárela suavemente para agrandar el orificio.Introduzca el extremo ensanchado del catéter en el defecto de la vejiga hasta que quede intraluminal. Ajuste más el punto de sutura en bolsa de aseo alrededor del catéter y anúdelo. A continuación, enrolle el extremo libre de la sutura una vez alrededor del catéter y anúdelo.Ahora, pruebe la vejiga inyectando lentamente suero salino en ella a través del tubo. Si hay flujo por la uretra, aspire el suero salino para descomprimir la vejiga nuevamente. Si se encuentra una fuga, esta debe repararse con sutura, ya que una fuga de orina puede provocar mortalidad.Cierre la incisión abdominal como se demostró previamente. Luego, continúe con el cierre de la incisión dorsal. El procedimiento para cerrar la incisión dorsal es diferente en ratas y ratones.Para ratas, use tijeras para cortar el tubo del catéter a nivel de la piel. Luego inserte una aguja de punta roma de calibre 22 en el tubo. Utilice puntos de sutura continuos para cerrar la piel sobre el tubo, dejando el cono de la aguja expuesto.Ahora coloque un tapón para línea intravenosa en la aguja romo y asegure la punta del catéter a la piel. Posteriormente, limpie la incisión y permita que el animal se recupere en un ambiente cálido. En ratones, el catéter debe asegurarse de la siguiente manera: deje el catéter largo y ocluya el extremo del catéter derritiéndolo con una llama.Enrolle el extremo del tubo y déjelo dentro del bolsillo subcutáneo en el dorso del animal. Cierre la piel sobre el tubo de forma continua y corrida. Antes del análisis citrico, permita al menos cinco a siete días de recuperación posoperatoria tanto para ratas como para ratones.Después de la recuperación el día de la citometría. En el caso de los ratones, es necesario abrir primero la incisión dorsal bajo anestesia y extraer el tubo en espiral del bolsillo subcutáneo. Tras retirar el tubo, cierre esta incisión y espere a que el ratón despierte completamente de la anestesia antes de realizar la citometría, comenzando por colocar los animales en jaulas metabólicas suspendidas sobre balanzas.Ahora acceda a los catéteres suprapúbicos con una aguja de 27 gauge conectada mediante un ttu al transductor de presión y a la bomba de infusión. Comience la infusión de solución salina fisiológica. Permita que el trazado del patrón de micción se estabilice.En los próximos 10 a 20 minutos, la presión de la vejiga aumenta primero, y esto va seguido de una micción. Luego registre los ciclos de micción durante 15 a 120 minutos, o al menos tres o cuatro ciclos de micción durante el procedimiento. Observe la flexión del catéter y otras complicaciones.Los registros urodinámicos pueden analizarse entonces para obtener parámetros como volúmenes evacuados, compliance, presiones máximas de micción durante la contracción, intervalo, tiempo del ciclo miccional y volúmenes residuales postmiccionales. Después de ver este video, deberías tener una buena comprensión de cómo aumentar la vejiga utilizando cualquier biomaterial. También sabrás cómo evaluar la función de la vejiga de cualquier roedor mediante cistometría consciente sin restricciones.

evaluation-biomaterials-for-bladder-augmentation-using-cystometric

Research

Investigación

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingeniería

Vejiga ratón inyección de pared es un enfoque útil para el estudio de células de vejiga ortotópicamente madre y la biología del cáncer. Este método de microcirugía delicada se puede dominar con una técnica cuidadosa y práctica.

Vejiga ratón pared de inyección

Cystometry es una técnica eficaz para medir la función de la vejiga de animales...

El uso de la cistometría en pequeños roedores: un estudio de la vejiga chemosensation

La técnica establecida para inocular ortotópico xenoinjertos de cáncer de vejiga invasivos primarios requiere laparotomía y la movilización de la vejiga. Este procedimiento inflige una morbilidad significativa en los ratones, es técnicamente difícil y consume mucho tiempo. Lo tanto, desarrolló una alta precisión, abordaje percutáneo utilizando la guía del ultrasonido.

Mínimamente Invasiva Establecimiento de murino ortotópico xenoinjertos vejiga

Este estudio describe los procedimientos quirúrgicos y técnicas experimentales para realizar cistometría despierta en un ratón que se mueve libremente. Además, proporciona evidencia experimental para apoyar su optimización y estandarización.

Evaluación del procedimiento para realizar cistometría despierta en un modelo de ratón

Este protocolo describe primero el procedimiento quirúrgico de la implantación permanente de un catéter de vejiga urinaria combinada con electrodos del esfínter uretral externo y segundo, la medición de la función de la vejiga y uretral externo Esfinge en animales despiertos implantados.

Medición de esfínter uretral externo cistométrico en ratas despiertas con catéter implantado y electrodos para medidas repetidas

El modelo de vejiga libre de detrusores permite el acceso directo al suburotelio para estudiar los mecanismos locales para la regulación de la disponibilidad de mediadores biológicamente activos en suburothelium/lamina propria durante el almacenamiento y la anulación de la orina. La preparación se asemeja mucho al llenado de una vejiga intacta y permite realizar estudios de volumen de presión sin influencias sistémicas.

Un modelo de vejiga murina descentralizada (Ex Vivo) con el músculo detrusor eliminado para el acceso directo al suburotelio durante el llenado de la vejiga

Este protocolo describe el procedimiento para medir las concentraciones de ATP en la luz de la vejiga en un roedor anestesiado.

In vivo Medición luminal de la liberación urotelial de ATP evocada por distensión en roedores

Los implantes de ingeniería tisular para cirugía reconstructiva rara vez progresan más allá de los ensayos preclínicos debido al laborioso cultivo ex vivo , que incluye componentes de andamios complejos y costosos. Aquí, presentamos un procedimiento de una sola etapa diseñado para la derivación urinaria con un andamio tubular accesible a base de colágeno que contiene microinjertos autólogos.

Modelo quirúrgico para tubos uroteliales de ingeniería tisular de una sola etapa en minicerdos

Este protocolo proporciona una guía para impermeabilizar la piel con cianocrilato para evitar la absorción de orina por el pelo y la piel. Incluye instrucciones para aplicar el pegamento a la piel, implantar un catéter vesical y electrodos para la cistometría y los registros de electromiografía del esfínter uretral externo en ratones despiertos.

Optimización de las técnicas urodinámicas del ratón para mejorar la precisión 

En este artículo se explica un nuevo modelo animal diseñado para analizar materiales de injerto suburetral. En este modelo, se implanta una cinta de malla a través de una incisión vaginal en ovejas, y los animales se observan durante un período de tres meses. Este modelo es esencial ya que sienta las bases para la investigación experimental sobre injertos.

Una técnica quirúrgica novedosa en un modelo de oveja para la implantación de injerto suburetral

Aprende a evaluar biomateriales para aumento de vejiga mediante cistometría en modelos de roedores. Este método permite medir capacidad, presiones de vaciado y residuo postmiccional de forma funcional.

Evaluación de Biomateriales para el aumento de la vejiga usando análisis cistométricos en modelos de roedores Varios

Explorar más videos