Name: Cargando retrógrada de los nervios, panfletos, y las raíces espinales con tintes fluorescentes (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 47 s
Description: Aprende a cargar tintes fluorescentes en neuronas mediante pipetas de polietileno de bajo costo. Esta técnica permite visualizar tractos neurales específicos para estudios de conectividad y morfología en neurociencia.

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<p class="jove_content"&gt; Este trabajo fue apoyado por el programa intramural de los Institutos Nacionales de Trastornos Neurológicos y Accidentes Cerebrovasculares de los Institutos Nacionales de Salud. También nos gustaría agradecer al Dr. George Mentis por sus contribuciones anteriores al método y los datos de la Figura 3.</p

Dextranos fluorescentes se han utilizado como herramientas anatómicas y para la actividad neuronal imagen 1-4. Campos et al, (2009) 4 publicó un protocolo para la aplicación de iones y sensibles al voltaje tintes de vías axonales con un enfoque en la médula espinal como un sistema modelo. Aquí se describe un procedimiento más detallado para la aplicación de tinte fluorescente y / o de iones sensibles a las raíces cortadas ventrales, raíces dorsales o cualquier tracto neuronal de la médula espinal para los estudios in vitro optophysiological y morfológicas. 1. Tipo I y Tipo II Pipetas Para empezar, tirando de dos tramos cortos de tubo de polietileno (PE90, Clay Adams Marca) sobre la llama de una lámpara de alcohol 7 para producir pipetas con puntas afiladas. Una pipeta (Tipo I) debe ser corto (3-7 mm) con un pequeño consejo que bien puede contener la raíz de destino o en el tracto (Diámetro exterior: 0.2-0.4 mm; Diámetro interior: 0,1-0,3 mm). A continuación, tire de una pipeta segundo (Tipo-II) con un tiempo (8-12 cm) más delgada, el eje y una punta muy fina (diámetro exterior: 0.2-0.3 mm, diámetro interior: 0.1-0.2 mm) que se puede insertar en el Tipo I pipetear la medida de lo la punta. La pipeta segundo diluyente será utilizada para aspirar e introducir fluido cerebroespinal artificial (aCSF) y la solución colorante, respectivamente, de la pipeta Tipo-I. 2. Posicionamiento de tipo I Pipetear Disecar y aislar a la médula espinal 8,9 y colocarlo en un baño, con frío superfused aCSF (~ 16 ° C) durante todo el proceso de carga. Coloque el tipo I de la pipeta en un soporte de electrodo (H1/12 porta-electrodos, Narishige) de manera que su apertura posterior puede ser fácilmente conectado a una jeringa (1 ml jeringa U-100 a la insulina, Becton Dickenson o similar) a través de un tubo flexible (PharMed BPT, Cole-Parmer, # AY242002; 10 cm) (Fig. 1A-B). 3. Dye aplicación <ol><li> Con la jeringa, primero trazaaCSF en la pipeta Tipo-I (Fig. 1B; 2A), seguido por el tracto axonal o raíz para ser llenado (Fig. 2B). El tubo flexible debe entonces ser retirado de la abertura trasera. La pipeta de tipo II se une a otra jeringuilla y se inserta en el Tipo I pipeta de sujeción del tracto axonal o raíz. Uso de la jeringa con la pipeta de tipo II, aspirado aCSF para que el aCSF residuales sólo cubre el tracto axonal (Fig. 1c; 2C-D). Luego retirar la pipeta de tipo II a partir de la pipeta de tipo I. Controlar el nivel de aCSF durante unos minutos para verificar un buen sello en el tracto axonal o los nervios (ver Sección 3 Solución de problemas de &quot;buen cierre&quot;). </li><li> Disolver el colorante en aCSF o el 0,2% Triton X-100 en agua destilada dos veces y dibujarlo en la pipeta de tipo II, mientras que prestar atención de no incluir burbujas de aire. Insertar la pipeta de tipo II que contiene el colorante en la pipeta Tipo-I y en la solución residual aCSF (Fig. 2E). Suelte lentamenteel medio de contraste en el uso de una presión suave aCSF positivo (Fig. 2F). Tenga cuidado de no introducir burbujas de aire o para provocar el desplazamiento del tejido diana desde el interior de la punta. Retirar la pipeta de tipo II, después de una cantidad suficiente de medio de contraste ha sido liberado (3-5 l de solución de tinte). </li></ol> 4. Incubación Incubar el tejido en la oscuridad entre 6 a 20 horas, dependiendo del tipo de experimento. Una vez que el tiempo suficiente se ha permitido para el llenado, tire suavemente lejos del electrodo del tejido dejando el tejido listo para formación de imágenes o histología. Solución de problemas <ol><li> Si el tejido diana no entra fácilmente en la punta de la pipeta Tipo-I o está suelto una vez dentro, entonces el diámetro de la punta es el tamaño incorrecto. Si esto ocurre, tirar y usar una pipeta diferente. </li><li> Antes de añadir el colorante a la aCSF en la pipeta de tipo I, asegurarse de que aCSF queda suficiente para que pueda ser alcanzado con elTipo II punta de la pipeta (Fig. 2D). De lo contrario, un espacio de aire existirá una vez que el colorante se añade. Si esto sucede, no agregue el colorante y eliminar el tracto axonal de la pipeta y luego dibujarla de nuevo con aCSF suficiente para ser alcanzado por la pipeta de tipo II. </li><li> Si el nivel de aCSF en los aumentos de pipeta I Tipo-después de que se aspiró con la pipeta de tipo II, significa que el sello con el tejido no es buena. Utilizar un electrodo diferente, de lo contrario el colorante se diluyen durante el procedimiento de etiquetado. </li><li> Si una burbuja de aire se introduce en la pipeta de tipo I, mientras que la inyección del colorante, drenar la burbuja por el avance del cierre de tipo II punta de pipeta a la burbuja y suavemente aplicando una presión negativa débil con la jeringa adjunta. </li></ol> 5. Los resultados representativos Motoneuronas Para ilustrar una aplicación del método, al mismo tiempo cargadas, las fibras aferentes sensoriales y interneuronas de la médula con tres diferentes DEXTcorrió y conjugado con los tintes fluorescentes (Fig. 3). Como se ilustra en la figura. 3B, tres clases de neuronas han sido etiquetados, las fibras aferentes sensoriales (color rojo), las interneuronas se proyectan en el ventral, funículo (verde) y las neuronas motoras (azul). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig1.jpg" /> Figura 1. Esquema que muestra con una pipeta de tipo I y tipo II Asamblea. (A) Un tipo I pipeta (luz azul) se coloca en un soporte de electrodo de modo que la espalda de apertura puede ser fácilmente conectado a la tubería de elastómero flexible (B) y en el que una pipeta de tipo II se puede insertar (C). <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig2.jpg" /> Figura 2. Esquema que muestra el proceso de carga de las motoneuronas con los tintes fluorescentes. (A) Una pipeta de tipo I se coloca cerca de la raíz ventral a ser llenado. (B) de succión se aplica a la pipeta para dibujar aCSF en la pipeta seguido por la raíz. (C-D) Desconectar el tubo de elastómero flexible desde el servidor de tipo I pipeta y reducir la cantidad de aCSF mediante la aplicación de succión a la pipeta de tipo II. (E) Introducir la punta de la pipeta de tipo II que contiene el colorante disuelto en el aCSF restante en la pipeta Tipo-I. (EF) Poco a poco llenar la pipeta de tipo I con el tinte y luego extraiga la pipeta de tipo II. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4008/4008fig3.jpg" /> Figura 3. La aplicación del procedimiento de llenado de la médula espinal de ratón aislado. (A) Esquema que muestra los tres de tipo I pipetas usadas para llenar diferentes clases de neuronas en la médula espinal. Motoneuronas (azul, Blue Cascade dextrano) y sacros aferentes sensoriales (color rojo; de Texas-Red dextrano) se rellenaron a través de las raíces ventral y dorsal, respectivamente. Fluoresceína dextrano se utiliza para cargar las interneuronas espinales (verde) cuyos axones ascienden a través del funículo ventral (FV). 1 mg de cada tinte dextrano (10.000 MW, Molecular Probes)se disolvió en 6 l de agua destilada que contenía 0,2% de Triton X-100 (B). La imagen confocal de una sección de la médula sacra de la médula espinal en la que las neuronas estaban de vuelta marcado, como se describe en la Nota A. que los aferentes sensoriales son etiquetados principalmente ipsilateral con una proyección contralateral pocos. Las motoneuronas son etiquetados ipsilateral a la raíz ventral llena mientras que las interneuronas etiquetados son contralateral al lado del relleno (cabeza de flecha). Calibración de barra de 200 m.

<ol><li>Nance, D. M., Burns, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+dextrans+as+sensitive+anterograde+neuroanatomical+tracers%3A+applications+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res.+Bull%22%5BJournal%5D)">Fluorescent dextrans as sensitive anterograde neuroanatomical tracers: applications and pitfalls.</a> Brain Res. Bull. 25, 139-145 (1990).</li>
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<li>O'Donovan, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+spatiotemporal+organization+of+neural+activity+in+the+developing+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Imaging the spatiotemporal organization of neural activity in the developing spinal cord.</a> Dev. Neurobiol. 68, 788-803 (2008).</li>
<li>Kasumacic, N., Glover, J. C., Perreault, M. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmental+patterns+of+vestibular-mediated+synaptic+inputs+to+axial+and+limb+motoneurons+in+the+neonatal+mouse+assessed+by+optical+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">Segmental patterns of vestibular-mediated synaptic inputs to axial and limb motoneurons in the neonatal mouse assessed by optical recording.</a> J. Physiol. (Lond). 588, 4905-4925 (2010).</li>
<li>Szokol, K., Glover, J. C., Perreault, M. -C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+functional+synaptic+connections+between+medullary+reticulospinal+neurons+and+lumbar+descending+commissural+interneurons+in+the+neonatal+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Organization of functional synaptic connections between medullary reticulospinal neurons and lumbar descending commissural interneurons in the neonatal mouse.</a> J. Neurosci. 31, 4731-4742 (2011).</li>
</ol>

<p class="jove_content"&gt; No tenemos nada que revelar.</p

<p class="jove_content"&gt; Se describe aquí un protocolo simple y rentable para la introducción de colorantes en las neuronas, los nervios y tractos espinales. Este método consiste en exponer identificados vías anatómicas a una solución de tinte altamente concentrada para la duración del proceso de carga. Esto se traduce en el etiquetado retrógrada del sitio de destino con poca experiencia en comparación con microinyecciones, la aplicación de baños y técnicas de electroporación. Sin embargo, el método está limitado a los sitios en el sistema n...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td colspan="2"<strong&gt; Nombre del Material</strong</td&gt;<td<strong&gt; Empresa</strong</td&gt;<td<strong&gt; Número de catálogo</strong</td&gt;<td<strong&gt; Comentarios</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td rowspan="2"&gt; Tubos</td&gt;<td&gt; PE90 (IDxOD: 0.034 &quot;x0.050&quot;, Espesor de pared: 0.008 &quot;)</td&gt;<td&gt; Clay Adams Marca Intermedic</td&gt;<td&gt; 427421</td&gt;<td&gt; Por tipo I y tipo II pipetas</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; NSF-51 (IDxOD: 1/16x1/8; Espesor de pared: 1/32)</td&gt;<td&gt; PharMed BPT, Cole-Parmer</td&gt;<td&gt; AY242002</td&gt;<td&gt; Para los tubos flexibles</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Jeringa</td&gt;<td&gt; 1 ml jeringa de insulina U-100</td&gt;<td&gt; Becton Dickenson</td&gt;<td&gt; 329650</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Aguja</td&gt;<td&gt; 19G x1-1/2 &quot;Metal cubo de la aguja</td&gt;<td&gt; MONOJECT</td&gt;<td&gt; 200136</td&gt;<td&gt; Conexión de Tipo II pipeta a la jeringa</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt; El alcohol de la lámpara</td&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt;</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Llave de paso</td&gt;<td&gt; Llave de tres vías con adaptador Luer Slip Mujer</td&gt;<td&gt; Baxter Healthcare Corp.</td&gt;<td&gt; 2C6241</td&gt;<td&gt; Utilice con la jeringa</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td rowspan="3"&gt; Soporte</td&gt;<td&gt; Titular de la H-1 electrodo</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; H-1/12</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Imán soporte</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; GJ-8</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Micromanipulador</td&gt;<td&gt; Narishige</td&gt;<td&gt; M-3333</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinzas</td&gt;<td&gt; S &amp; T DUMONT suiza 00632-11</td&gt;<td&gt; DUMONT</td&gt;<td&gt; JF-5 TC</td&gt;<td&gt;</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table&gt;<p class="jove_content"&gt; * Estos son los materiales sugeridos. Puede ser reemplazado por cualquiera de los productos compatibles</p

cargando retrógrada de los nervios, panfletos, y las raíces espinales con tintes fluorescentes

Retrograde Loading of Nerves, Tracts, and Spinal Roots with Fluorescent Dyes

Etiquetado retrógrada de las neuronas es un 1,2 anatómica método estándar que se ha utilizado también para cargar calcio y tintes sensibles al voltaje en neuronas 3-6. En general, los colorantes se aplican en forma de cristales sólidos o por inyección a presión local utilizando pipetas de vidrio. Sin embargo, esto puede resultar en la dilución de la intensidad colorante y etiquetado reducida, particularmente cuando se requieren varias horas para la difusión del colorante. Aquí se demuestra una técnica sencilla y de bajo costo para la introducción de colorantes fluorescentes y de iones sensibles a las neuronas con una pipeta de succión de polietileno llena de la solución de colorante. Este método ofrece una forma fiable para mantener una alta concentración del colorante en contacto con los axones en todo el procedimiento de carga.

Se describe una técnica sencilla y de bajo costo para la introducción de alta concentración de colorantes fluorescentes y sensible de calcio en las neuronas o cualquier aparato neuronal con una pipeta de succión de polietileno.

Cargando retrógrada de los nervios, panfletos, y las raíces espinales con tintes fluorescentes

El marcado retrógrado de neuronas es un método anatómico estándar1,2 que también se ha utilizado para cargar colorantes sensibles al calcio y al voltaje en las neuronas3-6. ...

El objetivo general de este procedimiento es introducir una concentración elevada de colorante fluorescente o sensible a iones en neuronas o en cualquier trayecto neuronal mediante una técnica sencilla y de bajo costo. Esto se logra primero produciendo dos tipos de pipetas, tipo uno y tipo dos. Luego, se conecta un tubo elastómero flexible a la pipeta tipo uno y se aplica presión positiva para aspirar el trayecto neuronal objetivo dentro de la pipeta tipo uno, verificando que se forme un buen sello.A continuación, inserte la pipeta tipo dos dentro de la pipeta tipo uno y utilice la pipeta tipo dos para aspirar el LCR residual A de la pipeta tipo uno. Luego, introduzca el colorante, pero sin burbujas de aire, en la pipeta tipo uno. El último paso consiste en incubar las neuronas en la oscuridad entre seis y 20 horas.Finalmente, tras la eliminación de la pipeta tipo uno, el preparado está listo para estudios in vitro, electrofisiológicos o morfológicos. La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la aplicación por baño, la inyección BOS y la electroporación, es que la D se entrega a una población neuronal definida. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia, tales como la actividad, conectividad, morfología y distribución de neuronas definidas.Generalmente, la técnica requiere práctica, especialmente para asegurar que el colorante no se diluya dentro de la pipeta tipo uno y que no se introduzcan burbujas de aire en ella. Comience este procedimiento colocando el tubo de polietileno sobre la llama de una lámpara de alcohol para producir dos pipetas cortas con puntas cónicas. Primero, estire una pipeta corta tipo uno con una punta pequeña que pueda sujetar firmemente la raíz o vía objetivo.A continuación, prepare una pipeta tipo dos con un vástago más largo y delgado y una punta muy fina que pueda insertarse en la pipeta tipo uno hasta su punta. Posteriormente, conecte la pipeta tipo dos a una aguja EC de calibre 19 recortada. Luego coloque la médula espinal aislada en un baño.Súper fusiónelo con A LCS enfriado durante todo el proceso de carga. Después, coloque la pipeta tipo uno en un soporte de electrodo de manera que su abertura posterior pueda conectarse fácilmente a una jeringa mediante un tubo flexible. En este procedimiento, primero aspire LCS hacia la pipeta tipo uno utilizando una jeringa.A continuación, dibuje el tracto axonal o raíz que se va a llenar. Luego retire el tubo flexible de la abertura posterior. Después de eso, conecte la pipeta tipo dos a otra jeringa.Insértelo en la pipeta tipo uno, que está sosteniendo un tracto axonal o raíz neuronal bajo el microscopio. Utilice la jeringa conectada a la pipeta tipo dos para aspirar el LCR A de forma que el LCR A residual apenas cubra el tracto axonal. Luego retire la pipeta tipo dos de la pipeta tipo uno.Monitoree el nivel de A CSF durante unos minutos para verificar un buen sellado en el tracto axonal o en los nervios. Posteriormente, disuelva el colorante en A CSF o en Triton X 100 al 0,2 % en agua doblemente destilada. Aspírelo hacia la pipeta tipo dos aplicando una presión negativa débil a la jeringa acoplada, teniendo cuidado de no aspirar burbujas de aire.Luego, inserte la pipeta tipo dos que contiene el colorante en la solución residual de LCR A en la pipeta tipo uno y libere lentamente el colorante en el LCR A utilizando una presión positiva suave en la jeringa. Asegúrese de no introducir burbujas de aire ni provocar el desplazamiento del tejido diana desde el interior de la punta. Si se introduce una burbuja de aire en la pipeta tipo uno durante la inyección del colorante, extraiga la burbuja acercando la punta de la pipeta tipo dos cerca de la burbuja y aplicando suavemente una presión negativa débil mediante la jeringa conectada.Después de que se haya liberado una cantidad suficiente de colorante, retire la pipeta de tipo dos. A continuación, incube el tejido a oscuras durante seis a 20 horas, según el tipo de experimento. Una vez transcurrido el tiempo suficiente para la impregnación, retire suavemente el electrodo del tejido.Luego, el tejido está listo para la obtención de imágenes o histología. A continuación se muestra un diagrama esquemático que ilustra la carga simultánea de tres dextranos fluorescentes conjugados diferentes en neuronas motoras, aferentes sensoriales y neuronas intercaladas espinales; las neuronas motoras y los aferentes sensoriales sacros se rellenaron retrogradamente con Dextrano azul Cascade y Dextrano rojo Texas a través de las raíces ventrales y dorsales, respectivamente. Se cargó dextrano verde fluorescente en neuronas intercaladas espinales cuyos axones ascienden a través del funículo ventral.Se muestra aquí una imagen confocal de una sección de la médula espinal sacra en la que las neuronas han sido marcadas retrogradamente. Obsérvese que las aferencias sensoriales marcadas son principalmente ipsilaterales. Con algunas proyecciones contralaterales, las neuronas motoras marcadas son ipsilaterales a la raíz ventral rellenada, mientras que las interneuronas marcadas son contralaterales a ella, como indica la flecha.Tras seguir este procedimiento, se pueden realizar métodos adicionales para responder preguntas clave, como la conectividad funcional, el inhibidor excitatorio, el tipo de seno, la distribución y la producción de neurotransmisores en las neuronas del campo DI. Esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la neurofisiología de la médula espinal y el bulbo raquídeo emitieran poblaciones neuronales específicas utilizando colorantes sensibles a iones. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo aplicar colorantes fluorescentes y/o sensibles a iones en neuronas y fibras sensoriales en la médula espinal aislada.

retrograde-loading-nerves-tracts-spinal-roots-with-fluorescent

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Investigación

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Neurociencia

El calcio es un mensajero en todas partes en el sistema nervioso, esencial para desencadenar la liberación de neurotransmisores y los cambios en la fuerza sináptica. Aquí se demuestra una técnica para la carga de Ca 2 +-los indicadores en las terminaciones nerviosas de Drosophila. También demuestran la fabricación de los aparatos necesarios y hacer hincapié en los puntos críticos para el éxito de la técnica.

Cargando Drosophila terminales nerviosas con indicadores de calcio

Se describen las características estructurales de la sinapsis neuromuscular Glia-en una nueva preparación de tejidos de adentro hacia afuera de las larvas de mosca en directo con tintes fluorescentes con microscopía confocal. Hemos marcado terminales de las neuronas en vivo con anticuerpos fluorescentes primaria de HRP, y también se visualiza el espacio perisynaptic con dextranos fluorescentes.

Visualizar el vivo Drosophila Gliales-unión neuromuscular con tintes fluorescentes

Imágenes en vivo de los axones de la raíz dorsal después de rizotomía

Transporte retrógrado de tinte fluorescente etiqueta a una subpoblación de neuronas en base a la proyección anatómica. Axones etiquetadas pueden orientarse...

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

Fuente: Inal, M. A. et. al., Trazado retrógrado de Drosophila neuronas motoras embrionarias utilizando tintes fluorescentes lipofílicos. J. Vis. Exp. (2020)Este video demuestra el método de etiquetado retrógrado de las neuronas motoras Drosophila utilizando tintes lipofílicos. El tinte entra en el axón, viaja retrógradamente y etiqueta las neuronas de color verde, lo que permite una visualización detallada de su morfología y proyecciones bajo un microscopio confocal.

Marcaje retrógrado de neuronas motoras de Drosophila mediante colorantes lipofílicos fluorescentes

Fuente: Wang, J., et al. Visualización de la inervación inmunorreactiva del péptido relacionado con el gen de la calcitonina de la duramadre craneal de la rata con inmunofluorescencia y rastreo neuronal. J. Vis. Exp. (2021).  Este video muestra un método para rastrear los orígenes de las neuronas sensoriales en la duramadre utilizando microscopía de fluorescencia. Se introduce un trazador retrógrado en la duramadre expuesta de una rata anestesiada. El trazador es absorbido por los axones...

Investigación de los orígenes de las neuronas sensoriales en la duramadre mediante microscopía de fluorescencia

Presentamos un protocolo que utiliza microscopía de lapso de tiempo de excitación de dos fotones para visualizar simultáneamente la dinámica de las lesiones de axones y mielinas en tiempo real. Este protocolo propuesto permite estudiar los factores intrínsecos y extrínsecos que pueden influir en el destino de los axones mielinizados centrales después de una lesión y contribuir a la discapacidad clínica permanente.

Una Ex Vivo Médula espinal inducida por láser Lesiones modelo para evaluar los mecanismos de degeneración axonal en tiempo real

Describimos una técnica para etiquetar las neuronas y sus procesos a través de anterógrada o retrógrada trazadores inyecciones en núcleos cerebrales utilizando una preparación in vitro. Hemos modificado un método existente de i n vitro electroporación trazador mediante el aprovechamiento de la etiqueta fluorescente mutantes de ratón y equipo óptico básica con el fin de aumentar la precisión de etiquetado.

Neuronal Tracing en explantes cerebrales guiadas por láser

Aquí, describimos un método para cargar un colorante sensible al calcio a través del tocón del nervio de la rana en las terminaciones nerviosas. También presentamos un protocolo para el registro y el análisis rápido de los transitorios de calcio en las terminaciones nerviosas periféricas.

Carga de un tinte de calcio en las terminaciones nerviosas de las ranas a través del tocón nervioso: Registro de transitorios de calcio en la unión neuromuscular de la rana

Describimos un método para el rastreo retrógrado de las neuronas motoras embrionarias Drosophila utilizando colorantes fluorescentes lipofílicos.

Seguimiento retrógrado de las neuronas motoras embrionarias de Drosophila utilizando colorantes fluorescentes lipofílicos

Describimos métodos de fotoactivación de fluorescencia para analizar el transporte axonal de neurofilamentos en axones mielinados individuales de nervios periféricos de ratones transgénicos que expresan una proteína neurofilament fotoactivable.

Imágenes y análisis del transporte de neurofilamento en el nervio tibial de ratón extirpado

Aprende a cargar tintes fluorescentes en neuronas mediante pipetas de polietileno de bajo costo. Esta técnica permite visualizar tractos neurales específicos para estudios de conectividad y morfología en neurociencia.

Cargando retrógrada de los nervios, panfletos, y las raíces espinales con tintes fluorescentes

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