Name: Time-lapse de imágenes de Migración neuroblasto en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 25 s
Description: Aprende a realizar imágenes de lapso de tiempo de la migración de neuroblastos en rodajas agudas del cerebro anterior de ratón adulto. Este protocolo utiliza microscopía de fluorescencia de campo amplio para analizar la dinámica de migración neuronal en tiempo real.

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Este trabajo fue financiado por los Institutos Canadienses de Investigación en Salud (CIHR) subvención a ASJK fue parcialmente apoyado por una beca de la Universidad Laval. AS es el receptor de una Cátedra de investigación de Canadá en la neurogénesis postnatal.

<ol><li>Kriegstein, A., Alvarez-Buylla, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+glial+nature+of+embryonic+and+adult+neural+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The glial nature of embryonic and adult neural stem cells.</a> Annu. Rev. Neurosci. 32, 149-184 (2009).</li>
<li>Kaneko, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+neurons+clear+the+path+of+astrocytic+processes+for+their+rapid+migration+in+the+adult+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">New neurons clear the path of astrocytic processes for their rapid migration in the adult brain.</a> Neuron. 67, 213-223 (2010).</li>
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<li>Whitman, M. C., Fan, W., Rela, L., Rodriguez-Gil, D. J., Greer, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessels+form+a+migratory+scaffold+in+the+rostral+migratory+stream%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Blood vessels form a migratory scaffold in the rostral migratory stream.</a> J. Comp. Neurol. 516, 94-104 (2009).</li>
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<li>Wilcock, A. C., Swedlow, J. R., Storey, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitotic+spindle+orientation+distinguishes+stem+cell+and+terminal+modes+of+neuron+production+in+the+early+spinal+cord%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mitotic spindle orientation distinguishes stem cell and terminal modes of neuron production in the early spinal cord.</a> Development. 134, 1943-1954 (2007).</li>
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<li>Bozoyan, L., Khlghatyan, J., Saghatelyan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astrocytes+Control+the+Development+of+the+Migration-Promoting+Vasculature+Scaffold+in+the+Postnatal+Brain+via+VEGF+Signaling%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Astrocytes Control the Development of the Migration-Promoting Vasculature Scaffold in the Postnatal Brain via VEGF Signaling.</a> J. Neurosci. 32, 1687-1704 (2012).</li>
<li>Bovetti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessels+form+a+scaffold+for+neuroblast+migration+in+the+adult+olfactory+bulb%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Blood vessels form a scaffold for neuroblast migration in the adult olfactory bulb.</a> J. Neurosci. 27, 5976-5980 (2007).</li>
<li>Platel, J. C., Heintz, T., Young, S., Gordon, V., Bordey, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tonic+activation+of+GLUK5+kainate+receptors+decreases+neuroblast+migration+in+whole-mounts+of+the+subventricular+zone%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Tonic activation of GLUK5 kainate receptors decreases neuroblast migration in whole-mounts of the subventricular zone.</a> J. Physiol. 586, 3783-3793 (2008).</li>
<li>Nam, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+features+of+postnatal+subventricular+zone+cell+motility%3A+a+two-photon+time-lapse+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Dynamic features of postnatal subventricular zone cell motility: a two-photon time-lapse study.</a> J. Comp. Neurol. 505, 190-208 (2007).</li>
<li>Kim, Y., Comte, I., Szabo, G., Hockberger, P., Szele, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+mouse+subventricular+zone+stem+and+progenitor+cells+are+sessile+and+epidermal+growth+factor+receptor+negatively+regulates+neuroblast+migration%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Adult mouse subventricular zone stem and progenitor cells are sessile and epidermal growth factor receptor negatively regulates neuroblast migration.</a> PLoS One. 4, e8122(2009).</li>
<li>Bortone, D., Polleux, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((KCC2+expression+promotes+the+termination+of+cortical+interneuron+migration+in+a+voltage-sensitive+calcium-dependent+manner%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">KCC2 expression promotes the termination of cortical interneuron migration in a voltage-sensitive calcium-dependent manner.</a> Neuron. 62, 53-71 (2009).</li>
<li>Comte, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Galectin-3+maintains+cell+motility+from+the+subventricular+zone+to+the+olfactory+bulb%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Galectin-3 maintains cell motility from the subventricular zone to the olfactory bulb.</a> J. Cell Sci. 124, 2438-2447 (2011).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

La orientación correcta de los precursores neuronales a las regiones cerebrales apropiadas es un proceso fundamental que subyace en el correcto montaje y funcionamiento de los circuitos neuronales. La gran mayoría de las células migran durante el desarrollo embrionario y en el cerebro postnatal sólo en unas pocas regiones, tales como la circunvolución OB, dentado y el cerebelo, el desplazamiento neuronal todavía tiene lugar. Los mecanismos de orquestar la migración de células en el cerebro postnatal siguen siendo, sin e...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Sacarosa </td><td> Sigma </td><td> S9378 </td></tr><tr><td> La glucosa (ACSF) </td><td> EMD </td><td> DX0145-3 </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Sigma </td><td> S9625 </td></tr><tr><td> KCI </td><td> Sigma </td><td> P9541 </td></tr><tr><td> MgCl 2 x6H 2 O </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> M2670 </td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> Sigma </td><td> S5761 </td></tr><tr><td> NaH 2 PO 4 xH 2 O </td><td> EMD </td><td> SX0710-1 </td></tr><tr><td> CaCl 2 x2H 2 O </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> C3881 </td></tr><tr><td> Dextran TexasRed </td><td> Invitrogen </td><td> D1864 </td></tr><tr><td> Dextran CascadeBlue </td><td> Invitrogen </td><td> D1976 </td></tr><tr><td> Glucosa (solución 40X) </td><td> Sigma </td><td> G8769 </td></tr><tr><td> Sodio pyruvat </td><td> Gibco </td><td> 11360-070 </td></tr><tr><td> HEPES </td><td> Sigma </td><td> H3375 </td></tr><tr><td> HBSS </td><td> Gibco </td><td> 14170-112 </td></tr><tr><td> DNasa I </td><td> Sigma </td><td> D-5025 </td></tr><tr><td> Tripsina-EDTA </td><td> Gibco </td><td> 25300-054 </td></tr><tr><td> Medio Neurobasal </td><td> Gibco </td><td> 21103-049 </td></tr><tr><td> BSA </td><td> EMD </td><td> 2930 </td></tr><tr><td> Pen / Strep </td><td> Life Technologies </td><td> 15140-122 </td></tr><tr><td> La ketamina / xilazina </td><td> CDMV </td><td> 5230 </td></tr><tr><td> Pipeta Pasteur </td><td> VWR </td><td> 14672-380 </td></tr><tr><td> Tubo cónico de 15 ml </td><td&gt; Sarstedt </td><td> 62.553.205 </td></tr><tr><td> Tubo cónico de 50 ml </td><td> Sarstedt </td><td> 62.547.205 </td></tr><tr><td> Capilares de vidrio (inyección estereotáxica) </td><td> WPI </td><td> 4878 </td></tr><tr><td> Queroseno </td><td> EMD </td><td> PX0045-3 </td></tr><tr><td> Proviodine </td><td> Rougier </td><td> 65655-1370 </td></tr><tr><td> Suture </td><td> Stoelting </td><td> 50487 </td></tr><tr><td> Anafen </td><td> CDMV </td><td> 11508 </td></tr><tr><td> Jeringa 20 cc </td><td> VWR </td><td> SS-20L2 </td></tr><tr><td> Placa de Petri </td><td> VWR </td><td> 25384-094 </td></tr><tr><td> Agar </td><td> Laboratoire Mat </td><td> AP-0108 </td></tr><tr><td> Pegamento </td><td> Permabond </td><td> 910 </td></tr><tr><td> 95% O 2/5% CO 2 </td><td> Linde </td><td> 24068835 </td></tr><tr><td> Hoja &lt;/ Td&gt; <td> WPI </td><td> 501901 </td></tr><tr><td> Nylon con malla </td><td> Warner Instruments </td><td> 64-0198 </td></tr><tr><td> Centrífugo </td><td> Eppendorf </td><td> 5702 000.019 </td></tr><tr><td> Pipetear extractor </td><td> Sutter Instrument </td><td> P-97 </td></tr><tr><td> Nanolitros inyector </td><td> WPI </td><td> B203MC4 </td></tr><tr><td> Aparato de inyección estereotáxica </td><td> WPI </td><td> 502900 </td></tr><tr><td> Sistema de perforación Micro </td><td> WPI </td><td> 501819 </td></tr><tr><td> Vibratome </td><td> Thermo Scientific </td><td> 920110 </td></tr><tr><td> Wide-field microscopio fluorescente </td><td> Olimpo </td><td> BX61WIF </td></tr><tr><td> CCD cámara </td><td> Fotometría </td><td> CS-HQ2-D </td></tr><tr><td> Ultra-quiet imágenes de cámara </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 64-1487 </td></tr><tr><td> PH-1Serie 20 calentador plataforma </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 64-0284 </td></tr><tr><td> Sistema de calefacción </td><td> Warner Instruments </td><td> TC-344B </td></tr><tr><td> 40X objetivo de inmersión en agua </td><td> Olimpo </td><td> 1-UM587 </td></tr><tr><td> 10X objetivo de inmersión en agua </td><td> Olimpo </td><td> 1-UM583 </td></tr><tr><td> Lambda DG-4 </td><td> Sutter Instruments </td><td> DG-4/OF </td></tr><tr><td> MetaMorph software </td><td> Molecular Devices </td><td> 40000 </td></tr><tr><td> Imaris software </td><td> Bitplane </td><td> BPI-IM70-F1 </td></tr></tbody></table>

time-lapse de imágenes de migración neuroblasto en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto

Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Acute Slices of the Adult Mouse Forebrain

Existe un importante cuerpo de evidencia que indica que las nuevas neuronas funcionales están constitutivamente generado a partir de un pool endógeno de las células madre neuronales en áreas restringidas del cerebro de los mamíferos adultos. Neuroblastos recién nacidos de la zona subventricular (SVZ) migran a lo largo de la corriente migratoria rostral (RMS) hasta su destino final en el bulbo olfatorio (OB) 1. En el RMS, los neuroblastos migran tangencialmente en las cadenas de envainado por procesos astrocíticos 2,3 utilizando los vasos sanguíneos como soporte estructural y una fuente de factores moleculares necesarios para la migración 4,5. En el OB, los neuroblastos desprenderse de las cadenas y migran radialmente en las diferentes capas bulbares donde se diferencian en interneuronas e integrar en la red existente 1, 6. En este manuscrito se describe el procedimiento para la migración de células de vigilancia en rodajas agudas del cerebro de roedores. El uso de las rebanadas de agudos permite que la assessment de la migración de células en el microambiente que se parece mucho a las condiciones in vivo y en regiones del cerebro que son difíciles de acceder para imágenes in vivo. Además, se evita la condición de cultivo de largo como en el caso de cultivos de células organotípicos y que eventualmente pueden alterar las propiedades de migración de las células. Precursores neuronales en rodajas agudas se pueden visualizar utilizando la óptica DIC o proteínas fluorescentes. Etiquetado viral de precursores neuronales en la SVZ, injerto de neuroblastos reportero ratones en la SVZ de ratones de tipo salvaje, y el uso de ratones transgénicos que expresan la proteína fluorescente en neuroblastos son todos los métodos adecuados para la visualización de los neuroblastos y después de su migración. El método más tarde, sin embargo, no permite que las células individuales para ser rastreados por largos períodos de tiempo debido a la alta densidad de células marcadas. Se utilizó un microscopio de campo amplio fluorescente vertical equipado con una cámara CCD para conseguir un intervalo de adquisición relativamente rápida (una image cada 15 segundos o 30) para identificar de forma fiable el estacionaria y fases migratorias. Una identificación precisa de la duración de las fases estacionarias y migratorias es crucial para la interpretación inequívoca de los resultados. También se realizó varias adquisiciones z a paso para controlar la migración de los neuroblastos en 3D. De gran campo de imagen fluorescente se ha utilizado ampliamente para visualizar la migración neuronal 7-10. A continuación, se describe el protocolo detallado para el etiquetado de los neuroblastos, la realización de vídeo en tiempo real de imágenes de la migración neuroblast en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto, y el análisis de la migración celular. Si bien el protocolo descrito ejemplifica la migración de neuroblastos en el RMS de adultos, que también se puede utilizar para seguir la migración de células en los cerebros embrionarios y posnatales temprana.

Se describe un protocolo en tiempo real videoimaging de la migración neuronal en el cerebro anterior del ratón. La migración de viralmente marcados o injertado precursores neuronales se registró en rebanadas agudas en vivo utilizando de gran campo de imagen fluorescente con un intervalo de adquisición relativamente rápido para estudiar las diferentes fases de la migración de células, incluyendo las duraciones de las fases estacionaria y la migración y la velocidad de migración.

Time-lapse de imágenes de Migración neuroblasto en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto

Existe un cuerpo sustancial de evidencia que indica que se generan constitutivamente nuevas neuronas funcionales a partir de una reserva endógena de células madre neurales...

El objetivo general de este procedimiento es estudiar la migración de neuroblastos en cortes agudos del cerebro de ratón adulto. Esto se logra primero etiquetando los precursores neuronales en la zona subventricular adulta cinco a ocho días después del etiquetado de los neuroblastos, y luego preparando cortes agudos del cerebro de ratón. A continuación, se realiza la imagenología de lapso de tiempo de la migración de neuroblastos.Finalmente, la microscopía en tiempo real de campo amplio se utiliza para mostrar la dinámica de la migración de neuroblastos en cortes agudos. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del desarrollo neuronal mediante el estudio del papel de diferentes señales moleculares y mecanismos celulares que intervienen en la migración celular. Actualmente, este método puede proporcionar información sobre los procesos fisiológicos que regulan la migración neural en el cerebro adulto, pero también puede aplicarse en otros sistemas, como el estudio de la migración neural en el cerebro isquémico y durante el desarrollo embrionario.Comience este procedimiento preparando un líquido cefalorraquídeo artificial basado en sacarosa para cortar las secciones y un líquido cefalorraquídeo artificial basado en cloruro de sodio a 32 grados Celsius para mantener las secciones hasta la adquisición de imágenes, luego oxide las soluciones burbujeando continuamente con 95 % de oxígeno y 5 % de dióxido de carbono. A continuación, anestesie el ratón con el neuroblast marcado con fluorescencia utilizando xilazina y ketamina por vía interna. Luego prepare rápidamente la solución fría de corte con una apariencia similar a la de gelatina utilizando nitrógeno líquido.A continuación, aspire 15 a 20 mililitros de solución de corte fría con hielo utilizando una jeringa de 20 cc y perfunda al ratón por vía intra cardíaca. Si se requiere marcar los vasos sanguíneos en lugar de perfundir con la solución de corte, inyecte 200 microlitros de dextrano Texas red a una concentración de 10 miligramos por mililitro, por vía trans cardíaca hacia el ventrículo izquierdo del corazón, y espere de dos a tres minutos antes de decapitar al ratón tras la perfusión trans cardíaca. Decapite rápidamente al ratón, sumerja inmediatamente la cabeza en la solución de corte fría con hielo y trasládela al vibrátomo. Corte el cráneo con tijeras a lo largo de la sutura sagital, desde el cerebelo hasta el bulbo olfatorio.Posteriormente, retire suavemente las láminas craneales utilizando un par de pinzas. Después, extirpe la parte caudal del cerebro usando un bisturí. A continuación, realice dos cortes sagitales en la parte más lateral de cada hemisferio y corte el cerebro a lo largo de la cisura interhemisférica. Luego, retire suavemente el cerebro utilizando una espátula y colóquelo en solución fría de corte helada.Coloque las dos hemisferios por separado sobre un bloque de agar al 4 %, con el lado dorsal en contacto con el agar. A continuación, pegue el bloque con el lado cortado lateralmente de los dos hemisferios a la plataforma de un Vibram, con el lado medial orientado hacia arriba. Después de eso, coloque la plataforma en la cámara del Vibram.Llénelo con la solución de corte. Luego mantenga la solución oxigenada durante todo el proceso de preparación de los cortes, burbujeando con 95 % de oxígeno y 5 % de dióxido de carbono. Ahora prepare las secciones de 250 micrones de grosor con el vibrátomo.Debe utilizarse una velocidad de corte baja y una vibración de la hoja a alta frecuencia para obtener secciones de alta calidad. Tan pronto como un corte se libere de la hoja, retírelo suavemente de la solución de corte y colóquelo en una cámara de incubación llena con LCR A oxigenado, mantenido a 32 grados Celsius en un baño de agua. En este procedimiento, coloque cuidadosamente el corte en la cámara de imagen del microscopio para evitar el desplazamiento del corte durante la adquisición de imágenes.Estabilícelo colocando cuidadosamente una malla de nailon en la parte superior. Asegúrese de que el corte esté continuamente perfundido con A CSF. A continuación, utilice un objetivo de 10 x para encontrar un campo de interés.Abra el software Metamorph y verifique que la malla de nailon no obstruya el campo de imagen. Luego active el objetivo de 40 x y ajuste el enfoque. Asegúrese de que haya suficiente solución entre el objetivo y el corte.Utilizando el software Metamorph, configure los parámetros de adquisición de lapsos de tiempo, como la duración de la excitación, el número de planos Z, la distancia entre cada sección Z, el intervalo de tiempo y la duración de la grabación. A continuación, inicie la adquisición de lapsos de tiempo. Los datos se guardan automáticamente mediante Metamorph como un archivo tiff, en el que cada archivo corresponde a un punto temporal del video de lapsos de tiempo adquirido, para abrir la película en Mrs.Cargue las imágenes adquiridas simplemente arrastrando y soltando la imagen del primer punto temporal del video sobre el icono del programa. Una vez cargada la película, ajuste el brillo y el contraste de la señal en la ventana de ajuste de visualización. Establezca los parámetros del video adquirido, como el tamaño del vóxel y el intervalo de tiempo en las propiedades de la imagen, y configure ventanas con puntos temporales equidistantes.Después de especificar el tamaño del vóxel, es posible visualizar el fotograma en 3D, así como el tiempo y la escala del video, para rastrear automáticamente las células registradas. Cree un punto para cada célula en el campo en la ventana de surpass seleccionando la función spots, mida el diámetro de la célula que se va a rastrear en la ventana de corte. Establezca los parámetros para el rastreo y continúe.Inspeccione la fiabilidad de los objetos detectados a lo largo del tiempo. Si no se detectan automáticamente todas las células migrantes, cambie el umbral de detección y asegúrese de que todas las células hayan sido seleccionadas con puntos en todos los momentos temporales. Es necesario especificar la distancia máxima y el tamaño máximo de brecha entre dos puntos que representan momentos temporales consecutivos de la misma trayectoria, para que el programa pueda conectar los puntos temporales.Una vez creadas las trayectorias, es posible filtrarlas y eliminar las trayectorias irrelevantes simplemente borrándolas. Las trayectorias pueden corregirse conectando y desconectando diferentes trayectorias y diferentes puntos temporales de la misma trayectoria. Tan pronto como se hayan realizado todas las correcciones, revise cuidadosamente las trayectorias y exporte los datos, incluyendo el desplazamiento celular por punto temporal, la longitud de la trayectoria, la longitud del desplazamiento y la duración de la trayectoria, a un archivo de Excel.Este video muestra la imagen de lapso de tiempo de la migración de neuroblastos verdes a lo largo de los vasos sanguíneos marcados con dextrano, Texas rojo. Observe que los neuroblastos migratorios presentan un comportamiento saltatorio cuando las fases migratorias se interrumpen con períodos estacionarios. Y este video muestra el seguimiento de la migración de neuroblastos mediante el software imas.Las esferas y las líneas indican los cuerpos celulares y las trayectorias de migración de células individuales, respectivamente. Al realizar este procedimiento, es importante recordar que se deben obtener cortes agudos de vida de alta calidad del prosencéfalo de ratón adulto. Además, los cortes deben estar bien estabilizados en la cámara de imagen, colocando cuidadosamente una malla de nylon para evitar el desplazamiento del corte durante la adquisición de imágenes.Cualquier cambio en la velocidad de una perfusión de LCR, perfusión irregular o variación drástica de la temperatura puede provocar desviaciones y cambios en el plano focal durante la adquisición de imágenes. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo registrar y analizar la migración de neuroblastos en cortes agudos de adultos. Recomendamos utilizar un intervalo corto entre imágenes del orden de 15 a 30 segundos para identificar de forma confiable el inicio y el final de las fases migratorias y estacionarias.

time-lapse-imaging-neuroblast-migration-acute-slices-adult-mouse

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este protocolo describe un ensayo de corte organotípicos optimizado para el cerebro postnatal y de alta resolución de imágenes a intervalos de tiempo de la migración de los neuroblastos en la corriente migratoria rostral.

Un ensayo Cortar organotípicos de alta resolución de imágenes a intervalos de tiempo de la migración neuronal en el cerebro postnatal

Fuente: Wiegreffe, C., et. al.,  Imágenes confocales de lapso de tiempo de neuronas migratorias en cultivo de corte organotípico de cerebro de ratón embrionario usando En el útero Electroporación. J. Vis. Exp. {{TAG_ 44}} (2017) Este video muestra la microscopía confocal de lapso de tiempo para observar la migración radial de las neuronas corticales desde la zona subventricular a la placa cortical a través de andamios gliales radiales en cortes de cerebro embrionarios de ratón transducidos.

Imágenes de lapso de tiempo de la migración radial de neuronas corticales en cortes de cerebro embrionarios de ratón transducidos

La migración de los neuroblastos es un acontecimiento fundamental en la neurogénesis postnatal. Se describe un protocolo para el etiquetado de la eficiencia de los neuroblastos por electroporación in vivo postnatal y la posterior visualización de su migración utilizando time-lapse de rodajas de cerebro agudas. Incluimos una descripción para el análisis cuantitativo de la dinámica de neuroblastos de seguimiento de vídeo.

In vivo Postnatal electroporación y time-lapse de Neuroblast Migración en rodajas de cerebro de ratón aguda

Este protocolo proporciona instrucciones para la observación directa de neuronas corticales que migran radialmente. La electroporación in utero , el cultivo de corte organotípico y la formación de imágenes confocales en intervalos de tiempo se combinan para estudiar directa y dinámicamente los efectos de la sobreexpresión o regulación negativa de genes de interés en las neuronas que migran y para analizar su diferenciación durante el desarrollo.

Time-lapse Imágenes confocales de las neuronas migratorias en la cultura organotípica en rebanadas de cerebro de ratón embrionario<em&gt; En Utero</em&gt; Electroporación

Aquí, nos proporcionan un método confiable y de bajo costo para generar culturas de electroporated cerebro organotypic rebanada de embriones de ratón adecuados para microscopía confocal y técnicas de imagen en vivo.

Ex útero Electroporación y culturas Organotypic rebanada de cerebros embrionarios de ratón para vivir-la proyección de imagen de interneuronas GABAérgicas de migrando

Durante el desarrollo de la corteza cerebral, las neuronas y las células gliales se originan en la zona ventricular que recubre el ventrículo y migran hacia la superficie cerebral. Muchos genes están involucrados en este proceso. Este protocolo introduce la técnica para la obtención de imágenes en time-lapse de las neuronas migratorias y los progenitores gliales.

Imágenes de lapso de tiempo de neuronas migratorias y progenitores gliales en cortes de cerebro de ratón embrionario

La resonancia magnética (MRI) se ha convertido en una herramienta cada vez más popular para examinar el fenotipo de los ratones alterados genéticamente. Este artículo ilustra los métodos necesarios para alcanzar un alto rendimiento fenotipo de los ratones alterados genéticamente con múltiples ratón MRI.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

El vídeo de la actualidad muestra un método que aprovecha las ventajas de la combinación de electroporación y la microscopía confocal para realizar las imágenes en vivo en cada células progenitoras neurales en el cerebro anterior pez cebra en desarrollo.

Time-lapse de imágenes en vivo de la relación clonal con células progenitoras neurales en el cerebro anterior El desarrollo de pez cebra

Un método para cargar subventricular (SVZ de zona) células con colorantes indicadores de calcio para el registro de la actividad de calcio se describe. El postnatal SVZ contiene células apretadas, incluyendo las células progenitoras neurales y neuroblastos. En lugar de utilizar carga baño se inyecta el medio de contraste por la presión en el interior del tejido que permite una mejor difusión de tinte.

Preparación de agudos Slices zona subventricular for Imaging Calcio

La preparación de cortes de cerebro de agudos de hipocampo aislado, así como los registros simultáneos electrofisiológicas de los astrocitos y las neuronas...

Dos registros electrofisiológicos de sinápticamente respuestas evocadas neuronal y astroglial en agudas rodajas de hipocampo

Aprende a realizar imágenes de lapso de tiempo de la migración de neuroblastos en rodajas agudas del cerebro anterior de ratón adulto. Este protocolo utiliza microscopía de fluorescencia de campo amplio para analizar la dinámica de migración neuronal en tiempo real.

Time-lapse de imágenes de Migración neuroblasto en rodajas agudas del cerebro anterior ratón adulto

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