Name: Análisis específico de célula de Arabidopsis Hojas usando citometría de flujo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-10-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 25 s
Description: Aprende a aislar protoplastos específicos de células de hojas de Arabidopsis mediante digestión enzimática y citometría de flujo. Este método permite analizar expresión génica y perfiles metabólicos en biología vegetal.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

El trabajo en el laboratorio Buchanan-Wollaston en etapa de perfiles de tipo celular y de desarrollo específico con el apoyo del proyecto AGRON-ómicas (subvención # LSHG-CT-2006 a 037.704) en el 6 º progamme Marco de la Comisión Europea. El trabajo en el laboratorio de Gifford en el perfil de tipo celular específico está soportado por un BBSRC Nueva Investigador subvención (BB/H019502/1). Los KC274 y KC464 líneas de Arabidopsis se obtuvieron de AAR Webb (Universidad de Cambridge).

1. Generación de protoplastos <ol><li> Cosecha de material de hojas y se cortó en tiras de 1 mm de ancho (Figura 1) con una hoja de afeitar. Para las muestras que contienen más de una sola hoja hasta 15 hojas se pueden apilar fácilmente antes de cortar. </li><li> Inmediatamente transferir las tiras de hoja en un plato de 9 cm ronda de Petri que contiene 20 ml de solución A (400 mM de manitol, 20 mM de hidrato de MES, 20 mM KCl, 10 mM CaCl 2, 2 mM de MgCl 2, 0,1% de BSA y 2,5 mM β-mercaptoetanol, pH 5,7) incluyendo enzimas protoplastos (1,2% de celulosa R-10, 0,6% de celulosa RS y 0,4% macerozima R-10) y RNasa e inhibidores de la transcripción (1 x ProtectRNA y 10 ug / ml de actinomicina D); suavemente separar las tiras de hoja y vacío infiltrado de 2 × 5 min. </li><li> Place cápsula de Petri en un agitador orbital a 90 rpm a temperatura ambiente y protoplastos para 3-4 hr. <ol><li> Durante la incubación de las tiras de hoja deben estar separados el uno del otro, por el uso de unjuego de pinzas planas, en intervalos de media hora. </li></ol></li><li> Colocar un 70 micras de células colador (Fisher Scientific) en un tubo de 50 ml y suavemente, filtrar la solución a través de protoplastos. Esto eliminará las tiras de hoja, los cuales puedan ser retenidos por el tamiz mientras que permite que los protoplastos que pasar. </li><li> Lavar las tiras de hoja con una solución de 4 ml de A y suavemente filtro a través del mismo tamiz. </li><li> Transferir los protoplastos en tubos de fondo redondo y se centrifuga la solución de protoplastos a 300 xg durante 5 min para sedimentar los protoplastos. </li><li> Suavemente aspirar la mayor cantidad del sobrenadante como sea posible sin perturbar los protoplastos. </li><li> Se lavan los protoplastos con 5 ml de solución A y se centrifuga a 300 xg durante 5 min. Remover el sobrenadante </li><li> Resuspender los protoplastos en un volumen apropiado de la solución A, usando una pipeta Pasteur o una punta de corte P1000. </li></ol> 2. FACS de protoplastos de hoja </p&gt; <ol><li> Inmediatamente antes de la clasificación, se resuspenden los protoplastos utilizando una (no cortada) P1000 punta para evitar protoplastos se amontonen. </li><li> Transferir a un tubo de protoplastos de clasificación a través de un filtro de 50 micras Filcon (BD Biosciences) y se diluye en su caso para evitar la obstrucción de la boquilla del clasificador de células. Los protoplastos se ordenan utilizando una boquilla de 100 micras a una presión de 20 psi (vaina) y 21-21.5 psi (muestra), una frecuencia de 39,2 kHz y una tasa de sucesos de &lt;4000 (estos valores son óptimos en un clasificador de células Influx BD (BD Biosciences). Optimización en otras máquinas de clasificación celular vez necesite una modificación en estas opciones). </li><li> Protoplastos GFP positivos se identifican utilizando un láser de argón de 488 nm y el trazado de la salida del paso de banda 580/30 filtro (naranja) vs el filtro 530/40 de paso de banda (verde). Protoplastos GFP positivos será en la población de alto 530/low 580, con protoplastos no-GFP en el bajo 530/580 bajo la población y muertos / protoplastos que mueren y los desechos en la población de alto 580mento (Figura 2). <ol><li> Al ordenar los protoplastos a partir de la que se extrajeron los ARN, los protoplastos se deben ordenar directamente en al menos 4 volúmenes de un tampón de lisis que contiene un agente reductor (por ejemplo, β-mercaptoetanol). Además, el tiempo de tipo de una sola muestra debe limitarse a 20-30 min, y un máximo de dos a tres muestras procesadas en un momento dado. </li><li> Para la visualización de protoplastos según, los protoplastos se deben ordenar directamente en al menos 8 volúmenes de la solución A y posteriormente recogidas por centrifugación para concentrar los protoplastos. </li></ol></li></ol> 3. Los resultados representativos Este protocolo describe un método para la obtención de protoplastos a partir de hojas de Arabidopsis, que se utilizan para la clasificación de células activadas por fluorescencia (Figura 1). Generación de protoplastos en presencia de RNasa e inhibidores transcripcionales impide la f célulasrom montaje de una respuesta transcripcional. Esto tiene la consecuencia de que da lugar a muchos protoplastos muertos y moribundos, que tienen un nivel significativo de autofluorescencia. Al ordenar los protoplastos preparados con este método es por lo tanto muy común ver varias poblaciones distintas en las gráficas de las 580 nm frente a 530 nm de fluorescencia utilizados para la clasificación. Ejemplos de este, junto con las puertas de clasificación utilizados en este protocolo se muestran en la Figura 3. Los protoplastos se pueden clasificar en 8 volúmenes de la solución A y se recoge para la visualización para verificar el enriquecimiento. Figura 2G muestra un ejemplo de este uso de la línea de TP382, que expresa GFP en las células guardas. Ejemplos de los rendimientos obtenidos utilizando este método, tanto antes como después de la amplificación, se muestran en la Tabla 1. Las cantidades obtenidas son suficientes para la amplificación usando el Ovation Pico WTA Sistema (500 pg-50 ng) y por lo tanto sanálisis ubsequent por cualquiera de qPCR (Figura 4), ​​la secuenciación de próxima generación o microarrays. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4214/4214fig1.jpg" /> Figura 1. Flujo de trabajo general para el experimento. 1) Harvest deja de interés de una línea que expresan GFP Arabidopsis. 2) rápidamente cortado en tiras de 1 ~ mm de ancho y transferirlas inmediatamente en una solución de protoplastos y vacío infiltrado. 3) Se incuba durante 3-4 horas. 4) suavemente filtrado solución de protoplastos a través de un tamiz de 70 micras, traslado a la vuelta de tubos de fondo y protoplastos pellet por centrifugación. 5) Inmediatamente antes de la clasificación, los protoplastos se resuspenden y la transferencia a un tubo de clasificación a través de un filtro de 50 micras. 6) Ordenar GFP positivas y las buenas prácticas agrarias viables protoplastos negativos. 7) Los protoplastos ahora se pueden analizar visualmente o mediante técnicas tales como la qPCR, secuenciación de próxima generación o microarrays. Figura 2. Las líneas KC464, KC274 y TP382 utilizados en este estudio. A) Sección transversal de una hoja KC464 que muestra la expresión de GFP en la epidermis adaxial. B) los protoplastos derivados de KC464 hojas. C) Sección transversal de una hoja KC274 que muestra la expresión de GFP en la vasculatura. D) Los protoplastos derivados de KC274 hojas. E) TP382 hoja que muestra la expresión de GFP en las células de guarda. F) los protoplastos derivados de TP382 hojas. G) Ejemplo del enriquecimiento obtenido por FACS de las células que expresan GFP guardia en el fondo complejo de células de las hojas, mostrando las buenas prácticas agrarias que contiene los protoplastos de la 530/low alta población de 580 protoplastos derivados de TP382 hojas. AF: Confocal de imágenes de microscopio; G: Imagen del microscopio de fluorescencia. Las barras de escala dentro de las imágenes son de 50 micras. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4214/4214fig3.jpg" /><html> Figura 3. Típicos gráficos de puntos de FACS de adquisición de la salida de los 580/30 nm (naranja) vs 530/40 nm (verde) filtros de paso de banda (afluencia BD clasificador de células). Las puertas de clasificación se muestran en las que normalmente se utilizan durante la clasificación. A) Dot parcela de protoplastos de hoja Col-4 protoplastos derivados, en ausencia de inhibidores, que muestran una sola 530/low bajo 580 población. B) Dot parcela de WT Col-4 hoja protoplastos derivados, protoplastos en presencia de inhibidores, que muestran un cambio en la fluorescencia de 580 debido a la tensión y la coloración por los inhibidores. CE) Dot parcelas de la hoja de protoplastos derivados de las líneas KC74, KC464 y TP382, respectivamente, protoplastos en presencia de inhibidores, que muestran la GFP que contiene las poblaciones en el 530/low alta 580 poblaciones. Los porcentajes de los acontecimientos en las buenas prácticas agrarias (alta 530/low 580) poblaciones se dan. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4214/4214fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . e_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/4214/4214fig4.jpg" /> Figura 4. Expresión de GFP en las fracciones de población representativas cerradas como se muestra en la Figura 3. Dos repeticiones biológica se obtuvieron para cada tipo de fracción, amplificado utilizando el Ovation Pico WTA Sistema y qPCR utilizando GFP cebadores específicos (Tabla 2) se realizó a continuación. Los valores mostrados son los más altos (rojo), el más bajo (verde) y el promedio de los valores relativos. La población fue de 580 alto en este caso se partió en dos, bajo 530/low 580 y alto 530/low 580, para que una réplica biológica sólo se estudió lo que sólo el valor único. ACT2 (At3g18780) fue utilizado como un estándar para todas las muestras. Hoja: hoja entera. Unsorted: protoplastos sin clasificar. GFP1: alto 530/low 580 y Rest1: bajo 530/low 580, GFP2: 530/high alta 580 y Rest2: bajo 530/high 580, tal como se describe en la figura 3 y la inserción. Los resultados son una verificación of evaluaciones ópticas del contenido de células GFP en las fracciones ordenados (por ejemplo 2G figura). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/4214/4214fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ampliar la cifra</a> . <table border="1"><tbody><tr><td> Muestra </td><td> N º de hojas </td><td> N º de celdas </td><td> ARN rendimiento (Ng) </td><td> ARN rendimiento (Amplificado; ng) </td></tr><tr><td> Una hoja entera B hoja entera </td><td> 1 1 </td><td> - - </td><td> 8001 10525 </td><td> 4623 *** 4572 *** </td></tr><tr><td> A protoplastos Unsorted Protoplastos B Unsorted </td><td> 5 5 </td><td> - - </td><td> 2433 2625 </td><td> 1152 *** 3321 *** </td></tr><tr><td> A GFP1 A Rest1 </td><td> 15 </td><td> 6039 (0.39% *) 55389 (6.40% *) </td><td> - ** - ** </td><td> 861 489 </td></tr><tr><td> GFP1 B Rest1 B </td><td> 15 </td><td> 10.783 (0,63% *) 57.040 (7.49% *) </td><td> - ** - ** </td><td> 537 420 </td></tr><tr><td> GFP2 Rest2 </td><td> 15 </td><td> 18.337 (1.49% *) 62.405 (73,49% *) </td><td> - ** - ** </td><td> 360 411 </td></tr></tbody></table> Las muestras Tabla 1. Recolectados a través de FACS y se analizaron con qPCR para determinar qué fracción contenida en vivo que expresan GFP-protoplastos. También se incluyen en esta tabla es el rendimiento total de ARN en ng antes y después de la amplificación con el sistema Ovation Pico WTA (NuGen). Fracciones GFP1, GFP2, Rest1 y Rest2 son como se muestra en el inserto en la Figura 4. * El porcentaje de células de la especie de células de ejecución total se da entre paréntesis al lado del número de células en la fracción. Estos porcentajes no están correlacionadasentre sí para cada muestra como el tipo FACS tiene una duración de fracciones &quot;resto&quot; se detuvo antes de lo que las buenas prácticas agrarias para las fracciones por el número mucho mayor de células recolectadas de descanso. ** 50 ng utiliza como entrada para reacciones de amplificación, según el protocolo del fabricante. <table border="1"><tbody><tr><td> Cartilla </td><td> Secuencia </td></tr><tr><td> mGFP5-ER.fw </td><td> GCCTGAGGGATACGTGCAGGAGA </td></tr><tr><td> mGFP5-ER.rv </td><td> TGGCGGGTCTTGAAGTTGGCT </td></tr><tr><td> ACT2.fw </td><td> GCCATCCAAGCTGTTCTCTC </td></tr><tr><td> ACT2.rv </td><td> GCCATCCAAGCTGTTCTCTC </td></tr></tbody></table> Tabla 2. QPCR primers.

<ol><li>Efroni, I., Eshed, Y., Lifschitz, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphogenesis+of+Simple+and+Compound+Leaves%3A+A+Critical+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Morphogenesis of Simple and Compound Leaves: A Critical Review.</a> Plant Cell. 22, 1019-1032 (2010).</li>
<li>Kleber, R., Kehr, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+and+Quality+Assessment+of+RNA+From+Cell-Specific+Samples+Obtained+by+Laser+Microdissection%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Preparation and Quality Assessment of RNA From Cell-Specific Samples Obtained by Laser Microdissection.</a> Methods Mol. Biol. 323, 367-377 (2006).</li>
<li>Birnbaum, K., Shasha, D. E., Wang, J. Y., Jung, J. W., Lamberts, G. M., Galbraith, D. W., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Gene+Expression+Map+of+the+Arabidopsis+root%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A Gene Expression Map of the Arabidopsis root.</a> Science. 302, 1956-1960 (2003).</li>
<li>Warnasooriya, S. N., Montgomery, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+Tissue-+and+Organ-specific+Phytochrome+Responses+using+FACS-assisted+Cell-type+Specific+Expression+Profiling+in+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana.</a> J. Vis. Exp. (39), e1925(2010).</li>
<li>Beal, R. B., Henikoff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+For+Gene+Expression+and+Chromatin+Profiling+of+Individual+Cell+Types+Within+a+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">A Simple Method For Gene Expression and Chromatin Profiling of Individual Cell Types Within a Tissue.</a> Dev. Cell. 18, 1030-1040 (2010).</li>
<li>Mustroph, A., Zanetti, M. E., Jang, C. J. H., Holtan, H. E., Repetti, P. P., Galbraith, D. W., Girke, T., Bailey-Serres, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+translatomes+of+discrete+cell+populations+resolves+altered+cellular+priorities+during+hypoxia+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Profiling translatomes of discrete cell populations resolves altered cellular priorities during hypoxia in Arabidopsis.</a> PNAS. 106, 18843-18848 (2009).</li>
<li>Brady, S. M., Orlando, D. A., Lee, J. Y., Wang, J. Y., Koch, J., Dinneny, J. R., Mace, D., Ohler, U., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dominant+Root+Expression+Patterns+Revealed+in+a+High-Resolution+Spatiotemporal+Expression+Map%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dominant Root Expression Patterns Revealed in a High-Resolution Spatiotemporal Expression Map.</a> Science. 318, 801-806 (2007).</li>
<li>Gifford, M. L., Dean, A., Gutierrez, R. A., Coruzzi, G. M., Birnbaum, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell-specific+nitrogen+responses+mediate+developmental+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Cell-specific nitrogen responses mediate developmental plasticity.</a> PNAS. 105, 803-808 (2008).</li>
<li>Dinneny, J. R., Long, T. A., Wang, J. Y., Jung, J. W., Mace, D., Pointer, S., Barron, C., Brady, S. M., Schiefelbein, J., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+identity+mediates+the+response+of+Arabidopsis+roots+to+abiotic+stress%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cell identity mediates the response of Arabidopsis roots to abiotic stress.</a> Science. 320, 942-945 (2008).</li>
<li>Peterson, S. V., Johansson, A. I., Kowalczyk, M., Makoveychuk, A., Wang, J. Y., Moritz, T., Grebe, M., Benfey, P. N., Sandberg, G., Ljung, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Auxin+Gradient+and+Maximum+in+the+Arabidopsis+Root+Apex+Shown+by+High-Resolution+Cell-Specific+Analysis+of+IAA+Distribution+and+Synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">An Auxin Gradient and Maximum in the Arabidopsis Root Apex Shown by High-Resolution Cell-Specific Analysis of IAA Distribution and Synthesis.</a> Plant Cell. 21, 1659-1668 (2009).</li>
<li>Yadav, R. K., Girke, T., Pasala, S., Xie, M., Reddy, G. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+map+of+the+Arabidopsis+shoot+apical+meristem+stem+cell+niche%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Gene expression map of the Arabidopsis shoot apical meristem stem cell niche.</a> PNAS. 106, 4941-4946 (2009).</li>
<li>Harkins, K. R., Jefferson, R. A., Kavanagh, T. A., Bevan, M. W., Galbraith, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+photosynthesis-related+gene+fusions+is+restricted+by+cell+type+in+transgenic+plants+and+in+transfected+protoplasts%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Expression of photosynthesis-related gene fusions is restricted by cell type in transgenic plants and in transfected protoplasts.</a> PNAS. 87, 816-820 (1990).</li>
<li>Yang, Y., Costa, A., Leonhardt, N., Siegel, R. S., Schroeder, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+a+strong+Arabidopsis+guard+cell+promoter+and+it%27s+potential+as+a+research+tool%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Methods%22%5BJournal%5D)">Isolation of a strong Arabidopsis guard cell promoter and it's potential as a research tool.</a> Plant Methods. 4, 6(2008).</li>
<li>Gardner, M. J., Baker, A. J., Assie, J. -M., Poethig, R. S., Haseloff, J. P., Webb, A. A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GAL4+GFP+enhancer+trap+lines+for+analysis+of+stomatal+guard+cell+development+and+gene+expression%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Bot%22%5BJournal%5D)">GAL4 GFP enhancer trap lines for analysis of stomatal guard cell development and gene expression.</a> J. Exp. Bot. 60, 213-226 (2009).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Se ha descrito un método que permite el uso de plantas de Arabidopsis que expresan GFP en las hojas para la generación de protoplastos y células de clasificación subsiguiente usando FACS. Este método produce cantidades suficientes de ARN para ser utilizados para la amplificación y el análisis posterior por lo tanto, ya sea por qPCR o microarrays. Las fracciones según son altamente enriquecido para GFP células que contienen, como se demuestra por qPCR (Figura 2). Para lograr altos rendimientos de protoplastos vivos es crítico para trabajar rápidamente durante las etapas iniciales del procedimiento, hasta que las tiras de hoja de vacío han sido infiltrada con la solución de protoplastos que contienen un inhibidor. Además, cuando se generan tiras de 1 mm de hoja que es muy importante para rebanar o cortar las hojas en lugar de &#39;tajada&#39; o puré de ellos, ya que esto conduce a un daño excesivo y por lo tanto un rendimiento de protoplastos inferior. Una diferencia fundamental entre el método descrito aquí y otro Published métodos es el uso de inhibidores de RNasa e inhibidores de la transcripción. La mayoría de los métodos se han desarrollado para las raíces de Arabidopsis, de las cuales los protoplastos se pueden generar más fácilmente. Sin embargo, cuando se trabaja con hojas, excepto mesófilo, es necesario aumentar el tiempo de generación de protoplastos. Por lo tanto, es importante incluir estos inhibidores para proteger contra los cambios en la expresión génica como resultado de la generación de tratamiento de protoplastos sí mismo (datos no mostrados). Sin embargo, la presencia de los inhibidores conduce a una incapacidad de montar una respuesta de transcripción, ya sea por conmutación o eliminar genes, que es probable que los protoplastos más vulnerables ya que esto conduce a una pérdida de plasticidad con el cual contrarrestar las tensiones de la protoplastos procedimiento. Se ha utilizado el método descrito aquí con éxito con un número de líneas que expresan GFP Arabidopsis. Es importante destacar que han utilizado este método con las líneas que expresan GFP GFP sea fuertemente enel núcleo, o mucho más débilmente de forma citosólica non-localized/diffuse, como es el caso con los KC464 y KC274 líneas utilizadas aquí. Ambos tipos de líneas son compatibles con el método y el rendimiento de fracciones altamente enriquecidas de GFP-expresando protoplastos (Figura 2 y 3). El método puede ser fácilmente adaptado para otros fluoróforos, aunque el fluoróforo debe ser seleccionado para fluorescencia que es significativamente diferente de la autofluorescencia de las células muertas / morir a fin de preservar la capacidad de seleccionar células vivas.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Celulasa R-10 </td><td> Melford </td><td> C8001 </td></tr><tr><td> Celulasa RS </td><td> Melford </td><td> C8003 </td></tr><tr><td> Macerozyme R-10 </td><td> Melford </td><td> M8002 </td></tr><tr><td> BSA </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A3912 </td></tr><tr><td> ProtectRNA </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> R7397 </td></tr><tr><td> Actinomicina D </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A1410 </td></tr><tr><td> 70 micras filtro de células </td><td> Pescador </td><td> FB35181 </td></tr><tr><td> 50 micras Filcon tipo de copa filtros </td><td> BD Biosciences </td><td> 340630 </td></tr></tbody></table>

análisis específico de célula de<em&gt; arabidopsis</em&gt; hojas usando citometría de flujo

Cell Specific Analysis of Arabidopsis Leaves Using Fluorescence Activated Cell Sorting

Después de la iniciación de la primordio de hoja, acumulación de biomasa es controlado principalmente por la proliferación celular y la expansión de las hojas 1. Sin embargo, la hoja de Arabidopsis es un órgano complejo compuesto de muchos tipos de células diferentes y varias estructuras. Al mismo tiempo, la hoja creciente contiene células en diferentes etapas de desarrollo, con las células más alejadas del pecíolo siendo la primera a detener la expansión y se someten a la senescencia 1. Las diferentes células dentro de la hoja, por lo tanto dividir, alargando o diferenciar, activo, estresado o muerto, y / o responder a los estímulos en los sub-conjuntos de su tipo celular en un momento dado. Esto hace que el estudio genómico de la hoja desafiante: por ejemplo en el análisis de datos de expresión de hojas enteras, las señales de redes genéticos que operan en distintas zonas de respuesta celular o tipos de células se confunden, lo que resulta en un perfil incorrecto que se generan. Para abordar esta cuestión, sarias métodos se han descrito, que permiten los estudios de la expresión génica específica de la célula. Estos incluyen la captura de microdisección por láser (LCM) 2 o plantas que expresan GFP utilizados para la generación de protoplastos y la posterior clasificación de células activadas por fluorescencia (FACS) 3,4, el sistema descrito recientemente intacto por precipitación nuclear 5 y la inmunoprecipitación de los polisomas 6. FACS ha sido utilizado con éxito para una serie de estudios, incluyendo el mostrar que la identidad de la célula y la distancia desde la punta de la raíz tuvo un efecto significativo en los perfiles de expresión de un gran número de genes 3,7. FACS de líneas de GFP también se han utilizado para demostrar células específicas de regulación transcripcional durante las respuestas de nitrógeno raíces y el desarrollo de raíces laterales 8, 9 estrés sal distribución de auxina en la raíz 10 y para crear un mapa de la expresión de genes de la Arabidopsis meristemo apical 11. AunqueFACS se ha utilizado anteriormente para ordenar protoplastos de Arabidopsis hoja derivados basados ​​en autofluorescencia 12,13, hasta ahora el uso de FACS en las líneas de Arabidopsis que expresan GFP en las hojas ha sido muy limitado 4. En el siguiente protocolo se describe un método para la obtención de protoplastos de Arabidopsis hoja que son compatibles con FACS mientras se minimiza el impacto del régimen de generación de protoplastos. Se demuestra el método que utiliza la línea de Arabidopsis KC464, que expresa GFP en la epidermis adaxial 14, la línea KC274, que expresa GFP en el tejido vascular 14 y la línea de Arabidopsis TP382, que expresan un doble constructo GFP ligado a una señal de localización nuclear en las células de guarda (datos no mostrados; Figura 2). Actualmente estamos utilizando este método para estudiar tanto la expresión de tipo celular específico durante el desarrollo y el estrés, así como las poblaciones celulares heterogéneas en diversas etapas de la senescencia.

Un método para producir<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Protoplastos de hoja que son compatibles con la clasificación de células activadas por fluorescencia (FACS), lo que permite estudios de poblaciones celulares específicas. Este método es compatible con cualquier<em&gt; Arabidopsis</emLine&gt; que expresa GFP en un subconjunto de las células.

Análisis específico de célula de<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Hojas usando citometría de flujo

Tras la iniciación del primordio foliar, la acumulación de biomasa está controlada principalmente por la proliferación y expansión celular en las hojas1. Sin embargo, la ...

El objetivo general de este procedimiento es aislar una población de protoplastos específicos de un tipo celular a partir de una hoja. Esto se logra primero cultivando plantas que expresan GFP en tipos celulares específicos de la hoja. El segundo paso consiste en recolectar las hojas y generar protoplastos mediante una digestión enzimática.A continuación, los protoplastos se filtran y separan mediante citometría de flujo activada por fluorescencia o FACS. El paso final consiste en confirmar la precisión de la separación utilizando microscopía de fluorescencia. En última instancia, los protoplastos separados pueden utilizarse para el análisis de la expresión génica específica de tipo celular, análisis proteómico o perfilado metabólico.La clasificación fluorescente de células activada ha sido utilizada con éxito anteriormente para raíces, pero se utiliza para el aislamiento de células foliares. La marcación con GFP antes de este método ha sido limitada debido a la interferencia provocada por la fluorescencia de la clorofila. La demostración visual de este método es fundamental, ya que la preparación rápida pero cuidadosa de la muestra es crucial para minimizar los cambios fisiológicos extensos que pueden ocurrir durante la clasificación celular.Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades porque no sabrán cómo configurar el ordenador de células ni cómo confirmar una ordenación precisa. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la biología de sistemas vegetales. El problema al identificar redes de regulación génica en órganos multicelulares complejos, como una hoja, es que los diferentes tipos celulares expresan grupos distintos de genes.Esta información genética se pierde en el análisis de cosecha de una hoja entera al demostrar el procedimiento. A mi lado estarán Ellison As y Sanjeev Kuma, quienes brindan apoyo técnico para este trabajo en nuestro laboratorio. Primero, llene una placa de Petri redonda de nueve centímetros con 20 mililitros de la solución A que contiene enzimas protoplastolíticas y inhibidores de transcripción y ARN.Luego, recolecte el material foliar deseado para muestras que contienen más de una hoja, como la muestra mostrada aquí. Organice las hojas en un apilamiento de hasta 15 hojas. A continuación, utilice una cuchilla de afeitar para cortar las hojas en tiras de un milímetro de ancho.Transfiera inmediatamente las tiras de hoja al plato de Petri utilizando un par de pinzas planas, separe suavemente las tiras y luego realice una infiltración al vacío de las muestras dos veces, durante cinco minutos cada vez. A continuación, coloque el plato de Petri sobre un agitador orbital ajustado a 90 RPM a temperatura ambiente y deje incubar las muestras entre tres y cuatro horas. Durante la incubación, utilice las pinzas para separar las tiras de hoja entre sí a intervalos de media hora.Después de la digestión, filtre suavemente la solución de protoplastos a través de un filtro celular de 70 micrones hacia un tubo de 50 mililitros. Para eliminar las tiras de hoja, las tiras se retendrán. Los protoplastos pasarán por filtración.Ahora use cuatro mililitros de la solución A para enjuagar suavemente las tiras de hoja, recogiendo el lavado en el tubo de 50 mililitros. Luego transfiera la suspensión de protoplastos a tubos cónicos y centrifugue los protoplastos durante cinco minutos a 300 ×g y temperatura ambiente. Teniendo cuidado de no perturbar el precipitado, aspire suavemente la mayor cantidad posible del sobrenadante, y luego lave los protoplastos con cinco mililitros de la solución A en las mismas condiciones de centrifugación.Finalmente, después de eliminar el sobrenadante, utilice una punta cortada de P 1000 para resuspender los PROTOPLASTOS en un volumen adecuado de solución A para su clasificación inmediata antes de la ordenación. Utilice una punta P 1000 sin cortar para desagregar cualquier grumo presente en la solución de protoplastos. Disocie aún más las células filtrando los protoplastos hacia un tubo de recolección a través de un filtro de 50 micrones.Luego, diluya la solución celular según sea apropiado para evitar la obstrucción de la boquilla de obtención de células. Tras determinar las condiciones óptimas de obtención de células, identifique los protoplastos positivos para GFP mediante un láser de argón de 488 nanómetros, utilizando la señal de salida del filtro de banda pasante 580/30 frente al filtro de banda pasante 530/40. Tenga en cuenta que los protoplastos positivos para GFP aparecerán en la población con señal alta a 530 y baja a 580.Con los protoplastos no GFP en la población baja de 530 y baja de 580, los protoplastos muertos o en proceso de muerte y los restos celulares aparecen en la población alta de 580. Para la visualización de los protoplastos ordenados mediante microscopía de fluorescencia, ordene los protoplastos directamente en al menos ocho volúmenes de la solución A tras la concentración por ordenación. Los protoplastos pueden separarse en ocho volúmenes de la solución A mediante centrifugación y recogerse para su visualización en un microscopio de fluorescencia con el fin de verificar el enriquecimiento. Esta primera imagen muestra un ejemplo de enriquecimiento de la línea celular TP 382, que expresa GFP en las células estomáticas. En esta tabla se resumen ejemplos de rendimientos obtenidos con este método, tanto antes como después de la amplificación.Las cantidades obtenidas entre 500 picogramos y 5 nanogramos son suficientes para la amplificación mediante el sistema ovation PICO WTA y el análisis subsiguiente por PCR cuantitativa, secuenciación de próxima generación o microarreglo. Esta siguiente serie de imágenes muestra diversas líneas celulares de protoplastos aisladas y clasificadas mediante el método recién descrito. Estos primeros protoplastos se derivaron de KC 2 74, hojas de una sección transversal de un KC 2 74.La hoja muestra que la GFP se expresa en el sistema vascular. Estos protoplastos se aislaron de hojas KC 4 64 y una sección transversal de una hoja KC 4 64 muestra que la expresión de GFP se encuentra en el epidermis adaxial. Finalmente, estos protoplastos se obtuvieron de hojas TP 3 82 en hojas TP 3 82.La GFP se expresa en las células oclusivas aquí. Se muestran gráficos de puntos típicos de adquisición de fax que ilustran la salida de los filtros de paso de banda de 5 80 30 nanómetros frente a los de 5 30 40 nanómetros. Las compuertas de clasificación mostradas son las que se utilizan típicamente durante la clasificación.Este primer gráfico de dispersión de protoplastos derivados de hojas de coal cuatro, protoplastificados en ausencia de inhibidores, muestra una única población baja en 530 y baja en 580. Mientras que este gráfico de dispersión de protoplastos derivados de hojas de tipo silvestre de coal cuatro, protoplastificados en presencia de inhibidores, demuestra el desplazamiento en la fluorescencia a 580 que ocurre debido al estrés y la coloración provocados por los inhibidores. Estos gráficos de dispersión corresponden a protoplastos derivados de hojas de las líneas KC siete cuatro, KC 4 64 y TP 3 82, respectivamente.Estas muestras también se trataron con yeso en presencia de inhibidores, mostrando que la GFP se encontraba en las poblaciones alta 530 y baja 580. Para este experimento representativo de PCR cuantitativa, primero se obtuvieron muestras para cada tipo de fracción. Luego, las muestras se amplificaron utilizando el sistema ovation PICO WTA y PCR cuantitativa.Se realizó el uso de cebadores específicos para GFP. Los valores mostrados son los más altos en rojo y los más bajos en verde; los valores promedio o individuales, utilizando actina dos como gen de referencia, se indican mediante barras horizontales amarillas. Los resultados confirman nuevamente las evaluaciones ópticas del contenido celular de GFP en las fracciones ordenadas.La población alta 530 baja 580 presentó los niveles medibles más altos de expresión de GFP. Aunque la población alta 530 alta 580 mostró una expresión de GFP aproximadamente 1000 veces menor, las poblaciones baja 530 baja 580 y baja 530 alta 580 exhibieron bajos niveles de expresión de GFP comparables a los de las poblaciones de hoja entera control y protoplastos sin clasificar. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en cuatro a cinco horas, desde la planta hasta la población celular clasificada, si se lleva a cabo correctamente. Durante la realización de este procedimiento, es importante recordar monitorear constantemente el clasificador celular y recalcibrarlo si es necesario para mantener la precisión en la clasificación.Se encontró este procedimiento. Se pueden realizar otros métodos, como el análisis de micromatrices, para comparar los niveles de expresión génica en diferentes tipos celulares. Ahora que se ha desarrollado esta técnica, estamos analizando la expresión génica en tipos celulares foliares específicos en distintas etapas de desarrollo, y compararemos estos datos con los obtenidos del conjunto de la hoja generados en el proyecto de agronomía.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo aislar tipos celulares individuales de hojas utilizando clasificación celular activada por fluorescencia.

cell-specific-analysis-arabidopsis-leaves-using-fluorescence

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Un método para el aislamiento de determinados tipos de células a partir de material vegetal se demuestra. Esta técnica emplea las líneas transgénicas que expresan proteínas fluorescentes marcador en los tipos de célula en particular, la disociación y la fluorescencia celular selección de células activadas. Además, un crecimiento de configuración se ha establecido aquí que facilita el tratamiento...

Fluorescencia de células activadas por la clasificación de los protoplastos de la planta

La base molecular de las respuestas específicas de espacio-fitocromo está siendo investigado el uso de plantas transgénicas que presentan los tejidos y órganos específicos deficiencias fitocromo. El aislamiento de células específicas exhibir agotamiento inducido cromóforo fitocromo por fluorescencia de células activadas clasificación seguido por análisis de microarrays se está utilizando para identificar genes implicados en el espacio-las respuestas específicas de fitocromo.

La investigación de los tejidos y órganos específicos de las respuestas fitocromo usando FACS asistida por células de tipo Perfiles de expresión específica en Arabidopsis thaliana</em

Se describe el uso de perfluorodecalina como un medio de infiltración de montaje. Este es un método sencillo para mejorar la profundidad de la imagen...

Un método simple para imágenes Arabidopsis Uso de hojas perfluorodecalina como un medio de imágenes infiltrativas

Una misión fundamental de la biología celular es definir los mecanismos que subyacen a la identidad de los orgánulos que hacen que las células eucariotas. Aquí proponemos un método para identificar los genes responsables de la integridad morfológica y funcional de los orgánulos de las plantas mediante microscopía de fluorescencia y la próxima generación de herramientas de secuenciación.

Fluorescencia microscopia de Selección y secuenciación de próxima generación: Herramientas útiles para la identificación de genes implicados en la integridad de los Orgánulos

Ofrecemos aquí un protocolo eficiente y confiable para la inmunotinción, hibridación in situ fluorescente, la tinción de ADN seguido por cuantitativos, imágenes de alta resolución en óvulos de Arabidopsis thaliana todo el montaje. Este método fue utilizado con éxito para analizar modificaciones de la cromatina nuclear y de la arquitectura.

Un método eficaz para Cuantitativo, Análisis de celda única de la cromatina modificación y Arquitectura Nuclear en Todo el montaje en Óvulos<em&gt; Arabidopsis</em

imagen confocal en vivo ofrece biólogos con una poderosa herramienta para estudiar el desarrollo. A continuación, presentamos un protocolo detallado para la imagen confocal en vivo de flores en desarrollo de Arabidopsis.

Vivir Imagen confocal de desarrollo de Arabidopsis Flores

Hemos desarrollado un novedoso método para expresar conjuntamente múltiples proteínas de fusión quimérica de fluorescentes en las plantas a superar las dificultades de los métodos convencionales. Toma ventaja del uso de un plásmido de expresión única que contiene múltiples proteínas funcionalmente independiente expresando cassettes para lograr la expresión de la proteína.

La expresión de múltiples proteínas de fusión quimérica de fluorescente de manera eficiente en las plantas

Divulgamos un método sencillo y versátil para realizar fluorescente live-proyección de imagen de hojas de Arabidopsis thaliana durante un período prolongado de tiempo. Utilizamos una planta Arabidopsis transgénica expresando un gen reportero fluorescente bajo el control de un promotor de inmunidad como un ejemplo para obtener comprensión espaciotemporal de inmunorespuestas de la planta.

Un método versátil para el montaje de Arabidopsis las hojas para la proyección de imagen de Time-lapse Intravital

La viabilidad y efectividad de los métodos scRNA-seq de alto rendimiento anuncian una era unicelular en la investigación de plantas. Aquí se presenta un procedimiento robusto y completo para aislar tipos específicos de células de raíz de Arabidopsis thaliana y la posterior construcción y análisis de la biblioteca del transcriptoma.

Análisis de aislamiento y transcriptoma de tipos de células vegetales

Aquí se introducen varios métodos de uso común para estudiar los eventos de tráfico de membrana de una quinasa receptora de membrana plasmática. Este manuscrito describe protocolos detallados que incluyen la preparación del material vegetal, el tratamiento farmacológico y la configuración de imágenes confocales.

Métodos basados en imágenes para estudiar los eventos de tráfico de membrana en células de linaje estomática

Aprende a aislar protoplastos específicos de células de hojas de Arabidopsis mediante digestión enzimática y citometría de flujo. Este método permite analizar expresión génica y perfiles metabólicos en biología vegetal.

Análisis específico de célula de

Explorar más videos