Name: Electroencefalografía simultánea, en tiempo real Medición de la concentración de lactato y Manipulación optogenético de la actividad neuronal en la corteza cerebral de roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-12-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 45 s
Description: Aprende a medir EEG, EMG y lactato cerebral simultáneamente durante la manipulación optogenética de neuronas piramidales en ratones. Este método permite estudiar la dinámica neuronal y metabólica en tiempo real durante ciclos de sueño.

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La investigación financiada por el Departamento de Defensa (Defense Advanced Research Projects Agency, Premio Facultad Young, número de concesión N66001-09-1-2117) y NINDS (R15NS070734).

1. Preparación quirúrgica de Animales 1. Los sujetos experimentales Utilice ratones de la B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J línea transgénica 9; tensión JAX # 7612) o los otros ratones que expresan el azul crepuscular canal catiónico, canalrodopsina-2, en las neuronas corticales cerebrales. La aplicación de luz azul a la corteza cerebral de la B6.Cg-Tg (Thy1-COP4/eYFP) 18Gfng / J línea transgénica provoca que las neuronas piramidales que expresan canalrodopsina-2 para despolarizar y se someten a los potenciales de acción 9,10. Como consecuencia de la activación de células piramidales, interneuronas locales se activan, y el cambio en el potencial se propaga a las neuronas más allá del sitio de estimulación 10. Realizar cirugía en condiciones estériles en la adhesión a las directrices reguladoras aplicables: autoclave herramientas quirúrgicas y softpacks (campo quirúrgico, gasas); caliente cordón esterilizar todos tolerantes al calor implantados dispositivos metálicos (cánulas, tornillos y cables)por 30-segundos; Desinfectar calor intolerantes a los productos implantables (cable de fibra óptica conector de plástico) con un dip de 10 segundos en etanol; golpe de cruce de etanol artículos seca mediante la aplicación de aire comprimido. 2. Anestesia, colocación estereotáxica y Liquidación de cráneo Utilice el IMPAC 6 Integrada Paciente Multi (Vet Equip Inc) sistema para anestesiar el ratón. Utilice un 5% Isoflurane/95% de oxígeno para la inducción y el oxígeno del 3% Isoflurane/97% para el mantenimiento durante la cirugía. Colocar el animal sobre una manta de circulación de agua ajustado a 37 º C. No es necesario controlar la temperatura del cuerpo si la manta se mantiene a esta temperatura. 3. Preparación de la Calavera de Implantación Prepare el sitio de la incisión por el afeitado todo piel de la parte superior del cráneo. El área de afeitado debe extenderse lateralmente de oreja a oreja y antero-posterior de los ojos con el extremo posterior del cráneo. Desinfecte la piel expuesta con tres CONSECUTIVOSe hisopos de Betadine seguido por etanol. Hacer una incisión medial en la parte superior del cráneo, de entre los ojos a la parte posterior del cráneo. Limpiar el cráneo con peróxido de hidrógeno y solución salina estéril (0,9% NaCl). Controlar la hemorragia con una herramienta de cauterización. Localizar y marcar bregma y lambda para determinar las coordenadas estereotáxica. Las coordenadas estereotáxicas para las configuraciones de los electrodos de estímulo / optogenético que hemos utilizados se presentan en la Tabla 1 y se muestra esquemáticamente en la Figura 1A. 4. Preparación de los lugares de implantación en el cráneo Use un taladro dental de alta velocidad con una bola de 0,5 mm bit fresa para establecer cada sitio de implantación en el cráneo. Bisele el borde externo de cada hoyo con una bola de 0,7 mm poco fresa para facilitar la inserción del tornillo. 5. Inserción y fijación de cánulas, EMG conduce y conduce EEG Inserte los tornillos de EEG (0,8 mm de longitud, con 2 cm de 3 sin recubrimiento0-medidor de cobre estañado autobús alambre pre-soldado a la cabeza del tornillo) en los orificios y los llevan en una mano con un destornillador ranurado revoluciones aproximadamente 4-5 para obtener la profundidad deseada. Mantenga cánulas guía en su lugar con un soporte de cánula estereotáxico y luego péguelas en el cráneo y anclajes con cemento acrílico. Cada cánula guía debe contener un maniquí de cánula / estilete (Plastics One, parte # C312 DC \ 1) desde el momento de la cirugía para el tiempo de experimentación (10-14 días) para mantener la permeabilidad. 6. Cierre del sitio quirúrgico Una vez que los EEG y cánulas de guía se coloca en el cráneo, unirlos juntos con cemento acrílico dental (Dental Lang - Ortho-Jet cemento). Después de fraguar el cemento, colocar el conector de plástico (parte Pinnacle Tecnología # 8402) por encima del montículo de cemento seco. Soldar los extremos de los cables procedentes de derivaciones de EEG para los contactos del conector de plástico. Encajar los conectores del cable en el cemento. A continuación, dibuje los cables de EMG a través del músculo nucals deslizándolas en el barril de una aguja 21gA perforado a través del músculo. Ate un nudo de cirujano doble sutura de nylon 5-0 alrededor de estos cables justo distal a donde sale el músculo. Sutura de nuevo juntos de la piel que se retrae para acceder al tejido muscular con un solo cirujano nudos interrumpidas, con un retroceso de corte P-3 y 5-0 aguja de sutura de nylon. 7. Analgesia postoperatoria y recuperación Administrar buprenorfina como analgésico (0,1 mg / kg, subcutánea) y flunixina meglumina (0,1 mg / kg, subcutánea) como un anti-inflamatorio inmediatamente después de la cirugía, y diariamente en los días 1-2 después de la cirugía. Deje que los animales puedan recuperarse en condiciones estándar de colonias de vivienda durante al menos siete días antes de la experimentación. Con ninguna atención adicional más allá de la vivienda de colonias estándar, las cánulas se puede esperar que permanecen patente durante al menos dos semanas, con los estiletes permanentes asegurado en su lugar. Sensores EEG y EMG también se puede esperar que retenerfuncionalidad de esta duración. 2. Generación de Pulsos de luz temporizado 1. Programación de la Unidad de Estímulo MC Conecte la unidad MC-estímulo (Multi-Channel Systems) a través de una conexión USB a una computadora de escritorio. Utilice la hoja de cálculo similar a la interfaz de usuario MC-Estímulo para programar la unidad de Estímulo MC. Introduce el deseado TTL (lógica transistor-transistor) de tensión para el periodo en adelante, las duraciones de estímulo y fuera de períodos, el número de ciclos por segundo deseados, y el número total de ciclos repetidos para la sesión de estímulo entero. Para más detalles, véase el MC-Estímulo manual técnico: 3. Fabricación / Montaje de Fibra Óptica Probes para la prestación de Luz a la corteza cerebral <ol><li> Suministros y equipos necesarios se encuentran en: <a href="http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf" target="_blank">http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf</a> </li><li> Corte y pulido de los cables de fibra óptica. <a href="http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf" target="_blank">http://www.thorlabs.com/Thorcat/1100/1166-D02.pdf</a> </li></ol> 4. Asamblea del Sistema de Estimulación roedores optogenético 1. Interfaz de unidad MC-Estímulo y Laser Una vez que la unidad MC-estímulo está programado, correr como un generador de señal independiente de un sistema binario de 5 voltios ON / OFF de la señal. Conecte la unidad MC-Estímulo a la unidad de potencia TTL enabled del láser con conectores BNC. 2. Producción de la salida láser a través de cable de fibra óptica Utilice la pantalla digital y el dial variable de la potencia de salida de la unidad de potencia del láser en el manualLy ajustar la potencia de salida del láser. Conectar la unidad de potencia del láser en el láser a través de un cable de cinta. Conectar el conector hembra FC (férula de conector) adaptador de fibra del láser para el conector macho de FC en el cable de conexión de fibra óptica (una longitud de 3 m, 200 m de diámetro de fibra de vidrio recubierto de conducción en la luz que refleja acrilato de revestimiento de polímero). 3. Transmitir el láser para el animal: Conmutador giratorio Conectar el cable de fibra óptica originario (3 m de longitud) y el cable de fibra óptica de entrega (45 cm de longitud) a los extremos opuestos de la junta óptica giratoria que encierra dos lentes (lentes de colimación dóricas). La fibra óptica de la junta rotativa sirve como un conmutador: como el animal se mueve alrededor de su jaula, la junta giratoria gira para evitar la rotura de los cables de fibra óptica. Use lazos de cable de plástico para fijar el conmutador, a un soporte metálico colocado por encima de la jaula cilíndrica en la que se aloja el animal. 4. Colocación de Entrega de fibra ópticaCable de Enfrentamientos Prohibir al ratón con una sola mano a la clavija del ratón debajo de una palma ahuecada. Oriente la cabeza entre medio del experimentador y el dedo índice. Extraer la cánula de maniquí de la cánula guía colocada por la cánula de fibra óptica. Desactive la cánula guía de escombros con una aguja estéril 25GA. Inserte el cable de fibra óptica a mano y fijarlo a la cánula de fibra óptica de guía con una tapa roscada rescatado de una cánula maniquí. Controlar la profundidad de inserción del cable de fibra óptica en el cerebro mediante un nudo de sutura atada en el cable de fibra óptica a una distancia fija desde el extremo plano-troceados. El aparato experimental entera se muestra en la Figura 1B. 5. Medición del EEG del sueño definido y la concentración de lactato durante la estimulación optogenético 1. Precalibración del sensor de lactato Pre-calibración del sensor de lactato se realiza con un in vitrokit (parte Pinnacle Tecnología # 7000-K1-T). El sensor se equilibra en solución salina tamponada con fosfato (pH 7,4), luego se expuso a tres concentraciones de L-lactato de manera escalonada por los protocolos del fabricante. 2. La inserción del sensor de lactato y el cable EEG Insertar el sensor de pre-calibrada en el cráneo montado en la cánula guía de lactato de una manera idéntica a la fibra óptica procedimiento de inserción de cable (sección 4,4). Conecte el sensor de lactato al preamplificador del Pinnacle 8.400 biosensor con conectores bipolares. Conecte este preamplificador en el conector de 8-pin en el headmount implantado quirúrgicamente. 3. El establecimiento de la intensidad del estímulo optogenético Antes de recoger los datos, usar la intensidad del láser mando de control para ajustar la intensidad del estímulo optogenético. La amplitud de la respuesta del EEG varía en los animales, debido a factores que no se han estudiado de forma sistemática, una<html> d debe ser verificada mediante inspección visual en el inicio de la estimulación. En la práctica, una intensidad de 80-120 μWatts típicamente producirá un incremento en la amplitud EEG de aproximadamente 50% en la frecuencia de estimulación. Post-hoc rápido análisis de Fourier de transformación (ver sección 5.5) es necesario cuantificar la magnitud absoluta de la respuesta. 4. Recopilación de datos Recopilar datos utilizando el sistema Pinnacle 8400: <a href="http://pinnaclet.com/pal-8400.html" target="_blank">http://pinnaclet.com/pal-8400.html</a> . 5. Procesamiento de Datos con Neuroscore Clasificar los estados de suspensión por inspección visual de los datos de EEG y EMG con la interfaz Neuroscore (DataSciences, International: <a href="http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp" target="_blank">http://www.datasci.com/products/software/NeuroScore_CNS_Software.asp</a> ) o la interfaz de Sirenia (Pinnacle Technology:f = &quot;http://www.pinnaclet.com/sirenia.html&quot; target = &quot;_blank&quot;&gt; http://www.pinnaclet.com/sirenia.html). Los datos de proceso en diez segundos épocas como consecuencia, no rápido movimiento de los ojos de sueño, o sueño de movimientos oculares rápidos basados ​​en el EEG y EMG. Guardar datos en hojas de cálculo Microsoft Excel para análisis adicional y pruebas estadísticas.

<ol><li>Magistretti, P. Brain Energy Metabolism. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMagistretti%2C+P+%22Fundamental+Neuroscience%22">Fundamental Neuroscience</a>. Zigmond, M. J., Bloom, F. E., Landis, S. C., Roberts, J. L., Squire, L. R. , Academic Press. New York. 389-413 (1999).</li>
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<li>Tsunematsu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+optogenetic+silencing+of+orexin%2Fhypocretin+neurons+induces+slow-wave+sleep+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acute optogenetic silencing of orexin/hypocretin neurons induces slow-wave sleep in mice.</a> J. Neurosci. 31 (29), 10529-10539 (2011).</li>
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<li>Burmeister, J. J., Palmer, M., Gerhardt, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((L-lactate+measures+in+brain+tissue+with+ceramic-based+multisite+microelectrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Biosens.+Bioelectron%22%5BJournal%5D)">L-lactate measures in brain tissue with ceramic-based multisite microelectrodes.</a> Biosens. Bioelectron. 20 (9), 1772-1779 (2005).</li>
<li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+optogenetic+stimulation+and+recording+of+neurons+in+vivo+using+cell-type-specific+expression+of+Channelrhodopsin-2%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Protoc%22%5BJournal%5D)">Targeted optogenetic stimulation and recording of neurons in vivo using cell-type-specific expression of Channelrhodopsin-2.</a> Nat. Protoc. 5 (2), 247-254 (2010).</li>
<li>Destexhe, A., Contreras, D., Steriade, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortically-induced+coherence+of+a+thalamic-generated+oscillation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Cortically-induced coherence of a thalamic-generated oscillation.</a> Neuroscience. 92 (2), 427-443 (1999).</li>
<li>Liu, Z. W., Faraguna, U., Cirelli, C., Tononi, G., Gao, X. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+for+wake-related+increases+and+sleep-related+decreases+in+synaptic+strength+in+rodent+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Direct evidence for wake-related increases and sleep-related decreases in synaptic strength in rodent cortex.</a> J. Neurosci. 30 (25), 8671-8675 (2010).</li>
<li>Iwai, Y., Honda, S., Ozeki, H., Hashimoto, M., Hirase, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+head-mountable+LED+device+for+chronic+stimulation+of+optogenetic+molecules+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci.+Res%22%5BJournal%5D)">A simple head-mountable LED device for chronic stimulation of optogenetic molecules in freely moving mice.</a> Neurosci. Res. 70 (1), 124-127 (2011).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Los métodos aquí presentados permiten medir la relación entre el sueño y los cambios en la concentración cerebral de la lactato intermediario glicolítico en una escala de tiempo no era posible anteriormente. Los animales experimentan transiciones espontáneas entre vigilia, NREMS y REMS. Además, estamos en condiciones de aplicar estímulos optogenético mientras que los animales se someten a estas transiciones. Los datos recogidos hasta la fecha demuestran que las ondas de impacto tanto espontánea e inducida en la lectura ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Componente </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> Basi Ratón cánula guía </td><td> Pinnacle Tecnología / Inc Basi </td><td> 7032 </td><td></td></tr><tr><td> Biosensor de lactato </td><td> Pinnacle Tecnología </td><td> 7004 </td><td></td></tr><tr><td> Montado en el cabezal </td><td> Pinnacle Tecnología </td><td> 8402 </td><td></td></tr><tr><td> Sleep / Sistema de grabación Biosensor </td><td> Pinnacle Tecnología </td><td> 8400-K1-SL </td><td> 2 canales de EEG, EMG canal 1, y biosensor 1 </td></tr><tr><td> Ratón Tethered in vitro kit de calibración </td><td> Pinnacle Tecnología </td><td> 7000-K1-T </td><td></td></tr><tr><td> Fibra óptica cánula guía </td><td> Plastics One </td><td> C312G </td><td> 21 Medidor de guía para cánula </td></tr><tr><td> Cánula Maniquí </td><td> Plastics One </td><td> C312DC </td><td> 21 Gauge Maniquí </td></tr><tr><td> Diamond Scribe fibra </td><td> Thorlabs </td><td> S90W </td><td></td></tr><tr><td> Conector de fibra Crimp Tool </td><td> Thorlabs </td><td> CT042 </td><td></td></tr><tr><td> Bifurcación tubo </td><td> Thorlabs </td><td> FT030 </td><td> 03,0 mm </td></tr><tr><td></td><td> Thorlabs </td><td> T10S13 </td><td> Max Dia. 0,012 </td></tr><tr><td> Bifurcación Stripper Tube </td><td> Thorlabs </td><td> FTS3 </td><td></td></tr><tr><td> La fibra multimodo Bare Revestimiento Duro </td><td> Thorlabs </td><td> BFL37-200 </td><td> 200 micras Core, 0,37 NA </td></tr><tr><td> Alambre Tijeras / Tijeras de Kevlar </td><td> Thorlabs </td><td> T865 </td><td></td></tr><tr><td> Epoxy de fibra óptica </td><td> Thorlabs </td><td> F112 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Fibra de herramientas Stripper </td><td> Thorlabs </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Placa de cristal pulido </td><td> Thorlabs </td><td> CTG913 </td><td></td></tr><tr><td> Pulido Pad Rubber </td><td> Thorlabs </td><td> NRS913 </td><td></td></tr><tr><td> Ojo de lupa </td><td> Thorlabs </td><td> JEL10 </td><td></td></tr><tr><td> Kim Wipes </td><td> Thorlabs </td><td> KW32 </td><td></td></tr><tr><td> Aire comprimido </td><td> Thorlabs </td><td> CA3 </td><td></td></tr><tr><td> Pulido Puck </td><td> Thorlabs </td><td> D50-xx </td><td></td></tr><tr><td> Fibra alcance de Inspección </td><td> Thorlabs </td><td> CL-200 </td><td></td></tr><tr><td> Películas de pulir </td><td> Thorlabs </td><td> LFG5P, LFG3P, LFG1P, LFG03P </td><td></td></tr><tr><td> FC / PC conector del extremo </td><td> Thorlabs </td&gt; <td> 30126G2-240 </td><td> Diámetro 240 m, SS virola </td></tr><tr><td> MC Unidad Estímulo </td><td> Sistemas multicanal </td><td> STG-4002 </td><td></td></tr><tr><td> MC Software Estímulo </td><td> Sistemas multicanal </td><td> MC-Estímulo V 2.1.5 </td><td></td></tr><tr><td> Láser azul </td><td> CrystaLaser </td><td> CL473-050-0 </td><td></td></tr><tr><td> Laser Fuente de alimentación </td><td> CrystaLaser </td><td> CL2005 </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Optic junta rotativa </td><td> Lentes dóricas </td><td> FRJ-v4 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Tabla 2. Suministros y equipo. </td></tr></tbody></table>

electroencefalografía simultánea, en tiempo real medición de la concentración de lactato y manipulación optogenético de la actividad neuronal en la corteza cerebral de roedores

Simultaneous Electroencephalography, Real-time Measurement of Lactate Concentration and Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity in the Rodent Cerebral Cortex

Aunque el cerebro representa menos del 5% del cuerpo en masa, utiliza aproximadamente un cuarto de la glucosa utilizada por el cuerpo en reposo 1. La función del sueño no REM (NREMS), la mayor parte de sueño por el tiempo, es incierto. Sin embargo, una característica sobresaliente de NREMS es una reducción significativa en la tasa de utilización de la glucosa cerebral relativo a la vigilia 2-4. Esta y otras conclusiones han dado lugar a la creencia generalizada de que el sueño tiene una función relacionada con el metabolismo cerebral. Sin embargo, los mecanismos subyacentes a la reducción del metabolismo cerebral de la glucosa durante NREMS aún no se han dilucidado. Un fenómeno asociado con NREMS que podrían afectar la tasa metabólica cerebral es la aparición de ondas lentas, oscilaciones en frecuencias de menos de 4 Hz, en el electroencefalograma 5,6. Estas ondas lentas detectadas en el nivel de la superficie del cráneo o cortical cerebral reflejar laoscilaciones de las neuronas subyacentes entre un estado despolariza / arriba y un estado hiperpolarizado / abajo 7. Durante el estado de abajo, las células no se someten a los potenciales de acción para los intervalos de hasta varios milisegundos cien. Restauración de los gradientes de concentración iónica posteriores a los potenciales de acción representa una carga significativa metabólico de la célula 8; ausencia de potenciales de acción durante los estados asociados a abajo NREMS pueden contribuir al metabolismo reducido en relación a despertar. Dos retos técnicos que había que abordar para que esta relación hipotética a probar. En primer lugar, era necesario para medir el metabolismo glicolítico cerebral con una resolución temporal reflectante de la dinámica de la cerebral EEG (es decir, más de segundos en lugar de minutos). Para ello, se midió la concentración de lactato, el producto de la glicolisis aerobia, y por lo tanto, una lectura de la tasa de metabolismo de la glucosa en el cerebro de los ratones. El lactato fuemedido usando un sensor basado en lactato oxidasa tiempo real incorporado en la corteza frontal. El mecanismo de detección consta de un electrodo de platino-iridio, rodeado por una capa de moléculas de lactato oxidasa. Metabolismo de lactato por la lactato oxidasa produce peróxido de hidrógeno, que produce una corriente en el electrodo de platino-iridio. Así, un aumento gradual de la glucólisis cerebral proporciona un aumento en la concentración de sustrato para la lactato oxidasa, que a continuación se refleja en corriente aumentó en el electrodo sensor. Era necesario adicionalmente para medir estas variables, mientras que la manipulación de la excitabilidad de la corteza cerebral, a fin de aislar esta variable a partir de otras facetas de NREMS. Hemos ideado un sistema experimental para la medición simultánea de la actividad neuronal a través de la elecetroencephalogram, medición de flujo glucolítico a través de un biosensor de lactato, y la manipulación de la actividad cerebral neuronal cortical través de la activación de optogenético PyraMIDAL neuronas. Hemos utilizado este sistema para documentar la relación entre el sueño relacionado con formas de onda electroencefalográfica y la dinámica de momento a momento de la concentración de lactato en la corteza cerebral. El protocolo puede ser útil para cualquier individuo interesado en estudiar, comportarse libremente en roedores, la relación entre la actividad neuronal medida a nivel electroencefalográfico y la energética celular en el cerebro.

<html> Como se muestra en la Figura 2, un ratón que disponga para la estimulación optogenético y lactato / EEG / EMG colección de datos se sometieron espontáneas de sueño / vigilia transiciones de estado mientras EEG, EMG y la concentración de lactato cerebral fueron monitoreados continuamente. Actual en el sensor de lactato se incrementó durante los períodos de baja amplitud EEG y disminuyó durante los períodos de alta amplitud EEG. Como se muestra en la Figura 3, amb...

Se describe un procedimiento para la manipulación de la actividad de las neuronas piramidales corticales cerebrales optogenetically mientras que el electroencefalograma, electromiograma, y ​​la concentración de lactato cerebral son monitoreados. Grabaciones experimentales se realizaron en ratones de cable-atados mientras se someten espontáneas de sueño / vigilia ciclos. Optogenético equipo es ensamblado en nuestro laboratorio; aparato de control está disponible comercialmente.

Electroencefalografía simultánea, en tiempo real Medición de la concentración de lactato y Manipulación optogenético de la actividad neuronal en la corteza cerebral de roedores

Aunque el cerebro representa menos del 5 % de la masa corporal, utiliza aproximadamente una cuarta parte de la glucosa que consume el cuerpo en estado de reposo1. El ...

El objetivo general de este procedimiento es medir el sueño definido por EEG y la concentración de lactato durante la estimulación optogenética en coordenadas estereotáxicas precisas. Implante quirúrgicamente los electrodos electroencefalográficos necesarios y las cánulas para un sensor de lactato y un cable de fibra óptica. Luego, inserte el cable de fibra óptica y el sensor de lactato previamente calibrado en sus cánulas guía en el cráneo del animal.A continuación, ajuste la intensidad del estímulo de luz azul para lograr la respuesta electrofisiológica deseada. Luego, proceda a recopilar los datos de electroencefalografía, electromiografía y concentración de lactato mientras se permite que el animal presente un comportamiento espontáneo o duerma. En comparación con otros métodos como los estudios farmacológicos del EEG, este enfoque experimental tiene la ventaja de monitorear la bioquímica y la electrofisiología cerebrales mientras la actividad de las neuronas se manipula en tiempo real a una escala de tiempo subsegundo.Por lo tanto, el potencial para obtener nuevos conocimientos en el campo de la investigación del sueño es alto. Por ejemplo, se pueden identificar los correlatos

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Hemos desarrollado un método de traducción simultánea de imágenes de resonancia magnética funcional y de registro electrofisiológico en el cerebro de roedores, proporcionando una plataforma para la investigación de la relación entre la actividad neuronal y el nivel de oxigenación de la sangre depende de (BOLD) señal de resonancia magnética.

FMRI simultánea y electrofisiología en el cerebro de roedores

Este video demuestra el procedimiento para el registro simultáneo de electroencefalografía (EEG) colocalizada y potenciales de campo local (LFPs) en una rata anestesiada. El proceso consiste en preparar la rata y colocar electrodos estimulantes en sus almohadillas para bigotes. Se coloca un electrodo de araña de EEG en el cráneo de la rata para mediciones de EEG de superficie. Al mismo tiempo, se inserta un microelectrodo multicanal en una región específica del cerebro a través de un orificio...

Registros electroencefalográficos concurrentes y de potencial de campo local en una rata anestesiada

Este video demuestra el procedimiento para estudiar la eficiencia sináptica en la corteza entorrinal lateral (LEC) mediante la estimulación optogenética de los axones de la corteza prefrontal medial (mPFC) y el registro de las respuestas de las neuronas piramidales en la LEC. Este método combina registros de patch-clamp con activación sináptica por estimulación lumínica para estudiar la plasticidad sináptica.

Estimulación optogenética y registro electrofisiológico de eventos sinápticos en cortes de cerebro de rata

Fuente: Lai, J., et al. Registro electrofisiológico simultáneo y microinyecciones de agentes inhibidores en el cerebro de roedores. J. Vis. Exp. (2015)Este video demuestra una técnica basada en microinyección para el registro e inhibición neuronal simultáneos en el colículo superior de rata. El procedimiento implica la focalización estereotáxica, la perforación del cráneo y la inserción de un inyectrode, que administra un neurotransmisor inhibidor mientras registra la actividad neuronal. La...

Inhibición de la actividad neuronal y su detección mediante electrofisiología en una rata

Aquí, creamos una pipeta de vidrio con doble función: inhibición de estructuras cerebrales profundas mediante microinyecciones de fármacos y monitorización en tiempo real de sus efectos mediante registros electrofisiológicos simultáneos.

Grabación simultánea electrofisiológico y micro-inyecciones de agentes inhibitorios en el cerebro de roedores

Este protocolo describe un método sencillo para grabación simultánea de co localizada electroencefalografía (EEG) y campo local multi-laminar en una rata anestesiado. Un orificio de trépano en el cráneo para la introducción de un microelectrodo se muestra para producir distorsión insignificante de la señal de EEG.

Grabación concurrente de electroencefalografía Co localizada y potencial de campo Local en roedores

Hemos desarrollado una técnica que registra simultáneamente la electrocorticografía y los potenciales de campo local en respuesta a estímulos nociceptivos laser se mueva libremente las ratas. Esta técnica ayuda a establecer una relación directa de señales electrocortical mesoscópicos y macroscópicos, que facilita la investigación de procesamiento en el cerebro de la información nociceptiva.

Grabaciones simultáneas de los potenciales de campo Local Cortical y Electrocorticograms en respuesta a estímulos nociceptivos Laser se mueva libremente las ratas

Aquí presentamos un protocolo que describe la transducción viral de regiones cerebrales discretas con construcciones optogenéticas para permitir la caracterización electrofisiológica específica de la sinapsis en cortes cerebrales agudos de roedores.

Ex Vivo Interrogación optogenética de la transmisión sináptica de largo alcance y la plasticidad de la corteza prefrontal medial a la corteza entorrinal lateral

Hemos desarrollado un enfoque simplificado y rentable para la fabricación de electrodos y hemos realizado grabaciones de señales en múltiples regiones en ratones que se mueven libremente. El uso de la optogenética, junto con la electrofisiología multirregional y el registro de señales de calcio, permitió la revelación de las actividades neuronales en todas las regiones del modelo de convulsiones.

Un método integrado para crear optrodes electrofisiológicos flexibles y convenientes para el registro in vivo en múltiples regiones

Aquí, presentamos dos protocolos para el registro de microelectrocorticografía de alta densidad (μEcoG) en ratas y ratones, incluidos los métodos quirúrgicos, de implantación y de registro. Los registros de μECoG se realizan en combinación con el registro de politrodos laminares en la corteza auditiva de la rata o con la manipulación optogenética de la actividad neuronal en la corteza somatosensorial del ratón.

Investigaciones multiescala del procesamiento cortical mediante la integración de politrodos laminares y optogenética con microelectrocorticografía en roedores

Este protocolo proporciona un método integrado que incluye la administración viral, la implantación de optrode, la inducción fototrombótica, el registro simultáneo de la actividad de astrocitos y neuronales, y la estimulación optogenética de los astrocitos. Este método integrado tiene como objetivo proporcionar una investigación simultánea de la relación astrocito-neurona a lo largo de las etapas agudas a crónicas del ictus isquémico.

Un método integrado para el modelado fototrombótico del ictus y el registro in vivo de la actividad neuronal y astrocítica en ratones en comportamiento

Aprende a medir EEG, EMG y lactato cerebral simultáneamente durante la manipulación optogenética de neuronas piramidales en ratones. Este método permite estudiar la dinámica neuronal y metabólica en tiempo real durante ciclos de sueño.

Electroencefalografía simultánea, en tiempo real Medición de la concentración de lactato y Manipulación optogenético de la actividad neuronal en la corteza cerebral de roedores (Video) | JoVE Journal

Electroencefalografía simultánea, en tiempo real Medición de la concentración de lactato y Manipulación optogenético de la actividad neuronal en la corteza cerebral de roedores

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