Name: Alta eficiencia, específica del sitio La transfección de células adherentes con siRNA uso de arrays de microelectrodos (MEA) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-09-13T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: Aprende la transfección específica del sitio en células adherentes usando electroporación con matrices de microelectrodos. Este método permite introducir siRNA con alta eficiencia y control espacial preciso para estudios de biología celular.

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1. MEA Preparación <ol><li> MEA para su uso en experimentos de electroporación puede ser fabricado utilizando la técnica de fotolitografía estándar como se describe anteriormente 18 o comprados directamente a los vendedores de los fabricantes de MEA, tales como sistemas de canales múltiples <a href="http://www.multichannelsystems.com" target="_blank">(http:/www.multichannelsystems.com/)</a> y alfa MED Scientific Inc., <a href="http://www.med64.com/" target="_blank">( http://www.MED64.com)</a> . Los AMUMA utilizados en nuestros experimentos se fabrican en el local en la sala limpia en Arizona State University, el cual es administrado por el Centro de Investigación Electrónica de estado sólido (CSSER). Los AMUMA utilizados en nuestros experimentos con 32 electrodos de óxido de estaño e indio en un 8 por 4 matriz con diámetros de electrodos 50 a 200 micras dentro de un vaso 1 cm de diámetro interior también. El vidrio también se unió a la MEA polidimetilsiloxano utilizando (PDMS). </li><li> Esterilizar el MEA en autoclave antes de célula seeding. Otros métodos de esterilización tal como un remojo en 70% de etanol, tratamiento UV y tratamiento con agua caliente como se describe en otra parte también se puede utilizar siempre y cuando no comprometan la integridad de la MEA. </li><li> Transferir el autoclave MEA a una campana de flujo laminar y colocarlo en un patrón de poliestireno placa de Petri estéril. Antes de la siembra de células sobre la MEA, esterilizar la campana de flujo laminar mediante la activación de la luz UV durante 20 min. Si el MEA es sensible a la luz UV cubrir la placa de Petri que contiene el MEA con papel de aluminio estéril mientras que la campana de flujo es bajo iluminación UV. </li></ol> 2. Las células siembra sobre el MEA <ol><li> Cosecha células de una línea celular adherente de funcionamiento de las células de mamífero utilizando tripsina / EDTA y elevarlas a una concentración de 100-200 células / l en 1 ml de medio de células para la siembra. En nuestros experimentos hemos tenido éxito en el cultivo de línea celular NIH 3T3 fibroblastos, la línea de células HeLa y neuronas corticales primarias del hipocampo y en el MEA. </li><li&gt; Coloque una gota 20-30 l de medios de comunicación con las celdas de la MEA. Transferir la placa de Petri con el MEA a la incubadora. Es importante asegurarse de que el tamaño de la gota de células es lo suficientemente grande como para cubrir todos los electrodos en el MEA. </li><li> 2 horas después de la siembra de las células transferir la placa de Petri con el MEA de la incubadora para campana de flujo laminar y suavemente añadir 400-500 l de preparación de soportes calentado (37 ° C) a la MEA bien. Ver bajo el microscopio para asegurar que las células están todavía unido y distribuida uniformemente en la superficie de MEA. Transferir la parte posterior MEA a la incubadora. El período de 2 hr de espera antes de la adición de medios de comunicación asegura un tiempo suficiente para que las células se adhieran a la superficie de MEA. La adición de medios de células demasiado pronto después de la siembra de las células puede lavar las células. Si las células no se adhieren bien sobre la MEA, su superficie puede ser tratada con factores de unión celular, tales aspolylysine, fibronectina y laminina para mejorar la adhesión celular. En nuestros experimentos con células HeLa que solemos tratar la superficie con MEA fibronectin (10 ug / ml) durante 1-2 hr. </li><li> 8-12 horas después de la siembra de las células, realizar 1-2 lavados con PBS para eliminar las células muertas. Medio celular puede cambiarse cada 24-48 horas, según sea necesario. En un experimento típico, las células generalmente están listos para la transfección 24-48 h después de la siembra. Para mantener la coherencia en la eficiencia de la electroporación, se recomienda que esperar hasta que el cultivo es de al menos 80% confluentes antes de la electroporación. </li></ol> 3. Específica de sitio La transfección de siRNA <ol><li> Preparar la solución de ácido nucleico. Para la transfección siRNA, preparar un siRNA 1-2 mM solución electroporación en tampón de electroporación enfriado en hielo para alcanzar un volumen final de 200-400 l. En este artículo de vídeo se demuestra la transfección de células HeLa con Alexa 488 conjugada revueltos secuencia de siRNA. </li><li> Transferir la MEA con células de la incubadora a la campana de flujo laminar estéril. Eliminar los medios celulares a partir de la MEA y realizar un lavado con PBS. Después de eso, añadir 200-400 l de la ice frío 1 mM siRNA electroporación solución al pozo. </li><li> Aplicar anódicos impulsos eléctricos a los electrodos cuadrados específicas (Consulte el paso 4 para determinar los parámetros óptimos de los impulsos eléctricos). En nuestros experimentos hemos utilizado algunos instrumentos pragmáticos 2414a generador de forma de onda para generar impulsos eléctricos y una dual-inline-paquetes (DIP) 16 pin clip de entrar en contacto con los terminales de unión de los AMUMA. El generador de forma de onda puede ser conectado a la pinza DIP a través de una placa de circuito impreso demultiplexor para proporcionar selectividad de los electrodos individuales. Para el electrodo de referencia, colocar un cátodo de acero en los medios celulares. Aunque bajar el electrodo de referencia de acero en los medios de comunicación es extremadamente importante para asegurarse de que no hace contacto con la superficie del MEA. Tras el contacto, puede causar daño a las células y la MEA. Se recomienda para bajar el electrodo de referencia a una posición de 1 mm por encima de las células. Un separador con una altura de 1 mm puede ser colocado en el pozo para ayudar en la colocación de la refrencia electrodo. Un enfoque alternativo a la utilización de un electrodo de referencia externo es el uso de electrodos vecinos como pares de ánodo cátodo. </li><li> Inmediatamente después de aplicar los impulsos eléctricos a los electrodos de destino de la MEA, transferir la parte posterior MEA a la incubadora. Después de un período de incubación de 5 min, suavemente reemplazar 75% del tampón de electroporación con pre-calentado (37 ° C) medios celulares. Más tarde, fluorescente de imágenes puede realizarse para confirmar la entrega de ARNsi marcado fluorescentemente a las células. </li></ol> 4. Electroporación optimización de parámetros <ol><li> Para determinar los parámetros óptimos de impulsos eléctricos para electroporación, diseñar experimentos de electroporación para una gama de valores de amplitud de pulso, duración del pulso, y el número de pulsos. En nuestra experiencia con células HeLa, se observó que un pulso de voltaje único de la amplitud de 3 V a 9 V, y la duración de 1 ms a 10 ms para un electrodo de tamaño de 100 micras llevaron a electroporación con éxito millasla muerte celular nimal. Es nuestra recomendación de que un parámetro puede variar a la vez y los demás se mantienen constantes. Para cuantificar la eficiencia de la electroporación para cada uno de los parámetros del pulso, se utiliza yoduro de propidio (PI), un colorante impermeant celular que el material de manchas nucleico, y la metodología de ensayo basado en directo, como se describe en los pasos 4.2-4.5. </li><li> Establecer un cultivo de células en el MEA siguiendo las instrucciones descritas en los pasos 1 y 2. </li><li> Antes de la electroporación preparar un 300-500 l de 30 mg / ml de solución PI en tampón de electroporación enfriada con hielo y 400 l de 4 mM calcien AM solución en PBS. </li><li> Transferir la MEA de la incubadora a la campana de flujo laminar. Eliminar los medios celulares a partir de la MEA y realizar un lavado con PBS. Después de eso, añadir 300-500 l del tampón de electroporación hielo frío con PI. </li><li> Aplicar impulsos eléctricos con la amplitud del pulso deseado y la duración de los electrodos dirigidos (El equipo usado en nuestros experimentos para generar y aplicar la electric pulso a la MEA se describe en el paso 3,3). Para el electrodo de referencia, bien bajar un electrodo de acero en el tampón de electroporación en la MEA o bien utilizar el electrodo vecino como referencia. Aplicando selectivamente impulsos de distintas amplitudes o duraciones de diferentes electrodos múltiples experimentos se pueden realizar en el mismo dispositivo. Por ejemplo, en un electrodo de 32 MEA, 8 experimentos se pueden realizar mediante el fraccionamiento de los 32 electrodos en 8 grupos, cada uno compuesto de 4 electrodos. Cada uno de los 8 grupos entonces puede ser estimulado por un pulso rectangular de una sola tensión de una duración de 5 ms con amplitudes que varían en 3 V-6 rango de V en incrementos de 0,5 V y un grupo se puede utilizar como un control. </li><li> Inmediatamente después de aplicar los impulsos de tensión transferir el MEA a la incubadora durante 5 min. Posteriormente, retirar suavemente el 75% del tampón de electroporación de la MEA bien y reemplazarlo con medios celulares cálidos. Transferir la parte posterior MEA a la incubadora. </li><li> Después de un periodo de incubación de 2-4 hrsustituir los medios celulares en el MEA bien con 300-500 l de 4 mM de calceína AM solución en PBS. Transferir la parte posterior MEA a la incubadora durante otros 30 min. </li><li> Después de la incubación de las células con calceína AM, sustituir la solución de calceína AM en el MEA bien con PBS después de dos lavados con PBS. Obtener imágenes fluorescentes de las células utilizando un microscopio óptico con filtros para PI (excitación / emisión - 535 nm/617 nm) y calceína AM (excitación / emisión - 490 nm/520 nm). La captación de PI, debido a la electroporación, hace que las células fluorescencia roja y la calceína AM hace que las células que están vivas que emite fluorescencia verde. Tres escenarios posibles que se pueden observar son: 1) celulares electroporadas y vivo será fluorescente (rojo y verde), 2) células vivas pero no electroporación (sólo presenta fluorescencia verde) y 3) células muertas debido a la electroporación (sólo presenta fluorescencia roja) . La viabilidad celular se calcula como un porcentaje del número total de células vivas en el electrodo y la electroporación efficiency se calculó como porcentaje del número total de células cargadas con PI / siRNA. </li></ol> 5. Los resultados representativos La Figura 1 muestra la carga específica del sitio de células HeLa con PI. Se puede observar que sólo las células en el electrodo de demostrar una captación de PI (Figura 1B). Un ensayo realizado en vivo después de la electroporación se utilizó para evaluar la viabilidad de las células (Figura 1A). La eficiencia de la electroporación y la viabilidad celular para el ejemplo mostrado en la Figura 1 son 81,8% y 96,1% respectivamente. Alta viabilidad celular y la eficiencia de la electroporación se puede lograr mediante la optimización de los parámetros del pulso de electroporación. Sitio específico de la transfección de células HeLa con ARNsi marcado fluorescentemente y para un pulso de electroporación optimizado (8 V, 1 ms) se muestra en la Figura 2. La eficiencia de la electroporación para el siRNA en V 8 mseg, 1 se encontró que era 74,4 ± 16,0% yla viabilidad celular se encontró que era 87,9 ± 8,4% (todos los datos representados como media ± desviación estándar, n = 5). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4415/4415fig1.jpg" /> Figura 1. Específica de sitio de entrega de PI en células HeLa en un electrodo m 200 (6 V, 5 mseg). A) calcien ensayo basado en directo interpretada 2 h después de la electroporación. Células vivas se indican con fluorescencia verde. B) Red de fluorescencia demuestra la captación de PI por las células en el electrodo. C) Una imagen superpuesta de A y B. Las flechas blancas indican que las células se someten a electroporación y vivo. Las flechas negras indican que las células están muertas. El círculo blanco en A, B y C indica el contorno del electrodo. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4415/4415fig2.jpg" /> Figura 2. Transfección de células HeLa con scrambl marcado fluorescentementee secuencia de siRNA. A) Imagen de células HeLa en un electrodo 100 micras transfectadas con siRNA Alexa 488 marcado (8 V, 1 mseg). B) Imagen de núcleos de células teñidas con DAPI. El círculo blanco marca el borde del electrodo.

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

En este artículo de vídeo que demuestran el uso de MEA para sitio específico de la transfección de células HeLa con revueltos secuencia de siRNA. Una de las ventajas de esta tecnología es su aplicabilidad a diferentes líneas celulares, incluyendo líneas celulares primarias. Nuestro laboratorio ha demostrado previamente la utilización de esta tecnología específica de sitio primario de la transfección de cultivo neuronal de hipocampo de rata E18 días de edad y células NIH-3T3 con revueltos secuencias de siRNA y GFP plásmi...

<table border="1"><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> Medios de comunicación celulares: Advanced MEM L-glutamina 200 mM Penicilina / Estreptomicina El suero fetal bovino </td><td> Gibco / Invitrogen Himedia Laboratorios / VWR Lonza Group Ltd. Gibco / Invitrogen </td><td> 12492-013 95057-448 09-757F 16000-044 </td><td> Celular medios composición: 2% de FBS, Pennstrep 2% de L-glutamina y 2% en Advance MEM </td></tr><tr><td> Tripsina EDTA </td><td> Mediatech, Inc. </td><td> 25-053-CL </td><td></td></tr><tr><td> PBS </td><td> Mediatech, Inc. </td><td> 21-040 CV- </td><td></td></tr><tr><td> Alexa 488 y rodamina etiquetados revueltos SEQUcia siRNA </td><td> Qiagen, Inc. </td><td> 1027292 </td><td></td></tr><tr><td> La electroporación búfer </td><td> Biorad Laboratories </td><td> 165-2677 </td><td></td></tr><tr><td> Generador de forma de onda </td><td> Pragmático </td><td> 2414a </td><td> Cualquier forma de onda / generador de impulsos que puede entregar los pulsos deseado puede ser utilizado. </td></tr></table>

alta eficiencia, específica del sitio la transfección de células adherentes con sirna uso de arrays de microelectrodos (mea)

High efficiency, Site-specific Transfection of Adherent Cells with siRNA Using Microelectrode Arrays (MEA)

El descubrimiento de la vía de RNAi en eucariotas y el posterior desarrollo de los agentes de ARNi, como siRNA y shRNA, han logrado un método potente para el silenciamiento de genes específicos de 1-8 para la genómica funcional y la terapéutica. Un reto importante involucrado en estudios basados ​​en RNAi es el suministro de agentes de ARNi a células diana. Tradicionales técnicas no víricas de envío, tales como electroporación grandes cantidades y métodos químicos de transfección a menudo carecen del control necesario espacial sobre la entrega y proporcionar eficiencias de transfección 9-12 pobres. Los recientes avances en los métodos de transfección químicas tales como lípidos catiónicos, polímeros catiónicos y nanopartículas han dado lugar a eficiencias de transfección muy mejoradas 13. Sin embargo, estas técnicas aún no ofrecen un control preciso espacial sobre la entrega que se pueden beneficiar inmensamente miniaturizado tecnologías de alto rendimiento, estudios de células individuales y la investigación de las interacciones célula-célula. nt &quot;&gt; avances tecnológicos recientes en la administración génica han permitido alto rendimiento de transfección de células adherentes 14-23, una mayoría de los cuales utilizan electroporación microescala. electroporación Microscale ofrece espacio-temporal preciso control sobre la entrega (hasta células individuales) y se ha demostrado para lograr altas eficiencias de 19, 24-26. Además, los enfoques basados ​​en la electroporación no requieren un prolongado período de incubación (típicamente de 4 horas) con complejos de DNA y siRNA como sea necesario en los métodos químicos de transfección basados ​​en y conducir a la introducción directa de ADN desnudo y siRNA moléculas en el citoplasma de la célula. Como consecuencia la expresión génica se puede lograr tan pronto como seis horas después de la transfección 27. Nuestro laboratorio ha demostrado previamente la utilización de matrices de microelectrodos (MEA) para sitio específico de transfección en cultivos celulares de mamíferos adherentes 17-19. En el enfoque basado en MEA, entrega de carga genética se logra a través de micro-escala localizada electroporatien las células. Una aplicación de pulsos eléctricos a los electrodos seleccionados genera el campo eléctrico local que conduce a la electroporación de células presentes en la región de los electrodos estimulados. El control independiente de los microelectrodos proporciona un control espacial y temporal sobre la transfección y también permite múltiples experimentos de transfección basados ​​en que se realizará en el mismo cultivo aumentando la producción experimental y la reducción de la cultura a la cultura variabilidad. Aquí se describe la configuración experimental y el protocolo para la transfección selectiva de adherentes células HeLa con un siRNA secuencia de marcado con fluorescencia codificado utilizando electroporación. El mismo protocolo también puede ser utilizado para la transfección de vectores de plásmido. Además, el protocolo aquí descrito puede extenderse fácilmente a una variedad de líneas celulares de mamíferos, con modificaciones menores. Disponibilidad comercial de los acuerdos ambientales multilaterales con modelos de electrodos tanto predefinidos y personalizados que este t técnica accesibleo La mayoría de los laboratorios de investigación con equipo básico de cultivo celular.

El artículo detalla el protocolo específico de sitio de la transfección de revueltos secuencia de siRNA en un cultivo de células adherentes de mamíferos usando una matriz de microelectrodos (MEA).

Alta eficiencia, específica del sitio La transfección de células adherentes con siRNA uso de arrays de microelectrodos (MEA)

El descubrimiento de la vía de ARNi en eucariotas y el posterior desarrollo de agentes de ARNi, como el siARNi y el shARNi, han proporcionado un método potente para...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en lograr una transfección específica en un sitio determinado en células adherentes. Esto se consigue cultivando una monocapa de células sobre una matriz de microelectrodos. Como segundo paso, la aplicación de un impulso eléctrico a electrodos seleccionados provoca la electropermeabilización de las células diana adheridas encima de los electrodos.Esto conduce a la formación de poros en la membrana celular que permiten la entrada de moléculas exógenas en la célula. Las células diana pueden luego analizarse para detectar el fenotipo resultante mediante un ensayo adecuado. La técnica de transfección a microescala que describimos aquí presenta varias ventajas clave frente a las técnicas convencionales de transfección, como la electrotransferencia masiva o la transfección química.A, nos permite lograr un control espacial exquisito sobre el proceso de transfección y nos ayuda a transfectar células individuales o grupos de células con alta eficiencia, incluso en líneas celulares difíciles de transfectar. B, es un enfoque que se puede ampliar fácilmente y que nos permite realizar ensayos moleculares de alto rendimiento. Una de las ventajas clave del uso de un área de microelectrodo para la transfección sitio-específica es que permite la evaluación funcional simultánea de células diana, como la electrofisiología cuantitativa y los cambios morfológicos.Para comenzar el procedimiento, esterilice el MEA en un autoclave, luego transfiera el MEA del autoclave a una cabina de flujo laminar y colóquelo en una placa de Petri estéril de poliestireno estándar antes de sembrar las células en el MEA. Esterilice la cabina de flujo laminar encendiendo la luz UV durante 20 minutos. Si el MEA es sensible a la luz UV, cubra la placa de Petri que contiene el MEA con papel de aluminio estéril mientras la cabina esté bajo iluminación UV. A continuación, trate la superficie del MEA con 10 microgramos por mililitro de fibronectina durante una a dos horas para las células helo.Realice un lavado con agua desionizada y deje secar al aire el MEA en la cabina de flujo laminar. Después de eso, recolecte las células de una línea celular en crecimiento de células mamíferas adherentes utilizando tripsina ETTA y suspenda en una concentración de 100 a 200 células por microlitro en un mililitro de medio celular para siembra. A continuación, coloque una gota de 20 a 30 microlitros de medio con células sobre el MEA.Asegúrese de que sea lo suficientemente grande como para cubrir todos los electrodos en la matriz de electrodos multicanal (MEA). Posteriormente, transfiera la placa de Petri con la MEA a una incubadora humectada a 37 grados Celsius y 5% de dióxido de carbono. De dos a cuatro horas.Después de sembrar las células, transfiera la placa de Petri con la MEA desde el incubador hasta la cabina de flujo laminar. A continuación, agregue suavemente de 400 a 500 microlitros de medio precalentado a 37 grados Celsius a la cavidad de la MEA; luego verifique bajo el microscopio para asegurarse de que las células aún estén adheridas y distribuidas uniformemente sobre la superficie de la MEA. Posteriormente, regrese la MEA al incubador. De ocho a doce horas después de sembrar las células, realice de uno a dos lavados con PBS para eliminar cualquier célula muerta.En un experimento típico, las células generalmente están listas para la transfección entre 24 y 48 horas después del siembra. Para mantener la consistencia en las eficiencias de electrotransferencia, se recomienda esperar hasta que el cultivo esté cerca de la confluencia antes de la electrotransferencia. Con el fin de lograr una transfección de sarna altamente eficiente, es necesario determinar primero los parámetros óptimos de impulso de voltaje para electrotransferencia para una MEA determinada.Aquí describimos una secuencia de pasos experimentales que incluye el uso de yoduro de propidio para determinar los parámetros óptimos de electrotransferencia antes de realizar la electrotransferencia. Prepare una solución de 300 a 500 microlitros de 30 microgramos por mililitro de PI en tampón de electrotransferencia frío con hielo, y 400 microlitros de una solución de calcio AM cuatro micromolar en PBS. Luego, transfiera la MEA del incubador a la cabina de flujo laminar.Retire el medio celular de la MEA y realice un lavado con PBS. A continuación, agregue de 300 a 500 microlitros del tampón de electroforesis frío con pi. Luego, coloque un espaciador de un milímetro de altura en la MEA.Bueno, es extremadamente importante asegurarse de que no toque las células en el centro de la MEA. Posteriormente, conecte la MEA con el interconector eléctrico y seleccione los electrodos deseados para la electropermeabilización. A continuación, aplique los pulsos eléctricos con la amplitud y duración deseadas a los electrodos seleccionados para la etapa de electropermeabilización.Baje el cátodo de acero cubierto con papel de aluminio en el pocillo de la MEA hasta que haga contacto con el espaciador de un milímetro. Inmediatamente después, aplique pulsos eléctricos a los electrodos seleccionados. A continuación, repita el paso con un conjunto diferente de electrodos según el diseño experimental.En nuestros experimentos con células helo, observamos que un solo pulso de voltaje con una amplitud de tres voltios a nueve voltios y una duración de un milisegundo a 10 milisegundos, con un electrodo del tamaño de 100 micrómetros, provocó una electropermeabilización exitosa con mínima muerte celular. Inmediatamente después de aplicar los pulsos de voltaje, transfiera la MEA al incubador durante cinco minutos.Después de un período de incubación de cinco a 10 minutos, retire suavemente el espaciador de la MEA. Luego elimine el 75 % del tampón de electroforesis del pocillo de la MEA y reemplácelo por medio celular tibio. A continuación, transfiera la MEA de vuelta al incubador.Después de un período de incubación de dos a cuatro horas, reemplace el medio celular en el pozo de la MEA con 300 a 500 microlitros de una solución de calcio AM de cuatro micromoles en PBS. Devuelva la MEA al incubador durante otros 30 minutos tras la incubación de las células con calcio AM. Reemplace el calcio AM en el pozo con PBS tras un paso de lavado, luego obtenga las imágenes fluorescentes de las células utilizando un microscopio óptico con filtros para pi.La absorción de PI debido a la electropermeabilización provoca que las células fluoreszcan en rojo, y el calcio am provoca que las células que están vivas fluoreszcan en verde. La viabilidad celular para cada electrodo puede estimarse mediante esta ecuación, y la eficiencia de electropermeabilización para cada electrodo puede estimarse mediante esta ecuación. Una vez determinados los parámetros óptimos de electropermeabilización, pueden utilizarse para la administración específica en un sitio de una molécula a, y el procedimiento de electropermeabilización para moléculas de siRNA es el mismo que el procedimiento de electropermeabilización para pi.Se muestra aquí la administración específica en el sitio de yoduro de propidio en células helo mediante un electrodo de 200 micrómetros. Se realizó el ensayo de viabilidad basado en calcio dos horas después de la electrotransferencia. Las células viables se indican mediante fluorescencia verde aquí, y la fluorescencia roja demuestra la absorción de PI por las células en el electrodo.Aquí se muestra la imagen superpuesta. Estas células están electroporadas y vivas, mientras que estas células están muertas. Esta figura muestra la transfección de irna marcada con rumina en un electrodo de 200 micrómetros de diámetro, y esta figura muestra la transfección de células HeLa con irna marcada con Alexa 488 en un electrodo de 00 micrómetros de diámetro.Las flechas blancas indican las células transfectadas con irna, mientras que las flechas negras indican las células muertas. La técnica que hemos demostrado aquí puede ampliarse a diferentes líneas celulares, incluidas las líneas celulares primarias de difícil transfección, y para transfectarlas con moléculas más grandes, como plásmidos y proteínas.

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Aquí se utiliza una biblioteca esiRNA humanos en una pantalla de alto rendimiento de los genes implicados en la división celular. Demostramos cómo configurar y llevar a cabo una esiRNA pantallas, así como la forma de analizar y validar los resultados.

MISIÓN esiRNA sobre el cribado del ARNi en células de mamífero

Este protocolo proporciona la información necesaria para la creación, el cuidado, la grabación de la estimulación eléctrica de las culturas y en los acuerdos ambientales multilaterales.

Cómo Cultura, Registro y estimular las redes neuronales en matrices de micro-electrodos (MEA)

Estrategia de transfección optimizados para la expresión y el registro electrofisiológico de los canales iónicos recombinantes del voltaje en las células HEK-293T

El retículo endoplasmático juega un papel clave en la biogénesis de proteínas y en la homeostasis del calcio. Hemos establecido un sistema experimental que nos permite abordar el papel de los canales de Ca2 + de fugas y para caracterizar sus mecanismos de regulación putativo. Este sistema consiste en el silenciamiento de genes mediada por siRNA y de células vivas imágenes de Ca2 +.

Imágenes en vivo del calcio celular combinado con el silenciamiento de genes mediada por siRNA Identifica Ca 2 + Canales de fugas en la membrana del ER y sus mecanismos de regulación

El video demuestra cómo usar una matriz de microelectrodos (MEA) para registrar la actividad electrofisiológica de las neuronas derivadas de células madre pluripotentes inducidas humanas (hiPSCs). Se registra la actividad electrofisiológica de un MEA multipocillo que contiene un cocultivo neurona-astrocito para detectar potenciales de acción de múltiples neuronas en la red, lo que confirma la diferenciación exitosa de las hiPSC en neuronas.

Medición de la actividad electrofisiológica de las redes neuronales mediante matrices de microelectrodos

Describimos un método para experimentos de agotamiento-rescate que preserva la integridad celular y la homeostasis de las proteínas. La adenofección permite análisis funcionales de proteínas dentro de procesos biológicos que se basan en dinámicas basadas en actina finamente ajustadas, como la división celular mitótica y la miogénesis, a nivel de una sola célula.

Adenofection: Un método para estudiar el papel de las chaperonas moleculares en Morfodinámica celular mediante experimentos de reducción-Rescate

Este protocolo pretende demostrar cómo combinar arreglos de microelectrodos en vitro con dispositivos microfluídicos para estudiar la transmisión del potencial de acción en cultivos neuronales. Análisis de los datos, es decir, la detección y caracterización de propagar potenciales de acción, es realizada con un nuevo avanzado, pero fácil de usar y libremente disponible, herramienta computacional.

Microfluídica de entretela con arreglos de microelectrodos para el estudio de la comunicación Neuronal y Axonal señal propagación

Este protocolo describe la transfección de plásmido de alto rendimiento de células de mamíferos en una placa de 384 pocillos utilizando tecnología de eyección de gotas acústicas. La dispensación y multiplexación de ADN, que consume mucho tiempo y propensa a errores, pero también la dosificación del reactivo de transfección, son impulsadas por software y realizadas por un dispositivo de nanodispensador. Las células son sembradas en estos pozos precargados.

Multiplexación y transfección de plasmión de ADN de alto rendimiento mediante tecnología de nanodispensación acústica

Este protocolo tiene como objetivo describir una nueva metodología para medir la velocidad de disparo cardíaco intrínseca utilizando el registro de la matriz de microelectrodos de todo el tejido del ganglio sinoauricular para identificar defectos de marcapasos en ratones. Los agentes farmacológicos también se pueden introducir en este método para estudiar sus efectos sobre el marcapasos intrínseco.

Registro de la matriz de microelectrodos de la tasa de disparo del nódulo sinoauricular para identificar defectos intrínsecos de marcapasos cardíacos en ratones

La combinación de poración láser y matrices de microelectrodos (MEA) permite registros similares al potencial de acción de cardiomiocitos primarios y derivados de células madre cultivados. La forma de onda proporciona una visión superior del modo de acción de los compuestos de prueba que las grabaciones estándar. Vincula patch-clamp y lectura MEA para optimizar aún más la investigación de seguridad cardiovascular en el futuro.

Mediciones similares a un potencial de acción inducida por láser de cardiomiocitos en matrices de microelectrodos para una mayor predictividad de la farmacología de seguridad

Aprende la transfección específica del sitio en células adherentes usando electroporación con matrices de microelectrodos. Este método permite introducir siRNA con alta eficiencia y control espacial preciso para estudios de biología celular.

Alta eficiencia, específica del sitio La transfección de células adherentes con siRNA uso de arrays de microelectrodos (MEA)

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