Name: Imágenes de Apoptotic Liquidación de células vivas durante Drosophila Embriogénesis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 59 s
Description: Aprende a visualizar la eliminación de células apoptóticas en vivo durante la embriogénesis de Drosophila mediante microscopía confocal de fluorescencia. Este método permite estudiar la dinámica de la fagocitosis en tiempo real.

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Este trabajo fue apoyado por una Marie Curie Reintegración Grant (IRG249084). Damos las gracias a todos los miembros del laboratorio Kurant.

Para seguir la dinámica de la liquidación de apoptosis de células in vivo dos poblaciones de células deberá contener: los fagocitos y las células apoptóticas. Con motivo de las poblaciones de células fagocíticas que utilizamos una línea de Drosophila que contiene el marcador simular cytGFP, que las etiquetas de las células fagocíticas exclusivamente en el embrión: macrófagos, células gliales y ectodermo 8. Se pueden utilizar diferentes marcadores de las células fagocíticas, incluidas las líneas que contienen un controlador Gal4 hemocyte específico (CRQ-Gal4) o células gliales específicos Gal4 conductor (repo-Gal4) y un reportero fluorescente codificada genéticamente bajo control UAS (UAS-GFP). Para controlar las células apoptóticas durante el despacho celular apoptótica usamos diferentes apoptosis / marcadores fagocitosis. Anexina V (Molecular Probes) sirve como un marcador temprano de células apoptóticas 10; Phiphilux (OncoImmunin) es un sustrato fluorogénico de caspasa-3, que se utiliza como una apoptosis más tardesis marcador, y LysoTracker (Molecular Probes) funciona como un marcador fagosoma. Se inyecta estos reactivos utilizando el sistema de microinyección PicoPump PV 820. 1. Preparándose <ol><li> Pegamento Heptano: Desenrolle la cinta de doble cara y poner todo lo que puede en un vial de centelleo, se llenan de heptano, cerrar el vial con Parafilm y rock durante 24 horas. Añadir heptano si el pegamento es demasiado grueso. </li><li> Permitimos que las moscas ponen en una uva precalentado jugo de la placa de agar + levadura pegue durante 2 horas y, a continuación, transferir la placa a 25 ° C durante 10-12 horas (depende de la etapa deseada) antes de la microinyección y el tiempo de grabación de lapso de los embriones inyectados. Recopilamos embriones de las placas de agar mantenido a 25 ° C, proporcionando de este modo embriones de la etapa 15 o 16 de desarrollo. </li><li> Preparación de la aguja: Para preparar agujas para inyección, se utiliza un &quot;instrumento Sutter &#39;extractor de agujas y filamentos de vidrio de paredes delgadas (tubo capilar FHC). La punta del capilar combinado está roton para un diámetro de 0,5-2 micras. </li><li> Cubreobjetos con pegamento: Utilizando una punta de pipeta de dispersar una gota del pegamento heptano en una línea en el centro del cubreobjetos. Deje que se seque durante unos segundos. Prepare algunas de estas cubreobjetos. </li></ol> 2. Preparación de embriones <ol><li> Recoger embriones a partir de placas de agar y transferirlos a un filtro de células (SPL Life Sciences) usando un cepillo de pintura limpio y agua corriente. El filtro se coloca sobre un vaso para recoger las aguas residuales. </li><li> Lave los embriones en el filtro de células con agua hasta eliminar toda la pasta de levadura. </li><li> Secar el exceso de agua frotando la parte exterior del filtro usando Kimwipes. </li><li> Coloque el filtro de células en una placa de Petri limpia y agregue suficiente 50% de lejía para cubrir embriones en el filtro celular. Dechorionate los embriones durante 2 min en ocasiones (2-3 veces) agitando. </li><li> Enjuague con agua exhaustivamente hasta embriones sueltas el olor a cloro. </li><li> Coloque el filtro de células en un recipiente limpioPlaca de Petri y cubrir los embriones con agua para evitar que se seque para arriba. </li><li> Antes de iniciar el ajuste de los embriones, la carga 1 l de reactivo deseado en dos agujas (a veces una aguja puede estar obstruida). Se tarda unos 5 minutos para que el líquido para llegar a la punta de la aguja. </li><li> Corte un pedazo rectangular de agar jugo de uva y colocarlo en un portaobjetos de microscopio. Transferencia de embriones dechorionated de la placa de Petri con la pieza agar usando un pincel limpio. </li><li> Bajo un microscopio de disección fluorescente seleccionar adecuadamente por etapas embriones que expresan el marcador GFP usando un cepillo de pintura húmeda y colocar cada embrión cerca del borde de la pieza de agar en una fila uno tras otro (Figura 1A). Los embriones se colocan con su lado ventral hacia arriba para la fagocitosis de imágenes por la glía en el sistema nervioso central (SNC). </li><li> Establecer unos 10 embriones en una fila. </li><li> Fije los embriones a un cubreobjetos recubierto en el centro con una tira de la cola heptano (Figura 1B, C </strong&gt;). </li><li> Coloque el cubreobjetos en la cámara de deshidratación durante aproximadamente 5 min (esto depende de la humedad de la habitación y la cantidad a inyectar). </li><li> Después de secar a cubrir los embriones con aceite de halocarbonos 700 (Sigma) para evitar una mayor deshidratación. </li><li> Coloque el cubreobjetos sobre un portaobjetos de microscopio con los embriones hacia arriba. Usted puede poner una gota de agua en la diapositiva para evitar que se mueva del cubreobjetos. Los embriones están listos para la inyección. Ubicación de inyección es típicamente en el lado lateral en el centro del embrión. </li></ol> 3. Inyección de Embriones <ol><li> Coloque la aguja a un micromanipulador. </li><li> Para romper la punta de la aguja puso el borde del cubreobjetos en el campo de visión y ajustar la aguja en el mismo plano focal. Muy mueva con cuidado el cubreobjetos hasta que llega a la punta de la aguja y la rompe. </li><li> Centrándose en los embriones, colocar la aguja en el aceite y asegúrese de obtener una gota de líquido de la aguja. Esto significa que la punta de la aguja ha sidoroto también. </li><li> Sin tocar el soporte de la aguja mover el embrión en la aguja e inyectar una gota en el embrión. Mueva el embrión de distancia y proceder a la siguiente hasta que se inyectan todos los embriones. </li></ol> 4. Imágenes Nos la imagen de los embriones en un microscopio confocal invertido con un objetivo de 40X o 100X. Buscamos un embrión bien situada, el SNC en el medio, que muestra una fuerte expresión GFP y un buen etiquetado de las células apoptóticas después de la inyección. Por tiempo de grabación de lapso de embriones vivos que solemos elegir 5 o 6 rebanadas confocal (2 micras de espesor cada una). Después, se hace una proyección de 3 rebanadas (6 m de espesor) con el fin de observar las células enteras. Utilizamos marcadores de apoptosis, que son estables y no blanquear fácilmente. Para evitar GFP blanqueo hacemos grabaciones en intervalos de 60 segundos. En algunos casos, los embriones pueden comenzar a rodardurante el tiempo de grabación de vídeo. Por lo tanto, damos un vistazo de vez en cuando en el registro con el fin de parar y empezar de nuevo si es necesario.

<ol><li>Kinchen, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+to+die+for%3A+signaling+to+apoptotic+cell+removal+in+worm%2C+fly+and+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Apoptosis%22%5BJournal%5D)">A model to die for: signaling to apoptotic cell removal in worm, fly and mouse.</a> Apoptosis. 15, 998-1006 (2010).</li>
<li>Kinchen, J. M., Ravichandran, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagosome+maturation%3A+going+through+the+acid+test%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Mol.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Phagosome maturation: going through the acid test.</a> Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 9, 781-795 (2008).</li>
<li>Kinchen, J. M., Ravichandran, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytic+signaling%3A+you+can+touch%2C+but+you+can%27t+eat%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phagocytic signaling: you can touch, but you can't eat.</a> Curr. Biol. 18, 521-524 (2008).</li>
<li>Stuart, L. M., Ezekowitz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytosis%3A+elegant+complexity%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Phagocytosis: elegant complexity.</a> Immunity. 22, 539-550 (2005).</li>
<li>Lauber, K., Blumenthal, S. G., Waibel, M., Wesselborg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clearance+of+apoptotic+cells%3A+getting+rid+of+the+corpses%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell%22%5BJournal%5D)">Clearance of apoptotic cells: getting rid of the corpses.</a> Mol. Cell. 14, 277-287 (2004).</li>
<li>Henson, P. M., Hume, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Apoptotic+cell+removal+in+development+and+tissue+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Immunol%22%5BJournal%5D)">Apoptotic cell removal in development and tissue homeostasis.</a> Trends Immunol. 27, 244-250 (2006).</li>
<li>Kurant, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Keeping+the+CNS+clear%3A+glial+phagocytic+functions+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Keeping the CNS clear: glial phagocytic functions in Drosophila.</a> Glia. 59, 1304-1311 (2011).</li>
<li>Kurant, E., Axelrod, S., Leaman, D., Gaul, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Six-microns-under+acts+upstream+of+Draper+in+the+glial+phagocytosis+of+apoptotic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Six-microns-under acts upstream of Draper in the glial phagocytosis of apoptotic neurons.</a> Cell. 133, 498-509 (2008).</li>
<li>Mergliano, J., Minden, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caspase-independent+cell+engulfment+mirrors+cell+death+pattern+in+Drosophila+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Caspase-independent cell engulfment mirrors cell death pattern in Drosophila embryos.</a> Development. 130, 5779-5789 (2003).</li>
<li>van den Eijnde, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+surface+exposure+of+phosphatidylserine+during+apoptosis+is+phylogenetically+conserved%5BTitle%5D)+AND+%22Apoptosis%22%5BJournal%5D)">Cell surface exposure of phosphatidylserine during apoptosis is phylogenetically conserved.</a> Apoptosis. 3, 9-16 (1998).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Aclaramiento celular apoptótica es una última etapa crítica de la apoptosis, la cual es altamente dinámico. Por lo tanto los estudios en tiempo real del proceso son de suma importancia. Aquí se describe un protocolo que permite la supervisión del despacho de células apoptóticas en el desarrollo de embriones de Drosophila vivir. En este procedimiento, dos poblaciones de células deben marcarse mediante marcadores específicos: las células apoptóticas y los fagocitos. El reportero simular cytGFP es adecuad...

La eliminación adecuada de las células no deseadas o aberrante a través de la apoptosis y la subsiguiente fagocitosis es crucial para el desarrollo embrionario, así como para la homeostasis del tejido en el adulto. La fagocitosis de las células apoptóticas o el aclaramiento celular por apoptosis es un proceso muy dinámico que se desarrolla en cuatro etapas: (1) la contratación de los fagocitos a la célula apoptótica (&quot;find-me»), (2) el reconocimiento de la célula como un objetivo para la fagocitosis ( &quot;comer-me &#39;) y (3) inmersión, seguido de (4) la maduración del fagosoma y la degradación de la partícula apoptosis 1-5. Hay dos tipos de fagocitos: macrófagos &quot;profesionales&quot; y las células dendríticas inmaduras, y el &quot;no profesionales&quot; células de tejidos vecinos residentes, que son cruciales para la remoción de células apoptóticas durante el desarrollo metazoos 6,7. En el desarrollo de Drosophila, la eliminación de células superfluas a través de la apoptosis se produce en tres mfases Ain, por primera vez en la segunda mitad de embriones tarde, entonces a mediados de pupa, y de nuevo a principios del adulto. Durante la embriogénesis partículas apoptóticas son eliminados por los fagocitos &quot;profesionales&quot;, los macrófagos y por ectodermo y glia 8,9 «no profesional». En nuestro trabajo anterior hemos identificado un receptor fagocítico, seis micras-bajo (SIMU), que se expresa exclusivamente en las células fagocíticas durante la embriogénesis. Utilizando el promotor simulación que generó un marcador específico de las poblaciones de células fagocíticas (simu-cytGFP) lo que nos permite monitorear los macrófagos, ectodermo y glia simultáneamente en un concierto embrión en desarrollo 8. Además, mediante el uso de marcadores específicos para células apoptóticas en diferentes etapas de la apoptosis, somos capaces de seguir la dinámica de aclaramiento celular apoptótica in vivo.

<table><tbody><tr><td colspan="4"><reactivo>fuerte</fuerte></td></tr><tr><td>Anexina V </td><td>Sondas</td><td>A35108</td><td></td></tr><tr><td>PhiPhiLux G2D2</td><td>OncoImmunin</td><td>A304R2G-5</td><td></td></tr><tr><td>LysoTracker</td><td>Sondas moleculares</td><td>L-7528</td><td></td></tr><tr><td>Aceite de halocarbono 700</td><td>Sigma</td><td>H8898</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Material</td></tr><tr><td>Tubo capilar</td><td>FHC</td><td>30-30-0</td><td></td></tr><tr><td>Filtro de celdas</td><td>SPL</td><td>93100</td><td></td></tr><tr><td>Pincel</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

imágenes de apoptotic liquidación de células vivas durante<em&gt; drosophila</em&gt; embriogénesis

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

La eliminación adecuada de las células no deseadas o aberrantes mediante apoptosis y la posterior fagocitosis (aclaramiento de las células apoptóticas) es crucial para el desarrollo normal en todos los organismos metazoos. Aclaramiento celular apoptótica es un proceso muy dinámico íntimamente asociada con la muerte celular, las células apoptóticas unengulfed apenas se observan in vivo en condiciones normales. Con el fin de entender los diferentes pasos de aclaramiento celular apoptótica y de comparar los fagocitos &quot;profesionales&quot; - macrófagos y las células dendríticas a &#39;no profesional&#39; - células vecinas tejido residentes, en vivo de imágenes en vivo del proceso es extremadamente valiosa. Aquí se describe un protocolo para el estudio de aclaramiento celular por apoptosis en embriones de Drosophila vivas. Para seguir la dinámica de los diferentes pasos en la fagocitosis que utilizamos marcadores específicos de células apoptóticas y los fagocitos. Además, podemos controlar dos sistemas de fagocitos en paralelo: los macrófagos &quot;profesionales&quot; y &quot;semi-profeglía ssional &#39;en el sistema nervioso central en desarrollo (SNC). El método descrito aquí utiliza el embrión de Drosophila como un excelente modelo para estudios en tiempo real de despacho de las células apoptóticas.

Marcos representativos de una película en la que las células apoptóticas se etiquetan con Anexina V, y glía, ectodermo y los macrófagos se marcaron con simula-cytGFP se muestran en la Figura 2. Cada cuadro es una proyección de 3 rebanadas de 2 micras cada una. El embrión de la etapa 15 está colocada adecuadamente mostrando el SNC de embriones en el medio con glía bien marcado (g). Los macrófagos (m), en su mayoría fuera del SNC, muestran una fuerte expresión GFP cit...

Aquí se describe un método eficaz para estudiar la dinámica de aclaramiento celular apoptótica<em&gt; In vivo</em&gt;. Este método emplea vivir<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriones como un poderoso modelo para el monitoreo fagocitosis de las células apoptóticas mediante un etiquetado específico de las células apoptóticas y los fagocitos.

Imágenes de Apoptotic Liquidación de células vivas durante<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriogénesis

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

El objetivo general de este procedimiento es seguir la dinámica de la eliminación de células apoptóticas en el embrión de drosófila. Esto se logra mediante moscas transgénicas que contienen un marcador GFP citoplasmático, el cual etiqueta las poblaciones de células fagocíticas. Los embriones marcados con GFP Simio se recolectan, lavan y recubren. A continuación, los embriones se posicionan para la inyección, seguido del monitoreo del sistema nervioso central (SNC).El tercer paso consiste en la marcación de las células apoptóticas mediante la inyección de embriones con marcadores específicos de fagocitosis de apoptosis, como una X en cinco, siendo el paso final realizar grabaciones de lapsos de tiempo del SNC embrionario utilizando microscopía confocal. En última instancia, los resultados pueden mostrar la localización y el comportamiento de las células apoptóticas y los fagocitos durante diferentes etapas de la eliminación de células apoptóticas mediante microscopía confocal de fluorescencia. La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la inmunohistoquímica en embriones fijados es que podemos seguir la dinámica de la eliminación de células apoptóticas.La eliminación de células apoptóticas es un proceso altamente dinámico que comprende diversas etapas. Esta técnica nos permite seguir las diferentes etapas utilizando marcadores específicos para células apoptóticas y fagocitos. El protocolo comienza con la elaboración de un adhesivo a partir de reactivos convencionales: desenrolle una cinta adhesiva de doble cara, luego enróllela nuevamente para que quepa en un vial de centelleo.Llene el vial con heptano y séllelo con parafina. Luego, sujete el vial a un agitador rotatorio y agítelo suavemente durante 24 horas. A temperatura ambiente, al día siguiente, el adhesivo preparado se transfiere a un nuevo vial.Utilice una pipeta de vidrio PE para transferir el pegamento preparado a un portaobjetos nuevo. Una vez preparado, use una punta de pipeta para aplicar el pegamento sobre las laminillas. Dispersa una gota de pegamento de heptano en forma de línea a lo largo del centro de la laminilla.Deje que el pegamento se seque durante unos segundos. Las laminillas pueden almacenarse luego a temperatura ambiente en una caja cerrada durante hasta un mes después de anestesiar las moscas con dióxido de carbono. Agrupe alrededor de 400 moscas en un recipiente de recolección con una placa de jugo de uva calentada, colocada a 25 grados Celsius durante dos horas. Recoja la placa de puesta de jugo de uva y cubra el recipiente con una placa nueva para mantener a las moscas en buen estado.La placa recolectada contiene embriones de cero a dos horas de edad. Devuelva la placa de puesta con jugo de uva que contiene los embriones a un incubador a 25 grados Celsius hasta que alcancen el punto temporal de desarrollo deseado. En este ejemplo, los embriones se incuban entre 10 y 12 horas, de modo que desarrollen hasta la etapa 15 o 16 tras haberse desarrollado.Utilice agua del grifo y un pincel limpio para transferir los embriones desde la placa a un filtro celular. Mantenga el filtro sobre un recipiente para que cualquier embrión que se derrame pueda recuperarse. Enjuague los embriones recolectados hasta eliminar completamente la pasta de levadura.Luego, seque el exceso de agua limpiando el exterior del colador. Coloque el colador celular en una placa de Petri limpia para eliminar completamente la corión. Añada lejía al 50% para cubrir los embriones en el colador celular y espere dos minutos, agitándolos dos o tres veces.A continuación, enjuague los embriones hasta que ya no huelan a lejía. Coloque los embriones en el recipiente celular en una placa de Petri limpia y cúbralos con agua para evitar que se sequen. Para inyectar los embriones.Prepare con antelación agujas de inyección utilizando un tirador de agujas y filamentos de vidrio de pared delgada. Cargue un microlitro del reactivo deseado en dos agujas, utilizando una de ellas como respaldo. Un marcador estable que no se decolore fácilmente, como una X en cinco, constituye un buen reactivo.Ahora coloque un trozo rectangular de agar de jugo de uva sobre un microscopio. Deslice y transfiera los embriones desde el colador al agar. Utilizando un pincel limpio bajo un microscopio estereoscópico fluorescente, seleccione embriones con la etapa adecuada para inyección utilizando el marcador GFP.Con un pincel húmedo, coloque los embriones seleccionados en una fila de 10 con sus lados ventrales hacia arriba. Coloque la fila en el borde del bloque de agro. Se puede observar GFP en el sistema nervioso central del embrión.Ahora fije los embriones a un cubreobjetos con una tira de pegamento de heptano. La posición correcta de los embriones es muy importante para el éxito de la inyección. Tómese su tiempo y asegúrese de que los embriones estén alineados con precisión en la orientación adecuada.A continuación, coloque el cubreobjetos en la cámara de deshidratación durante aproximadamente cinco minutos. Después de secar los embriones, cúbralos con aceite de carbono Hello 700 para evitar una deshidratación adicional. Por último, coloque una gota de agua sobre un portaobjetos de microscopio.Luego, coloque el labio de la cubierta con los embriones hacia arriba sobre el portaobjetos húmedo. Los embriones ya están listos para la inyección. Comience conectando una aguja a un micromanipulador y a la bomba pico.La bomba controla la cantidad de líquido inyectado al impulsar nitrógeno hacia la aguja. Un pedal controla la expulsión regulada del nitrógeno bajo el microscopio. Enfóquese en la punta de la aguja y colóquela cerca del borde de la cubreobjetos, con la punta de la aguja y la cubreobjetos enfocadas con mucha precisión.Mueva el cubreobjetos hasta que toque la punta de la aguja y la rompa. El diámetro de la abertura debe ser de medio a dos micrómetros. Ahora enfoque los embriones.Lleve la aguja al aceite. Si la punta de la aguja ha sido rota correctamente, debería observarse una gota de líquido que se filtra hacia el aceite. Cuando presione el pedal sin tocar el portaagujas, mueva la platina de modo que el borde lateral del embrión sea atravesado por la aguja.Inyecte rápidamente una gota de solución en el embrión. Retire el embrión e inyecte el siguiente hasta completar los 10 embriones. Observe los embriones en un microscopio confocal invertido con un objetivo de 40 x o 100 x.Busque un embrión bien posicionado con el SNC en el centro, que muestre una fuerte expresión de GFP y marcado de células apoptóticas. Para realizar grabaciones de lapso de tiempo, seleccione cinco o seis cortes confocales para fijarlos en micrones en estas ubicaciones. Realice un escaneo cada 60 segundos, un intervalo en el que el blanqueo de GFP no debería ser un problema.Posteriormente, realice una proyección de tres cortes con un grosor de seis micrómetros para observar las células completas. En algunos casos, un embrión puede comenzar a girar durante el tiempo de grabación del video. Por lo tanto, supervise la grabación para no perder tiempo con embriones en movimiento.Un embrión en estadio 15 correctamente posicionado muestra el SNC embrionario en el centro, con glía bien etiquetada marcada por macrófagos g M, que se encuentran principalmente fuera del SNC. Expresión citoplasmática fuerte de GFP. Las células ectodérmicas E también están marcadas con GFP citoplasmático.Estos fotogramas muestran células apoptóticas marcadas con una ex en cinco y ectodermo limpio y macrófagos marcados con cite GFP. Cada fotograma es una proyección de tres cortes, y cada corte tiene un grosor de dos micrómetros. Muchas células positivas para una ex en cinco se encuentran dentro y fuera del SNC.El evento enmarcado muestra una célula glial ingiriendo una partícula apoptótica. Observe el comportamiento exploratorio de la célula glial. Toca la partícula apoptótica varias veces antes de proceder a la ingestión de la célula apoptótica tras su desarrollo.La técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la eliminación de células apoptóticas exploraran la fagocitosis de células apoptóticas durante el desarrollo. Mediante esta técnica, podemos explorar el comportamiento altamente dinámico de la eliminación de células apoptóticas.

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Investigación

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Biología

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