Name: Ensayo Preferencia luz para estudiar innata y circadiano Photobehavior Regulado de Drosophila Las larvas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 14 s
Description: Aprende a realizar un ensayo de preferencia luz-oscuridad para evaluar el fotocomportamiento innato y circadiano en larvas de Drosophila. Este método permite calcular índices de preferencia y estudiar el procesamiento sensorial.

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Agradecemos a nuestros colegas en el Departamento de Biología de la Universidad de Friburgo para un debate fructífero. Damos las gracias a la existencia de Centro Bloomington de proporcionar las poblaciones de moscas. Este trabajo fue financiado por la Fundación Nacional de Ciencia de Suiza (PP00P3_123339) y la Fundación Velux para SGS

1. Cría de larvas <ol><li> Mantenga volar cepas o cruces genéticos en la cultura de masas a 25 ° C en medio de harina de maíz bajo un 12 hr luz-ciclo de 12 horas de oscuridad en un fly Incubadora equipada con luz y temporizador. </li><li> Diluir el respaldo de la levadura en agua para formar una pasta fluida (10 g de levadura respaldo diluido con 3-4 ml destilada H 2 O). Añadir una gota de la comida de harina de maíz y cubrir los viales. Deje secar durante al menos una hora para evitar las moscas adultas se pegue a la pasta de levadura. Poner una pequeña gota de levadura diluido en agua en la superficie de la comida puede mejorar la oviposición. Alternativamente panadero pasta de levadura, ácido acético al 20% (AcOH) (Sigma Aldrich, Suiza A6283-100 ML) se puede utilizar. Para esto, moje la punta de un Q-tip en la solución y se extendió sobre la superficie del alimento harina de maíz. </li><li> Ponga moscas adultas (por lo menos cuatro días de edad, pero no más de diez días) en viales de maíz alimento comida. Ponga suficientes adultos en cada vial con el fin de obtener larvas suficiente para repetir la preferenciaprobar varias veces y permitir la comparación estadística. Para cruces genéticos, por lo general utilizamos un mínimo de 20 hembras y 10.5 hombres por cada vial, pero algunas líneas necesitamos más mujeres para obtener una progenie larval suficiente. </li><li> Permitir que los adultos a poner huevos durante 12 horas y transferirlos a nuevos viales. Los adultos pueden ser transferidos por la mañana y la noche. Por lo general, transferimos los adultos de siete a diez días, y si es necesario tomar nuevas adultos. </li><li> Mantener las colecciones de huevo se toma cada 12 horas en la incubadora y hacer crecer las larvas a los 25 ° C, el ciclo de luz-oscuridad-12-hr 12-hr y 60% de humedad. Para la prueba de componentes circadianos de comportamiento visual larvas se mueven a la oscuridad constante (DD) 48 horas después de la recolección de huevos (que corresponden a dos ciclos de luz-oscuridad). Para ello, utilice una incubadora separada sin luz, pero mantener el resto de condiciones tales como la temperatura y humedad idénticas. Asegúrese de transferir los viales a la DD incubadora justo antes del cambio a la fase oscura. Antes de trasladar los frascos a Another incubadora puso los frascos en una caja de cartón o envolver los frascos con papel de aluminio para evitar la exposición a la luz durante el traslado (el embalaje en caja de cartón o embalaje tiene que ser hecho durante la &quot;luz-en fase de&quot; antes del cambio entre las incubadoras). Evitar que los animales de cualquier exposición a la luz después de este punto y hasta el inicio de los experimentos. </li><li> Después de 4 días (84 a 108 horas de la puesta de huevos) recoger temprano L3 (larvas de alimentación) en los puntos de tiempo a ensayar (ver 4. Prueba de preferencia de la Luz, punto. 4.4.). </li></ol> 2. Configuración de la prueba <ol><li> Lleve a cabo experimentos en una habitación oscura con una temperatura y humedad constantes. </li><li> Para mantener dos cuadrantes de la placa de Petri en la oscuridad, cubra la tapa con cinta negro y papel de aluminio. Con el fin de hacerlo, marcar el centro de la circunferencia de la tapa. También marcar cuatro puntos en el borde de la tapa con 90 ° de separación entre ellos. Para hacerlo más fácil, dibuja un cuadrado de 20 cm dividido en cuatro cuadrantes de 10 cm de longitud en unhoja de papel o con la ayuda de un ordenador. Cortar 10 cm cuadrados de papel de aluminio y cinta negro (Figura 1A). Cubrimos dos cuadrantes opuestos pegando un cuadrado de papel de aluminio, como primera capa y cinta negro que lo cubre, tenga cuidado de cubrir también el borde de la tapa. En el pasado se utilizaron dos formas ligeramente diferentes de ensayos de este. Estamos aquí utilizamos el ensayo &quot;cuarto de plato&quot;, en la que la placa de Petri se divide en cuatro partes iguales 10. En el ensayo alternativo &quot;half-plate&quot; la placa de Petri se divide la mitad (la mitad expuesta a la luz, medio a oscuras) 1,7,8. Hasta hoy se ha publicado ninguna diferencia significativa entre los dos ensayos. </li><li> Pegamento una hoja de cuadrante, como la utilizada para el marcado de las tapas justo debajo de la fuente de luz sobre la mesa. Marque la circunferencia de una placa de Petri centrado en la intersección cuadrantes. Use las marcas como referencia para colocar la placa de la prueba siempre en la misma posición bajo la fuente de luz. </li><li> Instale unalámpara, ya sea una bombilla de luz blanca simple (Phillips, Softtone 5W) o una lámpara de LED (lámpara de LED, 80012 Blanco, Osram) por encima de la placa de Petri con la ayuda de un soporte de apoyo de hierro (Fisher Scientific, S47808). Ajustar la altura de una manera que la placa de prueba entera se ilumina homogéneamente. Recomendamos el uso de lámparas LED, ya que emiten longitudes de onda más específicas que las bombillas convencionales. Además LED emiten menos calor. </li><li> Ajuste la intensidad de la luz con la ayuda de un fotómetro (medidor PCE Ambiente EM882). Para lograr la intensidad de luz requerida de 350 a 760 lux, mueve la lámpara hacia arriba o hacia abajo según sea necesario. Al conectar la lámpara a una fuente de alimentación ajustable proporciona mayor flexibilidad para cambiar la intensidad sin mover la lámpara (Figura 1B). </li></ol> 3. Platos Preparación <ol><li> Hacer 200 ml de 2,5% de agar (Sigma-Aldrich, Suiza A5093-500G) con agua doble destilada (Millipore). </li><li> Coloque placas de Petri en una mesa (90 mm de diámetro;Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria) en hileras para permitir verter caliente agarosa. </li><li> Hervir la agarosa en un horno de microondas hasta que la solución es completamente transparente y fluida. Asegúrese de que la solución de líquido no contiene burbujas. PRECAUCIÓN: Transporte con cuidado a la mesa ya que la solución puede ser muy caliente! </li><li> Verter caliente de agarosa en las placas de Petri hasta que toda la superficie está cubierto homogéneamente con una capa delgada de la solución, aproximadamente dos o tres milímetros son suficientes. Ser rápido para evitar agarosa solidifica antes de recubrir todas las placas. Deje que los platos se enfríen. Almacenar las placas a temperatura ambiente y el uso de ellos sólo en el mismo día de la preparación. </li></ol> 4. Prueba de Preferencia Luz <ol><li> El trabajo en condiciones de luz roja en la sala de ensayo para evitar influencia de la luz antes de la prueba, ya Drosophila no es capaz de detectar longitudes de onda de luz roja. Utilice una bombilla de luz roja (Phillips, PFE712E * 8) montado en una lámpara para iluminar tque ponga a trabajar. </li><li> Mantenga la temperatura a través de todos los experimentos a 25 ° C. Control de temperatura ambiente por medio de un dispositivo de calefacción o de refrigeración si se requiere. </li><li> Tome un poco de comida de los viales criado durante ciclos de dos días bajo constante oscuridad (de la sección 1). Dado que las larvas son generalmente cavando en la superficie de la comida, tomar la capa superior (alrededor de 5 mm de profundidad) con ayuda de una espátula (Fisher Scientific, 14 de-373-25A). Extender la comida en el lado exterior de un plato de Petri tapa, añadir un poco de agua y mezclar suavemente con la espátula. </li><li> Recoger la alimentación de larvas L3 de la comida. Como se pondrá a prueba la preferencia la luz, elegir sólo a principios / alimentación de las larvas L3 es crucial ya que el phototaxis negativo está asegurada. Tarde / vagando larvas L3 o grande larva arrastrándose sobre la comida supuestamente ya cambiaron su photobehavior. La alimentación de las larvas L3 (fototácticas negativa) puede ser reconocido por sus espiráculos anteriores son abiertas y salían al exterior en forma de dedo. El espiráculo posteriors tienen tres aberturas cada una, y cuatro grupos de grandes pelos ramificados. Las glándulas salivales se extienden hasta el segundo segmento abdominal 11. Puesta en escena larva bajo un microscopio es conveniente mientras que no la luz blanca se debe utilizar. Una lámpara de luz roja es necesario iluminar las larvas si estadificación bajo microscopio estereoscópico se requiere antes de los experimentos. </li><li> Lávese las larvas brevemente en agua del grifo y recoger principios de amamantar larvas de tercer estadio (aún en luz roja). Antes de transferir las larvas a la placa de la prueba, tome las larvas con una brocha húmeda y absorba con cuidado el exceso de agua con una toalla de papel o papel de filtro. No seque larvas demasiado excesivamente ya que podría dañar el animal e influir en su comportamiento. </li><li> Utilizando el pincel mojado transferir cuidadosamente las larvas a las placas. Colocar un grupo de aproximadamente 30 larvas en el centro de la placa. Cubrir la placa con la tapa ya se prepara con los cuadrantes y fijar la placa bajo la fuente de luz de preparado para el experimento (véase la secciónción 2). </li><li> Encienda la lámpara de luz blanca e iniciar el temporizador. Deje que la larva se mueve libremente en la placa durante 5 min, a continuación, eliminar rápidamente la tapa y contar el número de larvas en la oscuridad y en los cuadrantes de luz. Marcar la posición de cada larva con un marcador puede facilitar el conteo. Alternativamente tomar una imagen de la placa y contar a posteriori. Las larvas que muestran preferencia la luz clara, como larvas arrastrándose en las paredes o excavando en agar debe ser considerado como preferencia neutro y sólo se incluye en el número total de larvas cuando se calcula el índice de preferencia de la luz. </li><li> Después de contar, deseche la placa con larvas y sustituirla por una nueva placa de ensayo para el siguiente experimento. Recoger las placas utilizadas en una bolsa de plástico autoclave para la manipulación y eliminación posterior. </li><li> Una vez que haya realizado un número suficiente de experimentos de un nuevo genotipo puede ser probada. 10-15 ensayos por genotipo son suficientes para el análisis. </li></ol> 5. Analysi Datas <ol><li> Para mayor comodidad transferir los datos a una hoja de datos como Excel (Microsoft) o de origen (Lab Origen) en un ordenador para su posterior análisis estadístico. Disponer en una columna el número de animales en la oscuridad, en una segunda columna el número de animales en los cuadrantes de luz y en el tercio del total de los animales en la placa (incluyendo larvas &quot;neutro&quot;). </li><li> Calcular el índice de preferencia (PREF) para la oscuridad para cada experimento usando la siguiente fórmula: PREF (oscuridad) = (número de larvas en la oscuridad - número de larvas en la luz) / número total de larvas </li><li> Comparar estadísticamente un conjunto de datos con un análisis adecuado para grupos. Aquí, utilizamos una prueba de Wilcoxon para comparar estadísticamente dos grupos. Una prueba de ANOVA con-comparación múltiple de Tukey post hoc de prueba se puede hacer, si supuesto de distribución normal se cumple en un grupo de comparación múltiple. </li><li> Hacer gráficos que muestran claramente las comparaciones entre líneas y puntos temporales a lo largo del ciclo de día. We Software origen uso (Lab Origen) para probar la significación estadística y generar gráficos adecuados, pero cualquier otro software de estadística puede ser útil. </li></ol>

<ol><li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurogenet%22%5BJournal%5D)">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> J. Neurogenet. 10, 119-135 (1995).</li>
<li>Sprecher, S. G., Pichaud, F., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+and+larval+photoreceptors+use+different+mechanisms+to+specify+the+same+Rhodopsin+fates%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Dev%22%5BJournal%5D)">Adult and larval photoreceptors use different mechanisms to specify the same Rhodopsin fates.</a> Genes Dev. 21, 2182-2195 (2007).</li>
<li>Sprecher, S. G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Switch+of+rhodopsin+expression+in+terminally+differentiated+Drosophila+sensory+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons.</a> Nature. 454, 533-537 (2008).</li>
<li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921-926 (2010).</li>
<li>Diaz, N. N., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoreceptors%3A+unconventional+ways+of+seeing%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Photoreceptors: unconventional ways of seeing.</a> Curr. Biol. 21, R25-R27 (2011).</li>
<li>Emery, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+CRY+is+a+deep+brain+circadian+photoreceptor%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor.</a> Neuron. 26, 493-504 (2000).</li>
<li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293-300 (2005).</li>
<li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> J. Neurosci. 31, 6527-6534 (2011).</li>
<li>Gong, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+Pairs+of+Neurons+in+the+Central+Brain+Control+Drosophila+Innate+Light+Preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Two Pairs of Neurons in the Central Brain Control Drosophila Innate Light Preference.</a> Science. 330, 499-502 (2010).</li>
<li>Lilly, M., Carlson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((smellblind%3A+a+gene+required+for+Drosophila+olfaction%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">smellblind: a gene required for Drosophila olfaction.</a> Genetics. 124, 293-302 (1990).</li>
<li>Bodenstein, D. The postembryonic development of Drosophila. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBodenstein%2C+D+%22Biology+of+Drosophila%22">Biology of Drosophila</a>. Demerec, M. , John Wiley & Sons. 275-367 (1950).</li>
<li>Pittendrigh, C. S. Circadian systems: Entrainment. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPittendrigh%2C+CS+%22Biological+Rhythms%22">Biological Rhythms</a>. 4 Handbook of Behavioral Neurobiology, Plenum. 95-124 (1981).</li>
<li>Collins, B., Kane, E. A., Reeves, D. C., Akabas, M. H., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balance+of+Activity+between+LN%28v%29s+and+Glutamatergic+Dorsal+Clock+Neurons+Promotes+Robust+Circadian+Rhythms+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Balance of Activity between LN(v)s and Glutamatergic Dorsal Clock Neurons Promotes Robust Circadian Rhythms in Drosophila.</a> Neuron. 74, 706-718 (2012).</li>
<li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seeing+the+light%3A+photobehavior+in+fruit+fly+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends Neurosci. 35, 104-110 (2012).</li>
<li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Behav.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La prueba de preferencia luz descrita aprovecha la photobehavior innata larval. El ensayo es fácil de establecer, permite muchas repeticiones a bajo coste y ofrece información valiosa acerca de la detección de luz y de procesamiento. El paradigma experimental permite la cuantificación relativamente rápido de la cantidad de personas prefieren la luz o la oscuridad. Tal preferencia se puede mostrar como porcentajes de crudo o también como índice de preferencia (PREF). El PREF se expresa como la diferencia de los animales ...

Aquí se describe un ensayo de comportamiento basado en la preferencia larval para la oscuridad (o luz). Las larvas se reacciona con una respuesta fotonegativa fuerte y estereotipado durante las etapas de alimentación (L1 a L3 temprana) 1. El ensayo está destinado a evaluar el comportamiento fotofóbico de la larva y compara la preferencia claro u oscuro de un grupo de larvas mover libremente en una placa de Petri recubiertas con agar. Este ensayo de comportamiento no sólo proporciona información sobre la sensibilidad, la integración y temporal plasticidad del sistema visual, que proporciona más pistas sobre cómo sensibilidad a la luz y su proceso es controlado por el sistema circadiano. La larva de Drosophila ojo (también llamado órgano Bowlig; BO), es el principal órgano de percepción de la luz. Cada ojo se compone de 12 fotorreceptores (PR), ocho RP expresan la sensible al verde rhodopsin6 (RH6) y cuatro rupias expresan la sensible al azul rhodopsin5 (RH5) 2,3. Además de los RP del also clase IV neuronas multidendritic, que cubren la pared del cuerpo, las larvas se han identificado para responder a las intensidades de luz nocivos 4,5. También se sabe que las neuronas marcapasos situadas en el cerebro de larvas centro expresan la proteína sensible a la luz Cryptochrome (Cry) que actúa como sensor de luz azul intrínseca del reloj dentro del cerebro 6,7. Curiosamente photophobicity de animales de tipo salvaje se muestra un componente circadiano en diferentes puntos temporales durante el transcurso del día y de la noche cuando se prueba con este ensayo. Las respuestas a la luz de forrajeo larva L3 mostraron photophobicity fuerte al amanecer y al menor photophobicity al atardecer en las pruebas de preferencia de luz-oscuridad 7. Curiosamente sólo se requieren Th5-RP para evitar la luz, mientras Rh6-RP son prescindibles. Ambos, Th5-RP y Rh6-RP están involucrados en el restablecimiento del reloj molecular por la luz 8. La vía Cry debe coordinarse con las otras vías sensibles a la luz para organizar una salida de comportamiento apropiado en eltranscurso del día. La acetilcolina en RP juega un papel esencial en la conducta de evitación luz, así como el arrastre del reloj molecular. El bloqueo de la neurotransmisión acetilcolina de RP para las neuronas marcapasos circadiano reduce la respuesta fotofóbico en el ensayo de preferencia a la luz la oscuridad 8. Empleando el mismo ensayo, dos pares simétricos de neuronas se han identificado recientemente para cambiar la preferencia la luz del tercer estadio larval de Drosophila 9. Estos dos pares de neuronas pueden estar funcionando durante las etapas finales de las larvas, cuando los animales dejan la comida para encontrar presumiblemente un sitio pupariation apropiada. Sin embargo, la cuestión de cómo las vías visuales interactuar y controlar el comportamiento visual de las larvas de manera circadiana permanece en gran medida sin respuesta. El ensayo de preferencia la luz permite hacer comparaciones entre los puntos de tiempo circadiano, vuelan las líneas y estatales circadiano en diferentes calidades de luz. El ensayo es fácil de preparar y de bajo costo y ha sido de utilidad previamente in varios laboratorios para describir y estudiar el comportamiento de la luz procedente de la larva.

<table><tbody><tr><td>agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5093-500G</td><td>2,5%; Sigma-Aldrich, 9471 Buchs, Suiza </td></tr><tr><td>Placas de Petri</td><td>Greiner Bio-One GmbH</td><td>633180</td><td>90 mm de diámetro; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria</td></tr><tr><td>Lámpara LED</td><td>OSARAM</td><td>80012</td><td>Lámpara LED blanca, 80012</td></tr><tr><td>Blanco Medidor de ambiente</td><td>PCE</td><td>PCE EM882</td><td>Lux, Temp, HR%</td></tr><tr><td>Armario termostático</td><td>Aqua Lytic (Liebherr)</td><td>ET636-6</td><td></td></tr><tr><td>Temporizador de luz</td><td>Temporizador T</td><td>6185.104</td><td>230V/50HZ (consulte las especificaciones de su país)</td></tr><tr><td>Universal termostato</td><td>Conrad</td><td>UT200</td><td></td></tr><tr><td>Humidificador</td><td>Boneco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cinta balck</td><td>Tesa</td><td></td><td>5 cm </td></tr><tr><td>Pegamento</td><td>Uhu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lncubator</td><td>lámpara Phillips</td><td>Softtone</td><td>5W</td></tr><tr><td>Reloj temporizador</td><td>Ziliss</td><td></td><td>Ziliss, Suiza</td></tr><tr><td>Excel Software</td><td>Microsoft</td><td></td><td>Excel</td></tr><tr><td>Origin Software 8.5</td><td>OriginLab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Backer Levadura</td><td>Migros Suiza</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Soporte de hierro 17X28CM</td><td>Fisher Scientific</td><td>S47808</td><td></td></tr><tr><td>Ácido acético</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A6283-100ML</td><td>Ácido acético al 20% diluido en H2O Lámpara de</td></tr><tr><td>luz roja</td><td>Phillips PFE712E</td><td>*8C</td><td></td></tr><tr><td>Espátula </td><td>Fisher Scientific</td><td>14-373-25A Fuente</td><td></td>de</tr><tr><td>alimentación</td><td>EA</td><td>EA PS 2042-06B</td><td></td></tr><tr><td>Opcional Papel de aluminio</td><td>Prix</td> Coop <td></td><td></td></tr><tr><td>Heater</td><td>GOON</td><td>NSB200C</td><td></td></tr><tr><td>Horno de microondas</td><td>Intertronic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Harina de maíz estándar Alimento</td><td></td><td></td><td></td>para moscas</tr><tr><td>Agua </td><td>destilada</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ensayo preferencia luz para estudiar innata y circadiano photobehavior regulado de<em&gt; drosophila</em&gt; las larvas

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

La luz actúa como señal ambiental para controlar el comportamiento de los animales en los distintos niveles. El sistema nervioso de Drosophila larval se utiliza como un modelo único para responder preguntas básicas sobre cómo se procesa y se comparte entre los comportamientos rápidos y circadiano información de la luz. Larvas de Drosophila mostrar una conducta de evitación estereotipo cuando se expone a la luz. Para investigar las conductas dependientes de la luz pruebas de preferencia de luz-oscuridad comparativamente simples que se pueden aplicar. En los vertebrados y artrópodos, los caminos de los nervios implicados en la detección y procesamiento de entradas visuales se superponen parcialmente con las de procesamiento de información fótica circadiano. El fascinante cuestión de cómo el sistema de detección de luz y el sistema circadiano interactúan para mantener las salidas de comportamiento coordinados sigue siendo en gran medida inexplorada. Drosophila es un modelo de impacto biológica de acercarse a estas preguntas, debido a un pequeño número de neuronas en el cerebro y la disponibilidad de herramientas genéticas para MANIPUL neuronalación. El ensayo de preferencia de luz-oscuridad presentado permite la investigación de una serie de comportamientos visuales, incluyendo control circadiano de phototaxis.

Siguiendo el protocolo descrito anteriormente, hemos probado la preferencia de luz-oscuridad a principios del tercer estadio larval de tipo salvaje Canton-S vuela en dos tiempos circadianos diferentes CT0 y CT12. Los adultos fueron criados de 12 horas de luz-oscuridad de 12 horas y se fueron a poner huevos durante 12 horas. Las larvas crecen los dos primeros días bajo el mismo régimen de luz-oscuridad. Ya que queríamos probar la modulación circadiana en condiciones constantes (funcionamiento libre del reloj circadiano),...

Aquí se describe una prueba de preferencia de luz-oscuridad de Drosophila larva. Este ensayo proporciona información acerca de la regulación circadiana innata y de la luz photobehavior detección y tratamiento.

Ensayo Preferencia luz para estudiar innata y circadiano Photobehavior Regulado de<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

El objetivo general del siguiente experimento consiste en evaluar el comportamiento fototáctico innato y circadiano de las larvas de Drosophila mediante una prueba de preferencia entre luz y oscuridad. Esto se logra primero criando las larvas experimentales bajo condiciones definidas de luz y oscuridad, con el fin de establecer un reloj circadiano inicial en las larvas. A continuación, se cambia a las larvas a oscuridad constante, lo que permite que el reloj circadiano larval funcione libremente.Una vez que las larvas alcanzan la etapa de alimentación L3, se clasifican en grupos para probar su preferencia por la luz en diferentes momentos circadianos. Se obtienen resultados que muestran la preferencia innata y circadiana por la luz, basados en el cálculo de un índice de preferencia y en la comparación entre momentos temporales y grupos experimentales. Aunque este método puede proporcionar información sobre la regulación innata y circadiana de la detección de luz y el procesamiento del comportamiento fototáctico, también puede aplicarse a otros sistemas, como la olfacción, la gustación, la quimiotaxis y la termotaxis.Asimismo, puede modificarse para pruebas de aprendizaje y memoria. Realizarán el procedimiento Alina y BMA para estudiantes universitarios con el fin de recolectar huevos; permita que las moscas adultas apareadas depositen huevos durante 12 horas en placas frescas y transfiéralas a nuevos viales. Siga transfiriendo a los adultos cada 12 horas durante un ciclo de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad.Mantenga las colecciones de huevos de 12 horas en el incubador. Para el experimento, críe los animales hasta la etapa temprana de larva L3. Estas larvas se alimentan y están disponibles entre 84 y 108 horas después del huevo.Colocar La correcta sincronización de LAE es fundamental para el éxito del experimento. Dado que en fases tardías del estadio L3, el LAE modifica el comportamiento fotóptico para probar los componentes circadianos del comportamiento visual, 48 horas antes de la prueba y justo antes del amanecer subjetivo de las larvas, coloque las larvas recolectadas en una caja de cartón.Luego, transfiera la caja a un incubador con oscuridad constante durante 48 horas hasta el experimento; estas larvas deben permanecer inalteradas en su espacio designado. Prepare la tapa de un recipiente de Petri de nueve centímetros utilizando un cuadrado de 20 centímetros dividido en cuatro cuadrantes. Como guía.Pegue cuadrados de 10 centímetros de papel de aluminio en cuadrantes opuestos y cúbralos con cinta negra. Asegúrese de cubrir el borde de la tapa. A continuación, pegue un cuadrado de 20 centímetros dividido en cuatro cuadrantes debajo de la fuente de luz sobre la mesa.Marque la circunferencia de un recipiente de prueba sobre la hoja para usarla como guía para un desplazamiento consistente. Instale una lámpara LED por encima del recipiente de Petri utilizando un soporte de hierro. Ajuste la altura de manera que toda la placa de prueba quede iluminada de forma homogénea.Ajuste la intensidad de la luz en un sitio de prueba entre 350 y 760 lux, ya sea ajustando aún más la altura de la lámpara o utilizando una fuente de alimentación regulable. El cuarto del experimento necesita iluminación con luz roja y debe tener la misma temperatura que el lugar donde se crían los animales. Los viales se criaron dos días bajo oscuridad constante.Recoger la larva junto con su alimento utilizando una espátula desde los cinco milímetros superiores del alimento. Extender el alimento sobre la cara externa de la tapa de una placa de Petri. Añadir un poco de agua al alimento y mezclar suavemente con la espátula.Agregue una gota de agua del grifo a un nuevo recipiente utilizando un pincel. Transfiera las larvas a la gota de agua para lavarlas. Luego, use un pincel húmedo para recoger las larvas.Seleccione solo las larvas L3 alimentándose tempranamente y evite las larvas L3 en etapa tardía de errancia. Transfiera las larvas seleccionadas al centro de una placa de prueba. Las larvas L3 alimentándose tienen esferas anteriores abiertas y protruidas hacia el exterior.En forma de dedo. Los esféricos posteriores tienen tres aberturas cada uno y cuatro grupos de pelos ramificados grandes. Las glándulas salivales se extienden hasta el segundo segmento abdominal.Una vez que se hayan colocado 30 larvas en el centro de la placa de prueba, cúbrala con la tapa preparada. Encienda la lámpara LED. Inicie un cronómetro y deje que las larvas se muevan libremente sobre la placa durante cinco minutos.Luego, retire rápidamente la tapa y cuente el número de larvas en los cuadrantes oscuro y claro. Marcar la posición de cada larva puede facilitar el conteo. Una fotografía rápida también puede ayudar. Las larvas que muestren una preferencia luminosa poco clara, como las que se arrastran por las paredes o se entierran en el agar, deben contarse como preferencia neutral y sumarse al número total de larvas al calcular el índice de preferencia luminosa.Después de contar las larvas, deseche la placa y utilice una placa de prueba nueva para el siguiente experimento. Después de realizar entre 10 y 15 ensayos por genotipo, continúe con el análisis siguiendo el protocolo. Se comparó la preferencia por la luz y la oscuridad de las larvas Canton ES en dos momentos circadianos diferentes.CT cero y CT 12, subjetivamente, larvas al amanecer y al anochecer o cría durante 48 horas en condiciones estándar y luego cambie a oscuridad constante durante tres días. La prueba de luz y oscuridad bajo 350 lux reveló que la fotosensibilidad a la luz era mayor en larvas evaluadas en CT cero en comparación con larvas evaluadas en CT 12. Usando esta fórmula, la preferencia por la oscuridad de las larvas en CT cero fue de 0,52 frente a 0,36.Las larvas CT 12 comparando los índices utilizando una prueba de Wilcoxon producen un valor P significativo de 0,023. Después de ver este video, deberías tener una buena comprensión de cómo probar la preferencia por la luz de larvas trof en diferentes circuitos y puntos temporales respecto a este objetivo. Deberías ser capaz de sincronizar en la etapa F tres larvas oph, evaluar su comportamiento fotofóbico y calcular el índice de preferencia por la luz para su comparación estadística.

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