Name: Rastreo Selectivo de Fibras auditivo en el nervio vestíbulo coclear aviar embrionarias (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-03-18T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 27 s
Description: Aprende a rastrear selectivamente fibras auditivas en embriones de pollo mediante microinyección de tinte fluorescente en el ganglio acústico. Esta técnica permite visualizar proyecciones nerviosas con alta resolución en neurociencia del desarrollo.

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Los autores desean agradecer a la Dra. Candace Hsieh para sugerencias y ayuda con técnicas de imagen y la Dra. Doris Wu por su experiencia en la anatomía del oído interno pollito durante la embriogénesis temprana. Este trabajo fue apoyado por NSF IOS-0642346, NIH T32-DC010775, NIH T32-GM008620, NIH R01-DC010796 y DOE GAANN P200A120165.

1. Preparar las herramientas de disección tras y Reactivos <ul><li> Líquido cefalorraquídeo artificial (LCRa; 130 mM NaCl, 3 mM de KCl, 1,2 mM KH 2 PO 4, 20 mM NaHCO 3, 3 mM de HEPES, 10 mM de glucosa, 2 mM CaCl 2, 1,3 mM MgSO 4) continuamente infundido con 95% de O 2/5% CO 2 a temperatura ambiente. Para la infusión, llene hasta 2/3 a 500 ml de boca ancha frasco Nalgene con un agujero perforado en la tapa. Tanque se fijan por medio de un tubo de vidrio vástago burbujeador, que penetra en el LCRa a través del agujero en la tapa del frasco. Ajustar la presión para obtener una corriente constante de burbujas que llegan a aproximadamente 1/3 del líquido, pero no son lo suficientemente fuerte como para causar salpicaduras sobre el borde. Sumergir 5 viales de vidrio ml (hasta 6) en el frasco Nalgene para separar las muestras individuales el uno del otro y de la turbulencia de flujo de gas. ACSF debe ser oxigenada durante al menos 20 min antes de cualquier tejido incubación. </li><li> Silicona pequeña placa de disección (35 mm x 10mm recubierto de Petri utilizando Sylgard élastomère Kit) con dos pernos de disección colocados en poliestireno hexagonal pequeño (47 mm inferior) pesan barco. </li><li> Dos pinzas de punta fina, una curva de punta de pinzas, un vaso de precipitados de 50 ml, y un contenedor para los residuos de tejido. </li><li> Sacó micropipeta de vidrio (1,2 OD / ID 0,9) rota a aproximadamente 20-50 micras abertura en la punta y se llena con rodamina dextrano amina (RDA, MW = 3.000, Invitrogen) en una solución de 6,25% con 0,4% Triton X-100 en PBS . Conecte mediante un tubo fino para picospritzer y estabilizar a micromanipulador. </li></ul> 2. Micro-disección de revelar Papilla basilar en 4,5 E8 <ol><li> Con pinzas curvas, corte E8 embrión justo debajo del tronco cerebral, colocando la cabeza directamente sobre la placa de disección recubierto de silicona dentro peso barco. </li><li> Con los pernos de disección, la posición de la cabeza con una vista ventral por lo que el oído del lado de interés es ligeramente visible, la cabeza ligeramente inclinada hacia dorsal y apuntando 10-30 grados fuera de center (Figura 2A). Inmediatamente fijar el cabezal con pernos. Si se desea una localización bilateral, el centro de la cabeza a los 0 grados, o una vista ventral completo por lo que ambas partes pueden tener acceso. Del mismo modo, para una inyección del lado izquierdo, asegurar la cabeza de -10 a -30 grados desde el centro de manera que el lado izquierdo es accesible. </li><li> Usando el vaso de precipitados de 50 ml, transferir 30 ml de LCRa oxigenada en el plato, sumergiendo completamente el tejido. </li><li> Pellizque suavemente hacia abajo y la cáscara de la mandíbula inferior con unas pinzas de punta fina, luego retire el párpado inferior del lado de los intereses. </li><li> Retire el tejido vascular suprayacente, incluyendo cualquier paladar restante y garganta. Estos tejidos blandos pueden despegarse revelar la superficie lisa de desarrollar condrocráneo con las arterias vertebrales distintivas en su superficie. En este punto, la característica masa otoconial blanco debe ser visible. </li><li> Diseccionar cuidadosamente la piel alrededor del meato externo, el cartílago de la articulación de la mandíbula, y el oído medio, mientras que en el dejandoner oído intacto. Utilice las pinzas para cortar suavemente lejos estas estructuras cartilaginosas. </li><li> Quite las arterias vertebrales y la acumulación de sangre mediante un movimiento de barrido suave con las puntas de las pinzas finas. La sangre puede oscurecer vista y la coagulación puede tapar la abertura de la pipeta de inyección. </li><li> El conducto coclear con epitelio adyacente sensorial (papila basilar) y el ganglio acústico encuentra directamente debajo de la condrocráneo 6 y se puede visualizar como una forma alargada en forma de dedo saliente que se extiende desde el oído interno ventralmente, con la punta más distal (ápice) cerca de la anterior línea media 5. Puede haber una pequeña acumulación de sangre (roja) de la disección y / o calcificaciones otolíticos (blanco) en el vértice de la cóclea del conducto (Figura 2B) que puede ayudar en la visualización. En el vértice es la mácula lagenar, un parche sensorial cree que la función vestibular 7,8. </li></ol> 3. Etiquetado selectiva de CN VIII fibras auditivas <ol><li&gt; Coloque la pipeta de inyección cerca de la superficie del embrión en la región de la papila del conducto coclear y basilar. </li><li> Baje lentamente la micropipeta para perforar primero el cráneo. Esta región craneal es más delgada que las zonas circundantes y requiere menos fuerza para penetrar. La micropipeta ahora debe estar en el interior del conducto coclear. Opcional: una pequeña inyección de tinte trazado se puede hacer para ayudar en la visualización de la papila basilar. </li><li> Sin tener que reposicionar la micropipeta, seguir bajando hasta que sólo rompe la frontera profunda del conducto coclear (Figura 1). Realizar una inyección y repetir aquí en varias regiones a lo largo de la longitud de la papila basilar (figuras 2C, 2D), con exclusión de la punta más proximal donde la vestibular lagena se encuentra. Con la picospritzer establecido entre 10-30 psi, varias inyecciones se hacen. El volumen de fluido que se inyecta medio de contraste varía, y depende de la extensión de etiquetado deseado. Cada inyección debe dar lugar a un tinte fluorescente-lapunto Beled de aproximadamente 200 a 400 m de diámetro (Figura 2D). </li><li> Una vez que la inyección se ha completado, el uso de fórceps para seccionar la muestra por encima del tronco cerebral y el uso de una pipeta de transferencia para colocar la porción caudal en un pequeño frasco dentro del recipiente de LCRa continuamente se perfundieron con 95% O 2/5% CO 2. </li><li> Para cada embrión, 20-30 min para permitir la transferencia de colorantes, en función de la distancia del centro de trazado deseado. </li><li> Quitar el tejido y prepararse para el seccionamiento histológico. En el ejemplo que se muestra aquí, el tejido se sumerge en 4% de paraformaldehído (en 1X PBS) durante la noche sacarosa,% 30 (en 1X PBS) durante la noche. </li></ol> 4. Contratinción y Análisis <ol><li> Contratinción es útil para ayudar a orientar al observador a la ubicación anatómica, así como la identificación de regiones particulares de interés. Una tinción de contraste eficaz en esta preparación es immunolabeling neurofilamentos (figuras 1, 3B, 3E), que fuertemente lAbels axones y permite la demarcación de las vías axonales en el SNC. </li><li> Análisis debe ser realizado en toda la región etiquetada, como las proyecciones pueden extenderse varios cientos de micras o más a lo largo del eje rostrocaudal. Algunos ejemplos de los análisis básicos son: las tasas de error de orientación, el tiempo y / o cambios en los patrones de divergencia de proyección. Axones marcados RDA-se visualizan en el sistema nervioso periférico y central con alta resolución (Figuras 3A, 3D). </li></ol>

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<li>Lu, C. C., Appler, J. M., Houseman, E. A., Goodrich, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+profiling+of+spiral+ganglion+neurons+reveals+insights+into+auditory+circuit+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%3A+The+Official+Journal+of+the+Society+for+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Developmental profiling of spiral ganglion neurons reveals insights into auditory circuit assembly.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 10903-10918 (2011).</li>
</ol>

No hay conflictos de intereses se declaran.

Estudios sobre el desarrollo temprano del nervio VIII se han limitado, en parte debido a la dificultad en la identificación de los axones embrionarias derivadas de los ganglios de distinta múltiple. Varios estudios han explorado las señales moleculares que guían auditivo y vestibular célula sensorial y destinos de células ganglionares durante el desarrollo temprano, 5,11,12 pero los procesos que regulan la inervación central tienen todavía por determinar. Informes de acústicos proyecciones de células ganglion...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo / material </td><td> Empresa </td><td> Número de Catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> Poliestireno Pesar Dish </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-202-101 </td><td></td></tr><tr><td> Placa de Petri de 35 x 10 mm </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50820644 </td><td> Se utiliza para hacer plato de silicona disección </td></tr><tr><td> Kit de elastómero de silicona Sylgard </td><td> World Precision Instruments </td><td> SYLG184 </td><td> Escudo Petri plato para hacer la disección </td></tr><tr><td> Clavijas Dissection </td><td> Vario </td><td></td><td> Sostiene embrión en su lugar durante la disección </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td></tr><tr><td> KCl </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td&gt; </tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td></tr><tr><td> Glucosa </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td></tr><tr><td> CaCl 2 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td></tr><tr><td> MgSO 4 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte de la receta LCRa </td></tr><tr><td> Contenedor para LCRa. Sugerir translúcido Nalgene de boca ancha jar, 500 ml (16 onzas) con tapa. </td><td> CPLabSafety </td><td> QP-PLC-03717 </td><td> Apertura taladro agujero en la parte superior de la tapa de vidrio del vástago bubling para penetrar líquido </td></tr><tr><td> Vacío 5 ml vial de vidrio o vial transparente comparable </td><td> American Pharmaceutical Partners, Inc </td><td> 6332300105 </td><td&gt; usa durante la incubación LCRa para mantener las muestras separadas unas de otras y de la corriente de burbujeo </td></tr><tr><td> Tanque de carbógeno (95% O 2/5% CO 2) conectado mediante un tubo a burbujeador </td><td> Vario </td><td></td><td> Conecte mediante un tubo de vidrio pelele madre para infusión en LCRa </td></tr><tr><td> Vidrio tallo burbujeador </td><td> Vario </td><td></td><td> Para infundir carbógeno en LCRa </td></tr><tr><td> Curva de punta de pinzas </td><td> World Precision Instruments </td><td> 501008 </td><td> Para quitar la cabeza de embrión de huevo </td></tr><tr><td> Dos pinzas de punta fina </td><td> World Precision Instruments </td><td> 501985 </td><td> Para los micro-disección </td></tr><tr><td> 50 ml Vaso </td><td> vario </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Rodamina dextrano Amine (RDA) </td><td> Invitrogen </td><td> vario </td><td> Fluorescente axón trazador </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> ICN Biomedicals </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Solución salina tamponada con fosfato, (PBS 1X) </td><td> Vario </td><td></td><td> Reactivo de laboratorio estándar </td></tr><tr><td> Pared Delgada capilares de vidrio, 1,2 OD, ID 0.9 de 4 &quot;(100 mm) de longitud </td><td> World Precision Instruments </td><td> TW120F-4 </td><td> Cargue con RDA. Cada capilar hace dos micropipetas de vidrio </td></tr><tr><td> Aguja / extractor de pipetas </td><td> David Kopf Instruments </td><td> Modelo 720 </td><td> Ajustes utilizados: Calor 16,4, 2,2 solenoide </td></tr><tr><td> Picospritzer </td><td> Parker Instrumentation </td><td> vario </td><td> Conecte mediante un tubo fino de vidrio micropipeta </td></tr><tr><td> Micromanipulador </td><td> Narishige </td><td> vario </td><td></td></tr><tr><td> Disección microscopio con fluorescencia </td><td> Vario </td><td></td><td></td&gt; </tr><tr><td> 4% de paraformaldehído </td><td> Vario </td><td></td><td> Reactivo de laboratorio estándar </td></tr><tr><td> anticuerpo anti-neurofilamentos, opcional </td><td> Millipore </td><td> AB1991 </td><td> Seguir el protocolo recomendado por el fabricante histológico </td></tr><tr><td> Criostato y materiales conexos para seccionar </td><td> Leica </td><td> vario </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio de epifluorescencia para formación de imágenes </td><td> Zeiss, diversos </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

rastreo selectivo de fibras auditivo en el nervio vestíbulo coclear aviar embrionarias

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

El embrión de pollo es un modelo ampliamente utilizado para el estudio de las proyecciones de células ganglionares centrales y periféricas. En el sistema auditivo, el etiquetado selectivo de los axones en el nervio auditivo craneal VIII aumentaría el estudio del desarrollo central de circuito auditivo. Este enfoque es un reto porque varios órganos sensoriales del oído interno contribuir al nervio VIII 1. Además, los marcadores que distinguir confiablemente auditivo frente a los grupos vestibulares de los axones a la aviar nervio VIII aún no se han identificado. Vías auditivas y vestibular no pueden distinguirse funcionalmente en los embriones tempranos, como sensoriales evocados por las respuestas no están presentes antes de los circuitos se forman. Centralmente se proyectan axones del nervio VIII han sido localizados en algunos estudios, pero auditivo etiquetado axón fue acompañado por el etiquetado de otros componentes nerviosos VIII 2,3. Aquí se describe un método para la anterógrada trazado del ganglio acústico para selectivamente label axones del nervio auditivo dentro VIII desarrollo. En primer lugar, después de la disección parcial de la región cefálica anterior de un embrión de pollo de 8-día sumergido en fluido cerebroespinal artificial oxigenado, el conducto coclear es identificado por puntos de referencia anatómicos. A continuación, una micropipeta fina tira de cristal está posicionado para inyectar una pequeña cantidad de rodamina dextrano amina en la región profunda del conducto y adyacente donde las células ganglionares de la acústicos se encuentran. Dentro de los treinta minutos después de la inyección, los axones auditivos se remontan centralmente en el cerebro posterior y más tarde se puede visualizar después de la preparación histológica. Este método proporciona una herramienta útil para los estudios de desarrollo de periféricos al centro de formación de circuito auditivo.

Los componentes del nervio VIII y la anatomía del propio nervio son complejas y enrevesadas (Figuras 1, 3). Por selectivamente rastreo de fibras que surgen a partir de células ganglionares de la acústicos, los segmentos del nervio VIII, así como los aferentes primarios auditivas dentro del tronco encefálico puede ser limpiamente trazado y distinguirse de sus homólogos vestibulares (Figuras 2, 3). Del mismo modo, esta técnica podría ser utilizada para estudiar proyecciones periféricas de...

Aquí describimos una técnica de microdisección seguida de la inyección de tinte fluorescente en el ganglio de la acústica de los primeros embriones de pollo para el seguimiento selectivo de las fibras auditivas axones en el nervio y cerebro posterior.

Rastreo Selectivo de Fibras auditivo en el nervio vestíbulo coclear aviar embrionarias

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

El objetivo de este procedimiento es trazar selectivamente las fibras auditivas desde el sistema nervioso periférico hasta el sistema nervioso central en un embrión. Esto se logra primero realizando una sección de microdosis para revelar el condrocráneo ventral e identificar el conducto coclear aviar. El segundo paso consiste en realizar una microinyección en las células del ganglio acústico subyacente y sus axones.A continuación, la muestra se incuba en LCR artificial oxigenado durante 20 minutos para permitir la transferencia de DIA. Finalmente, una preparación histológica y la sección del tejido permiten la visualización microscópica de las proyecciones centrales del ganglio acústico. Las principales ventajas de esta técnica frente a los métodos existentes son que permite el rastreo selectivo del nervio octavo.Las fibras auditivas con alta resolución permiten una transferencia rápida del colorante en tejido vivo y posibilitan experimentos en una etapa temprana del desarrollo. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la investigación auditiva. Por ejemplo, ¿cuáles son las moléculas que guían a los axones hacia sus objetivos centrales?O cómo responde la circuitería a una lesión o exposición ototóxica? Primero, agregue líquido cefalorraquídeo artificial a un frasco Nalgene de boca ancha de 500 mililitros hasta que el frasco esté lleno hasta dos tercios. Vuelva a colocar la tapa, que tiene un orificio perforado, sobre el frasco.Coloque un difusor de burbujas conectado a un tanque de 95% de oxígeno y 5% de dióxido de carbono a través del orificio en la tapa y dentro del LCR A. Encienda el gas y ajuste la presión para obtener una corriente constante de burbujas que alcancen aproximadamente un tercio del líquido, pero que no sean lo suficientemente fuertes como para causar salpicaduras fuera del borde. Sumerja hasta seis viales de vidrio de cinco mililitros en el frasco para separar individualmente las muestras entre sí.Y de la turbulencia del flujo de gas. Deje que el LCR A se oxide durante al menos 20 minutos mientras el LCR A se oxigena; prepare micropipetas de vidrio, rellene la micropipeta con una solución de rodamina Dextrano al 6,25 % y una solución inmune en PBS que contenga 0,4 % de Triton XX. Fije la micropipeta al micromanipulador y rompa la punta con pinzas finas para formar una abertura de entre 20 y 50 micrones. Utilice un tubo delgado para conectar el micromanipulador estabilizado al pico spritzer.Configure el pico pulverizador entre 10 y 30 PSI para comenzar a completar el resto de la configuración. Asegúrese de que haya un pequeño recipiente de disección de silicona con dos alfileres de disección colocados en forma hexagonal. Use unas pinzas de punta fina.Pinzas con punta curva, un vaso de precipitados de 50 mililitros y un recipiente para desechos de tejido en el área de disección. Después de retirar el embrión de pollo del huevo, coloque la cabeza sobre el platillo de disección recubierto de silicona. En el bote de suero, posicione la cabeza con una vista ventral de modo que el oído del lado de interés, en este caso el lado derecho, sea visible.Una vez en la posición correcta, estabilice el tejido con alfileres de disección, evitando la región del cerebro posterior. Utilice el vaso de precipitados de 50 mililitros para transferir 30 mililitros del A CSF oxigenado al recipiente, sumergiendo completamente el tejido. Luego, use pinzas de punta fina para agarrar suavemente y despegar la mandíbula inferior.Luego, retire el párpado inferior en el lado de interés. A continuación, elimine los tejidos vasculares y blandos superpuestos, incluyendo cualquier resto de paladar y garganta. Una vez que se hayan eliminado estos tejidos, debería quedar al descubierto la superficie lisa del cráneo ventral y las arterias vertebrales características.Disecar cuidadosamente la piel alrededor del oído medio hasta el cartílago de la articulación de la mandíbula y el oído medio, dejando intacto el oído interno. Utilizar la pinza para cortar suavemente las estructuras cartilaginosas de la mandíbula y del oído medio. Ahora, usar un movimiento suave de barrido con las puntas de la pinza fina para eliminar las arterias vertebrales y la sangre acumulada.Esto es importante porque la sangre puede obstruir la vista y la coagulación puede tapar la abertura de la pipeta de inyección. En este momento, debería ser visible la masa blanca característica del tial. La flecha en esta figura indica el conducto coclear con el epitelio sensorial adyacente y el ganglio acústico.Se encuentra directamente debajo del cráneo cartilaginoso, y como se observa aquí, puede visualizarse como una proyección alargada con forma de dedo que se extiende desde el oído interno hacia la región ventral, con el ápice cerca de la línea media anterior, para etiquetar las fibras auditivas. Coloque primero la pipeta de inyección cerca de la superficie embrionaria del conducto coclear y en la región de la papila basilar; luego, baje lentamente la micropipeta hasta perforar por primera vez el cráneo. Esta región del cráneo es más delgada que las áreas circundantes y requiere menos fuerza para penetrarla.La micropipeta ahora debe estar dentro del conducto coclear. Si es necesario, se puede realizar una pequeña inyección de colorante trazador aquí para ayudar a visualizar la base del pilar sin reposicionar la micropipeta; continúe bajando hasta que apenas atraviese el borde profundo del conducto coclear.Esta imagen muestra la posición ideal de la pipeta en la región adecuada del ganglio acústico. Realice una inyección en este punto y luego repita en múltiples regiones a lo largo de la longitud de la papila basilar. Dependiendo del grado de marcado deseado y excluyendo la punta más proximal donde se encuentra la lámina vestibular.Con el pulverizador pico ajustado entre 10 y 30 PSI, cada inyección debe producir un punto marcado con DIA fluorescente de aproximadamente 200 a 400 micrones de diámetro, como se observa aquí. Una vez completada la inyección, use pinzas para seccionar la muestra por encima del bulbo raquídeo, tal como se ilustra aquí, y utilice una pipeta de transferencia para colocar la porción medular en uno de los frascos pequeños dentro del recipiente de perfusión. Un LCR.Para cada embrión, permita de 20 a 30 minutos para la transferencia del colorante, dependiendo de la distancia del trazado central deseada. Una vez transcurrido el tiempo de incubación, retire el tejido y prepárelo para el corte histológico. Aquí, el tejido se sumerge en paraformaldehído al 4% en 1x PBS durante la noche, seguido de una deshidratación durante la noche en sacarosa al 30% en 1x PBS.Después de que el tejido se equilibra durante la noche en sacarosa al 30 %, se secciona criológicamente en plano coronal. Tras el seccionado, la marcación inmunológica con anticuerpos adecuados puede orientar al observador respecto a la ubicación anatómica, así como identificar regiones específicas de interés. Esta imagen muestra la vista coronal del tronco encefálico de un embrión E seis con ganglios acústicos bilaterales intactos.La pipeta roja esquematizada en S ilustra la localización precisa de las células del ganglio acústico desde un punto de entrada dorsolateral. Las secciones están inmunoetiquetadas con anticuerpo anti-neurofilamento para resaltar las proyecciones axónicas. Los órganos vestibulares se encuentran rostrales a la sección mostrada.El nervio vestibulococlear está etiquetado, al igual que el ganglio acústico y el ganglio vestibular. El lado dorsal está hacia arriba; la barra de escala equivale a 300 micrones. A continuación, se muestran imágenes representativas con aumento bajo y alto del trazado selectivo de fibras auditivas en un embrión de E ocho, con cortes de 25 micrones.Las secciones coronales obtenidas del mismo embrión corresponden a planos diferentes, como se observa aquí. Los axones marcados con RDA pueden rastrearse desde el sitio de inyección indicado por la cabeza de flecha, a través del nervio craneal señalado por la flecha, y hasta los núcleos auditivos primarios diana indicados por la doble cabeza de flecha; la barra de escala equivale a 300 micrones. La inmunomarcación con anticuerpo anti-neurofilamento resalta todas las proyecciones axónicas, y las fibras marcadas con RDA de la imagen anterior se encuentran dentro de la vía de proyección auditiva.AP y VP indican los componentes auditivo y vestibular respectivamente, periféricos al punto de entrada del nervio. La imagen de color combinado muestra cómo los axones marcados con RDA se integran en la anatomía local. Una imagen de mayor aumento del mismo embrión en una posición más cordal demuestra la alta resolución de las fibras en el punto de entrada del nervio, indicado por una flecha, y a lo largo de la vía central, indicada por una doble cabeza de flecha.La tinción de neurofilamentos de todos los axones permite delimitar el P-N-S-C-N-S, así como las proyecciones auditivas frente a las vestibulares. Nuevamente, AP y VP indican respectivamente los componentes auditivo y vestibular periféricos al punto de entrada del nervio, mientras que AC y VC indican las proyecciones auditiva y vestibular centrales al punto de entrada del nervio. Una vez más, la superposición de canales separados se muestra como una combinación de colores.El examen histológico del ganglio acústico revela la ubicación de las células del ganglio acústico marcadas procedentes del rastreo previo y sus proyecciones periféricas indicadas por el asterisco, un rastreo retrógrado hacia la papila basilar. Aquí, AG indica el ganglio acústico, bp la papila basilar y lm la mácula lagena. La barra de escala equivale a 100 micrones.Finalmente, esta ilustración muestra una vía de trazado de 700 micrones esperada con la marcación específica del octavo nervio auditivo en E ocho. El sitio de inyección indicado por el círculo rojo es cordal al punto de entrada del nervio y las proyecciones centrales viajan craneal y cuartalmente. Una vez en el encéfalo posterior aquí, la barra de escala equivale a 300 micrones.Al intentar este procedimiento, ajuste sus inyecciones para que se adapten mejor a sus criterios de análisis. Y recuerde que habrá cierta variabilidad en el número exacto y la ubicación de los axones trazados entre muestras.

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Neurociencia

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