Name: Registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-04-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 45 s
Description: Aprende a registrar la actividad eléctrica de neuronas GnRH identificadas en cerebros intactos de peces transgénicos usando técnicas de patch clamp. Este método preserva circuitos neuronales para estudiar neuroendocrinología reproductiva.

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Agradecemos al Dr. Meng-Chin Lin y la Sra. Yuan Dong de asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por una beca de los Institutos Nacionales de Salud HD053767 (subcontrato a NLW) y por fondos del Departamento de Fisiología y la Oficina del vicerrector de Investigación de la Universidad de California-Los Ángeles (NLW).

1. La disección de los cerebros de Medaka Adulto <ol><li> Anestesie adulto hombre o mujer (Figura 1A) por inmersión en 5 ml MS-222 (150 mg / L, pH 7,4), esperar un par de minutos después de los movimientos branquias han dejado antes de decapitar. Todos los procedimientos fueron aprobados por el Cuidado de Animales institucional y el empleo Comisión de la Universidad de California-Los Angeles. </li><li> Decapitar a los peces en solución salina peces en el extremo caudal del opérculo con unas tijeras en la placa de Petri de un diámetro de 60 mm. </li><li> Transferencia de cabeza de pescado con un diámetro placa de Petri de 35 mm, la mitad llenos de peces de solución salina y forrado con Sylgard que tiene una depresión en él para posicionar y sujetar la cabeza para la disección del cerebro. Coloque y asegure la cabeza dorsal hacia arriba con alfileres de insectos. </li><li> Corte con cuidado la parte dorsal del cráneo alrededor de su perímetro con unas tijeras finas y retírela con una pinza, dejando al descubierto la parte dorsal del cerebro, incluyendo completamente la parte anterior de la médula espinal. </li> &lt;li&gt; Levante la médula espinal suavemente con unas pinzas de punta fina y cortar los nervios conectivos bilaterales con tijeras de punta fina: nervios craneales, nervios espinales y nervios ópticos en la parte ventral del cerebro y los nervios olfatorios en la parte anterior del el cerebro. </li><li> Coloque el cerebro totalmente disecado en una placa de Petri fresca llena de solución salina peces y comprobar cuidadosamente bajo el microscopio para asegurar todo el cerebro está intacto (incluyendo la glándula pituitaria) sin ningún tipo de cortes o pinchazos. Cerebros dañados no son utilizados para la experimentación. </li></ol> 2. Montaje del cerebro en una cámara de registro <ol><li> Coloque una pequeña gota de cianoacrilato o algún otro pegamento de acción rápida con una aguja en el centro de la cámara de registro y difundir el pegamento alrededor de 1 cm 2. </li><li> Transferir rápidamente el cerebro y la cola hacia abajo en una posición hacia arriba ventral-lateral. </li><li> Añadir 1 ml de solución salina peces para que llene la cámara de grabación y cubre el cerebro. Continuamente perfundirel cerebro con solución salina aireada pescado a una velocidad de al menos 200 l / min. </li><li> Uso del fórceps de punta fina quitar cuidadosamente las meninges sobre la superficie del área de grabación del cerebro. </li></ol> 3. Electrofisiología <ol><li> Grabación de patch Loose del potencial de acción disparando <ol><li> Microelectrodos de vidrio (6-10 mW) se construyen a partir de pipetas de vidrio de borosilicato (1B150F-4, World Precision Instruments) con un extractor de electrodos (por ejemplo, Sutter P-87), y la espalda llena de la solución de grabación loose-patch media altura del electrodo. </li><li> El uso de un microscopio de fluorescencia en posición vertical con un dispositivo de acoplamiento de carga enfriado (CCD), encontrar la expresión de GFP-TN-GnRH3 las neuronas a través de 10 veces (Figura 1B), a continuación, objetivos de inmersión en agua 40x (Figura 1C). Ellos se encuentran en o cerca de la superficie ventral de los bulbos olfativos, justo anterior a la telencéfalo. </li><li> Cambie a un monitor de video que proporcionaimágenes en tiempo real desde el microscopio para localizar la neurona grupo TN-GnRH3 (Figura 1C). </li><li> Coloque el microelectrodo en el baño de modo que la punta del electrodo está por encima de la neurona diana. Aplique ligera presión positiva constante a la microelectrodos para que no se obstruya, y acercarse suavemente la neurona diana con la punta del electrodo. </li><li> Controlar y vigilar la resistencia del electrodo en el modo de fijación de voltaje con el software AxoGraph y el amplificador Axoclamp 200B con software AxoGraph (Axon Instruments). Cuando se puede ver en el monitor de vídeo que la punta del electrodo está en la superficie de la neurona y de la pantalla AxoGraph que la resistencia cambia ligeramente, liberar la presión positiva y aplicar una ligera presión negativa si es necesario para hacer un sello de baja resistencia en la neurona (&lt;100 M). </li><li> Cambie al modo de corriente-clamp, y registrar el voltaje de la membrana continua sin ninguna entrada de corriente, el ajuste de la escalade la tensión y la velocidad de grabación si es necesario. Los datos son recogidos y analizados por el software Powerlab (ADInstruments Inc.). </li><li> Línea de base registrar la actividad eléctrica en solución salina normal pescado durante aproximadamente 5 minutos antes de cualquier tratamiento (Figura 2A). Bath perfusión de fármacos, hormonas, péptidos, etc. añadido a la solución salina peces continúa a una velocidad de 200 l / min, seguido por un período de lavado en solución salina normal peces 5, 6, 11. </li></ol></li><li> Grabación de células enteras de potencial de membrana El conjunto de patch clamp procedimiento electrofisiológico celular es la misma que la del procedimiento de grabación sueltas parche extracelular se ha descrito anteriormente, de los pasos 3.1.1 - 3.1.4. A continuación, los procedimientos se desvían en consecuencia: <ol><li> Controlar y vigilar la resistencia del electrodo en el modo de fijación de voltaje. Cuando se puede ver en el monitor de vídeo que la punta del electrodo está en la superficie de la neurona y desde el osciloscopio que los cambios en la resistencia ligeramente, liberan el positivopresión y aplicar un poco de presión negativa para hacer un sello de alta resistencia de la neurona (~ 3 Giga Ω). Aplicar una suave succión por la boca a la ruptura de la membrana parcheado, podrás ver una caída brusca de la resistencia a alrededor de 120 a 250 mW. </li><li> Cambie al modo de corriente-clamp, y registrar el voltaje de la membrana continua sin ninguna entrada de corriente, el ajuste de la escala de voltaje y velocidad de grabación si es necesario. </li><li> Línea de base registrar la actividad eléctrica en solución salina normal pescado durante aproximadamente 5 minutos antes de cualquier tratamiento, como se describió anteriormente en 3.1.7 (Figura 2B). </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kah, O., Lethimonier, C., Lareyre, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gonadotrophin-releasing+hormone+%28GnRH%29+in+the+animal+kingdom%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Soc.+Biol%22%5BJournal%5D)">Gonadotrophin-releasing hormone (GnRH) in the animal kingdom.</a> J. Soc. Biol. 198 (1), 53-60 (2004).</li>
<li>Ramakrishnan, S., Wayne, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Social+cues+from+conspecifics+alter+electrical+activity+of+gonadotropin-releasing+hormone+neurons+in+the+terminal+nerve+via+visual+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Social cues from conspecifics alter electrical activity of gonadotropin-releasing hormone neurons in the terminal nerve via visual signals.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 297 (1), R135-R141 (2009).</li>
<li>Abe, H., Oka, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+neuromodulation+by+a+nonhypophysiotropic+GnRH+system+controlling+motivation+of+reproductive+behavior+in+the+teleost%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of neuromodulation by a nonhypophysiotropic GnRH system controlling motivation of reproductive behavior in the teleost.</a> 57 (6), 665-674 (2011).</li>
<li>Oka, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tetrodotoxin-resistant+persistent+Na%2B+current+underlying+pacemaker+potentials+of+fish+gonadotrophin-releasing+hormone+neurones%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Tetrodotoxin-resistant persistent Na+ current underlying pacemaker potentials of fish gonadotrophin-releasing hormone neurones.</a> J. Physiol. 482 (Pt. 1), 1-6 (1995).</li>
<li>Zhao, Y., Wayne, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Kisspeptin1+on+Electrical+Activity+of+an+Extrahypothalamic+Population+of+Gonadotropin-Releasing+Hormone+Neurons+in+Medaka%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Effects of Kisspeptin1 on Electrical Activity of an Extrahypothalamic Population of Gonadotropin-Releasing Hormone Neurons in Medaka.</a> PLoS One. 7 (5), e37909(2012).</li>
<li>Wayne, N. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-cell+electrophysiology+of+gonadotropin-releasing+hormone+neurons+that+express+green+fluorescent+protein+in+the+terminal+nerve+of+transgenic+medaka+%28Oryzias+latipes%29%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Reprod%22%5BJournal%5D)">Whole-cell electrophysiology of gonadotropin-releasing hormone neurons that express green fluorescent protein in the terminal nerve of transgenic medaka (Oryzias latipes).</a> Biol. Reprod. 73 (6), 1228-1234 (2005).</li>
<li>Okubo, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forebrain+gonadotropin-releasing+hormone+neuronal+development%3A+insights+from+transgenic+medaka+and+the+relevance+to+X-linked+Kallmann+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Forebrain gonadotropin-releasing hormone neuronal development: insights from transgenic medaka and the relevance to X-linked Kallmann syndrome.</a> Endocrinology. 147 (3), 1076-1084 (2006).</li>
<li>Okubo, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+form+of+gonadotropin-releasing+hormone+in+the+medaka%2C+Oryzias+latipes%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophys.+Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">A novel form of gonadotropin-releasing hormone in the medaka, Oryzias latipes.</a> Biochem. Biophys. Res. Commun. 276 (1), 298-303 (2000).</li>
<li>Ramakrishnan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acquisition+of+spontaneous+electrical+activity+during+embryonic+development+of+gonadotropin-releasing+hormone-3+neurons+located+in+the+terminal+nerve+of+transgenic+zebrafish+%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Gen.+Comp.+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Acquisition of spontaneous electrical activity during embryonic development of gonadotropin-releasing hormone-3 neurons located in the terminal nerve of transgenic zebrafish (Danio rerio).</a> Gen. Comp. Endocrinol. 168 (3), 401-407 (2010).</li>
<li>Abraham, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+gonadotropin-releasing+hormone-3+neuron+ablation+in+zebrafish%3A+effects+on+neurogenesis%2C+neuronal+migration%2C+and+reproduction%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Targeted gonadotropin-releasing hormone-3 neuron ablation in zebrafish: effects on neurogenesis, neuronal migration, and reproduction.</a> Endocrinology. 151 (1), 332-340 (2010).</li>
<li>Wayne, N. L., Kuwahara, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beta-endorphin+alters+electrical+activity+of+gonadotropin+releasing+hormone+neurons+located+in+the+terminal+nerve+of+the+teleost+medaka+%28Oryzias+latipes%5BTitle%5D)+AND+%22Gen.+Comp.+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Beta-endorphin alters electrical activity of gonadotropin releasing hormone neurons located in the terminal nerve of the teleost medaka (Oryzias latipes.</a> Gen. Comp. Endocrinol. 150 (1), 41-47 (2007).</li>
<li>Oka, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three+types+of+gonadotrophin-releasing+hormone+neurones+and+steroid-sensitive+sexually+dimorphic+kisspeptin+neurones+in+teleosts%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neuroendocrinol%22%5BJournal%5D)">Three types of gonadotrophin-releasing hormone neurones and steroid-sensitive sexually dimorphic kisspeptin neurones in teleosts.</a> J. Neuroendocrinol. 21 (4), 334-338 (2009).</li>
<li>Molleman, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMolleman%2C+A+%22Patch+Clamping%3A+An+Introductory+Guide+To+Patch+Clamp+Electrophysiology%22">Patch Clamping: An Introductory Guide To Patch Clamp Electrophysiology</a>. , Wiley & Sons. England. (2003).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

GnRH 3: GFP peces transgénicos proporcionan modelos únicos para estudiar los mecanismos neurofisiológicos que subyacen a la integración y la regulación en el control central de los comportamientos que están directa e indirectamente involucrados en la reproducción 3, 8-10 neuronal. Una de las ventajas significativas de este sistema de modelo es que muchos GnRH3 neuronas que expresan GFP se encuentran cerca de la superficie ventral del cerebro, lo que permite un acceso relativamente fácil a las neurona...

<table><tbody><tr><td>Microscopio</td><td>Olympus</td><td></td><td>BX50W (Upright)</td></tr><tr><td>Amplificador</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td>Axoclamp 200B </td></tr><tr><td>Convertidor A-D</td><td>Computer Interference Corp.</td><td></td><td>Digidata ITC-18 </td></tr><tr><td>Cámara CCD refrigerada</td><td>PCO Óptica</td><td></td> de computadora <td>Sensicam</td></tr><tr><td>Lámpara de xenón</td><td>Sutter Instruments Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Juego de filtros GFP</td><td>Chroma Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software de adquisición de imágenes</td><td>Intelligent Imaging Innovations Software de libro de</td><td></td><td>diapositivas </td></tr><tr><td>Software de adquisición de datos de electrofisiología</td><td>Software de axografía Axon Instruments</td><td></td><td>Software </td></tr> de <tr><td>adquisición de datos de electrofisiología</td><td>AD Instruments Inc.</td><td></td><td>PowerLab </td></tr><tr><td>Headstage para electrofisiología</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td>CV 203BU </td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>Sutter Instrument Co</td><td>MP-285</td><td></td></tr><tr><td>Plataforma de cámara de grabación</td><td>Warner Instrument Corp.</td><td></td> Cámara de grabación <td>P1 </td></tr><tr><td></td><td>Warner Instrument Corp.</td><td></td><td>RC-26G </td></tr><tr><td>Extractor de electrodos</td><td>Sutter instruments</td><td></td><td>P87 </td></tr><tr><td>Filamento para extractor de electrodos</td><td>Sutter Instruments</td><td>FB330B</td><td>Filamento de canal de 3,0 mm de ancho</td></tr><tr><td>Capilares de vidrio de 1,5 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>1B150-4</td><td>Micr&#8211; lectrode para grabación</td></tr><tr><td>Jeringa</td><td>Becton Dickinson</td><td>309586</td><td>3 ml</td></tr><tr><td>MS-222 </td><td>Sigma</td><td>E10521-10G</td><td>Sal de metanosulfonato de etilo 3-aminobenzoato</td></tr><tr><td>Salina de pescado</td><td></td><td></td><td>mM: 134 NaCl; 2,9 KCl; 2,1 CaCl2; 1,2 MgCl2; 10 HEPES </td></tr><tr><td>Solución de electrodos (parche suelto) </td><td></td><td></td><td>mM: 150 NaCl; 3,5 KCl; 2,5 CaCl2; 1.3 MgCl2; 10 HEPES; Solución de electrodo de 10 glucosa </td></tr><tr><td>(parche de célula completa) </td><td></td><td></td><td>mM: 112,5 K-gluconato; NaCl; 17,5 KCl; 0,5 CaCl2; 1 MgCl2; 5 MgATP; 1 EGTA; 10 HEPES; 1 GTP; 0,1 leupeptina; 10 fosfocreatina </td></tr></tbody></table>

registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

La comprensión de la fisiología de la célula de los circuitos neuronales que regulan comportamientos complejos es mejorada en gran medida mediante el uso de sistemas modelo en el que este trabajo se puede realizar en una preparación de cerebro intacto, donde los circuitos neuronales del sistema nervioso central se mantiene intacta. Utilizamos los peces transgénicos en los que las neuronas de hormona liberadora de gonadotropina (GnRH) etiquetados genéticamente con la proteína verde fluorescente para la identificación en el cerebro intacto. Los peces tienen múltiples poblaciones de neuronas de GnRH, y sus funciones son dependientes de su ubicación en el cerebro y el gen de la GnRH que expresan 1. Nos hemos centrado nuestra demostración en GnRH3 neuronas localizadas en los nervios terminales (TN) asociados con los bulbos olfativos utilizando el cerebro intacto de medaka peces transgénicos (Figura 1B y C). Los estudios sugieren que las neuronas medaka TN-GnRH3 son neuromodulador, que actúa como un transmisor de la información desde el entorno externo al sistema nervioso central; tbueno no jugar un papel directo en la regulación de las funciones de la hipófisis-gonadal, al igual que el conocido hipotalámico neuronas GnRH1 2, 3. El patrón tónico del potencial de acción espontánea descarga de las neuronas TN-GnRH3 es una propiedad intrínseca 4-6, la frecuencia de la cual es modulada por señales visuales de sus congéneres 2 y el neuropéptido kisspectina 1 5. En este vídeo, se utiliza una línea estable de medaka transgénico en el que las neuronas TN-GnRH3 expresan un transgén que contiene la región promotora del Gnrh3 vinculada a una mayor proteína verde fluorescente 7 de mostrarle la forma de identificar las neuronas y controlar su actividad eléctrica en todo el cerebro preparación 6.

Un ejemplo de grupos bilaterales de GFP-etiquetados TN-GnRH3 neuronas del cerebro extirpado de medaka peces se muestran en las Figuras 1B y 1C. Cada grupo contiene aproximadamente 8-10 neuronas GnRH. Las actividades neuronales espontáneas de la meta TN-GnRH3 se registraron en el modo de abrazadera de corriente (I = 0) con tasas de disparo típicas de 0,5-6 Hz. El modelo de potencial de acción disparando es típicamente un patrón tónico o golpear, con un intervalo bastante regular interspi...

En este video, vamos a demostrar cómo registrar la actividad eléctrica de las neuronas individuales identificadas en una preparación de todo el cerebro, que preserva los circuitos neuronales complejas. Utilizamos los peces transgénicos en los que las neuronas de hormona liberadora de gonadotropina (GnRH) etiquetados genéticamente con una proteína fluorescente para la identificación en la preparación cerebro intacto.

Registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

El objetivo general de este procedimiento es registrar actividades eléctricas de neuronas en una preparación intacta del cerebro de un pez. Esto se logra primero anestesiando un pez transgénico meca de cuatro a seis meses de edad en MS 2 22, y luego diseccionando su cerebro. A continuación, se contacta una de las neuronas de interés marcadas con GFP mediante un electrodo de registro y se registran sus actividades eléctricas mediante la técnica de parche suelto o de parche de célula íntegra.En última instancia, los resultados pueden mostrar cambios en la frecuencia de disparo de los potenciales de acción o cambios en el potencial de membrana en respuesta a diferentes tratamientos en el cerebro intacto. La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes, como la electropatología de células en cultivo o preparaciones de cortes cerebrales, es que podemos caracterizar las propiedades eléctricas de las neuronas en una preparación de cerebro completo con circuitos neuronales intactos. Aunque esta técnica aporta información sobre la neuroendocrinología reproductiva, también puede aplicarse a otros sistemas neurobiológicos utilizando peces transparentes, como cuando las ne

recording-electrical-activity-from-identified-neurons-intact-brain

Research

Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

En este video, las técnicas para la multicolor confocal de imágenes a intervalos de tiempo y la ablación de células específicas se proporcionan. Time-lapse de imágenes se utiliza para controlar el comportamiento de los múltiples tipos de células de...

Multicolor Time-lapse de imágenes de pez cebra transgénico: Visualización de células madre retinianas activado por la ablación selectiva de células neuronales

Transporte retrógrado de tinte fluorescente etiqueta a una subpoblación de neuronas en base a la proyección anatómica. Axones etiquetadas pueden orientarse...

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

El protocolo describe el procedimiento para realizar electrofisiología en pez cebra adulto. Este método se puede utilizar para medir la actividad neuronal in vivo.

Electrofisiología del pez cebra adulto: un método para medir la actividad eléctrica extracelular de las neuronas in vivo

Este video muestra el registro de señales eléctricas de las neuronas aferentes en una larva de pez cebra paralizada colocando una micropipeta cerca del ganglio de la línea lateral y formando un sello suelto para la captura de señales. La solución extracelular mantiene la viabilidad neuronal durante este proceso.

Monitoreo de señales eléctricas de las neuronas aferentes en una larva de pez cebra inmovilizada

Un método simple para registrar los potenciales de campo extracelular en el cerebro anterior de las larvas de pez cebra se describe. El método proporciona una...

Prosencéfalo electrofisiológico de grabación en larvas de pez cebra

Este artículo describe cómo un pez cebra adulto se puede inmovilizar, intubado, y se utiliza para in vivo experimentos electrofisiológicos para permitir grabaciones y la manipulación de la actividad neuronal en un animal intacto.

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Este manuscrito describe métodos para registros electrofisiológicos de neuronas espinales de embriones de pez cebra y larvas. La preparación mantiene las neuronas in situ y a menudo implica la disección mínimo. Estos métodos permiten para el estudio electrofisiológico de una variedad de neuronas de la médula, de la adquisición inicial de la excitabilidad eléctrica a través de las primeras etapas larvales.

El pez cebra<em&gt; In Situ</em&gt; Médula Espinal Preparación para Registros electrofisiológicos de Spinal Sensory y neuronas motoras

Se presenta una novedosa técnica inalámbrica para registrar señales neuronales extracelulares del cerebro de la natación libre de peces dorados. El dispositivo de grabación se compone de dos tetrodes, un microdrive, un registrador de datos neuronales y una caja impermeable. Todas las piezas están hechas a medida, excepto el registrador de datos y su conector.

Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

Aquí presentamos un método para obtener imágenes del cerebro embrionario del pez cebra in vivo hasta etapas larvales y juveniles. Este procedimiento microinvasivo, adaptado de enfoques electrofisiológicos, proporciona acceso a detalles celulares y subcelulares de neuronas maduras y se puede combinar con estudios optogenéticos y neurofarmacológicos para caracterizar la función cerebral y la intervención farmacológica.

Imágenes in vivo de tejido cerebral completamente activo en larvas y juveniles de pez cebra despiertos mediante la extirpación del cráneo y la piel

Aquí, presentamos un protocolo detallado para examinar la actividad neuronal en regiones cerebrales de pez cebra transgénico que expresan indicadores de calcio GCaMP utilizando microscopía confocal.

In vivo Imágenes de fluorescencia confocal de la actividad neuronal inducida por estimulación sensorial en larvas de pez cebra parcialmente restringidas

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