Name: Aislamiento eficaz y rápida de los embriones en etapa temprana de Arabidopsis thaliana Semillas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-06-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Aprenda a aislar embriones tempranos de Arabidopsis thaliana mediante disección de semillas, trituración en tampón y microaspiración. Este método eficiente permite obtener hasta 40 embriones en 1-4 horas para análisis de transcriptoma, epigenoma y estudios citológicos.

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Nos gustaría dar las gracias a Tal Nawy y Martin Bayer por sus consejos sobre el aislamiento del embrión. MTR, VG, UG y CB idearon el equipo de aislamiento de embriones. MTR, VG y CB desarrollaron el protocolo de aislamiento de embrión. MTR, VG y CB establecen el protocolo, aislaron los embriones, y el embrión generado cDNA, VG realizó la PCR, MTR la tinción GUS, JJ experimentos de los peces. MTR, VG, CG UG y escribió el manuscrito. Este trabajo fue financiado por la Universidad de Zürich, una beca de la Fundación de Investigación de Roche (a MTR), y subvenciones de la Fundación Nacional de Suiza (a la UG y CB).

El procedimiento se resume en el diagrama de flujo mostrado en la Figura 1. El microcapilares y la configuración instrumentales se muestran en la Figura 2 y la Figura 3, y los pasos típicos de aislamiento embrión se muestran en la Figura 4. 1. Material y Preparación Tampón 1.1 silicio de revestimiento de vidrio microcapilares <ol><li> Coloque el microcapilares en un tubo Falcon de 15 ml con 5 ~ ml de Sigmacote (Sigma) y se invierte varias veces. </li><li> Retirar la solución, colocar el tubo Falcon que contiene los capilares en una lámina de aluminio y hornear durante 3 horas a 60 ° C. Guarde a temperatura ambiente. </li></ol> 1.2 Obtención de ~ 50 a 100 micras de diámetro consejos microcapilares <ol><li> Tire de 1 mm de diámetro capilares de vidrio, ya sea manualmente sobre un mechero Bunsen o mediante el uso de un extractor comercial (vertical filamento extractor o extractor de micropipeta). </li><li> Utilice un diamantela punta del lápiz o cuchilla para cortar la punta del capilar tirado para crear la abertura deseada. Seleccione la mejor forma de capilares bajo un microscopio estereoscópico. La abertura debe ser de 50-100 micras (Figura 2). </li></ol> 1.3 Preparación del portaobjetos <ol><li> Siliconize portaobjetos limpios, cubriendo todos los pocillos con Sigmacote (~ 1 ml / diapositiva) durante 5 min, eliminar. Hornear 3 hr en papel de aluminio. Guarde a temperatura ambiente. </li><li> Lavar los pocillos múltiples portaobjetos de microscopio de vidrio durante 10 min en 10% de SDS, 2 x 2 min en agua libre de nucleasa (autoclave DEPC-ddH 2 O), 2 min en etanol al 70%, 2 minutos en etanol al 100%, con aire secar. Todos los pasos se realizan en jarras Coplin autoclave. Las diapositivas se pueden volver a utilizar varias veces proporcionando una limpieza a fondo entre cada uso. </li><li> Justo antes de la propagación aislamiento embrión ~ 0,5 l de 10 mg / ml de albúmina de suero bovino (BSA) con una pipeta sobre toda la superficie de cada pocillo y secar al aire. </li></ol> 1.4 Microscopio y configuración capilar &lt;ol&gt; <li> Utilice un microscopio invertido con un 10x y 20x objetivo de aumento. Optimice el contraste de la luz (embriones son bastante transparentes). </li><li> Coloque un micromanipulador para sujetar el capilar de vidrio al lado del microscopio. El capilar de vidrio está conectado a un microinyector (Figura 3A) o a un habitual P-200 pipeta a través de un tubo de goma (Figura 3B, véase la discusión para una descripción detallada de esta configuración). </li><li> Coloque el capilar por encima del portaobjetos de microscopio en un ángulo de ~ 70 ° (figura 3) y ajustar la posición de tener la abertura en el campo de visión. </li><li> Justo antes del aislamiento de embriones absorber y liberar ~ 5-10 l BSA (1 mg / ml) para cubrir el capilar. </li></ol> 1.5 Buffers La Tabla 1 enumera los tampones de aislamiento y de destino en función de las aplicaciones posteriores. <ol><li> Prepare ~ 1 ml de tampón de aislamiento por muestra justo antes de su uso y mantener en hielo. </li><li> Preparar el tampón de destino en un tubo de baja de unión a 0,5 ml Eppendorf en hielo (aplicaciones moleculares) o en un portaobjetos de microscopio (aplicaciones citológicas) en una cámara húmeda. </li></ol> 2. Disección Semilla y Extracción de Embriones 2.1 Sincronización de Mejoramiento de Semillas <ol><li class="jove_content"> Emasculate flores y mantenerlos 2 días en la cámara de crecimiento, mientras que evitando el contacto de los pistilos expuestas con otras flores, a continuación, polinizar ellos (por ejemplo, 11). </li><li class="jove_content"> Prueba de la etapa de desarrollo bajo sus condiciones de crecimiento mediante la investigación microscópica de semillas despejadas. Con nuestras condiciones de crecimiento (16 horas de luz a 21 ° C, 8 horas de oscuridad a 18 ° C y 70% de humedad) semillas recogieron 2,5 días después de la polinización (DAP) produjeron principalmente 2-4 células de embriones y semillas recogieron 3,5-4 DAP produjo globular embriones. </li></ol> 2.2 Disección Semillas y Ruptura <ol><li> Retire la sEEDS 10-15 silicuas (~ 2,5 DAP) bajo un microscopio estereoscópico con pinzas y agujas de insulina. </li><li> Sumerja las semillas en 20 tampón de aislamiento l en un tubo Eppendorf de fondo redondo de 2 ml se coloca en hielo. </li><li> Aplastar suavemente las semillas con una mano de mortero de plástico (previamente limpiada con 10% de SDS, se enjuagó con DEPC-ddH 2 O y se lavó con etanol al 70%) para liberar los embriones hasta que el extracto de semilla está nublado. La fuerza a aplicar debe ser determinado por cada usuario al ensayo. </li><li> Enjuagar el mortero con 300 l de tampón de aislamiento para lavar la mano del mortero y diluir la muestra. </li><li> Spin-hacia abajo el extracto a 5000 xg durante 5 seg. Resuspender suavemente el extracto de sedimento con la pipeta hacia arriba y abajo 2-3 veces. </li><li> Filtrar el extracto con 30 micras de malla de nylon (montado en adaptadores de tubo, por ejemplo, de PartecCelltricks). Enjuague la malla con un tampón de aislamiento adicional de 200 l. </li></ol> 3. Aislamiento de embriones 3.1 Preparación del portaobjetos <ol> &lt;li&gt; Colocar un portaobjetos de pocillos múltiples limpio, BSA recubierto y siliconado sobre la platina del microscopio invertido, resuspender el extracto de semilla de filtrado por pipeteado suavemente hacia arriba y hacia abajo y pipetear 2 gotas de extracto de semilla de 40-50 l en 1 o 2 pozos . El cribado sólo 1 o 2 gotas a la vez evita la evaporación de la muestra. </li><li> Lugar 50 l de tampón de aislamiento fresca (1 st gota lavado) en un pocillo de una diapositiva diferente preparado como antes. Conserva esta diapositiva en una cámara cubierta y húmeda para evitar la evaporación. </li></ol> 3.2 pantalla, limpiar, recoger <ol><li> Pantalla de las gotas de extracto de semilla de embriones en la etapa deseada con el objetivo de 10 aumentos. Si es necesario, confirme el escenario con 20 aumentos. Los embriones generalmente se hunden en la parte inferior de la corredera. </li><li> Eliminar manualmente los desechos alrededor del embrión con una aguja de tungsteno, una aguja de insulina o un equipo similar. </li><li> Mueva el capilar de vidrio cerca del embrión utilizando el micromanipulador, take el embrión con el mínimo posible de solución. </li><li> Recoge varios embriones (por ejemplo, todos de una gota) y liberarlos en la 1 ª caída de lavado (solicitud molecular) o en el búfer de destino (aplicaciones citológicas). Cada ronda de recolección debe mantenerse dentro de 5-10 min y embriones deberán ser recogidos en un volumen mínimo (el volumen total de todas las rondas de recolección debe ser &lt;5 l). </li><li> Repita la selección y recolección hasta que la cantidad deseada de embriones se recoge en la 1 ª caída de lavado (en el centro, si es posible, para facilitar la recolección). </li><li> Recordar todos los embriones a la vez desde la caída de lavado (si los residuos se llevan encima, quitar con una aguja antes de recogimiento). </li><li> Suelte los embriones en una 2 ª caída de lavado de 50 l. Repita 3.2.6. </li><li> Suelte los embriones en el búfer de destino. La transferencia debe implicar sólo un contacto y no inmersión de la punta capilar. </li><li> Vuelva a colocar la microcapilLary para la siguiente muestra. </li></ol>

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</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Hemos desarrollado un protocolo de aislamiento embrión que es rápida, eficaz, y se puede transferir fácilmente a otros laboratorios. El equipo descrito aquí consiste en un microscopio invertido, un micromanipulador, vidrio microcapilares, un extractor de filamento vertical y un microinyector (Figura 3A). La configuración es similar a la descrita para el aislamiento de células animales solo para los análisis de transcriptómica 17. También trabajamos con éxito con u...

El embrión de plantas con flores está rodeado por el endosperma, un tejido nutritivo derivado de un segundo evento de la fertilización. Tanto el embrión y el endospermo están rodeadas por varias capas de células de la cubierta de la semilla. Colectivamente estos tejidos forman una semilla, que se desarrollan en el interior de la fruta. Por lo tanto, el tejido y los análisis específicos de células de embriones de Arabidopsis están fuertemente deteriorados por razón de su inaccesibilidad. Sin embargo, los embriones en las fases finales de globulares o temprano son relativamente susceptibles a la disección manual con el uso de agujas finas de tungsteno bajo el microscopio estereoscópico, o aplicando una ligera presión sobre la semilla utilizando pinzas para extraerlos. Tales técnicas se utilizaron con éxito para el análisis de perfiles de transcriptoma o epigenoma tales como microarrays de hibridación, secuenciación de bisulfito, o la secuencia de ARN (por ejemplo, 1-3). Por el contrario, los estudios de embriones en el cigoto a la etapa globular temprana siguen siendo un desafío técnico. Hasta la fecha, sólo unos pocos estudios han repanálisis de transcriptoma orted en embriones jóvenes que utilizan ya sea microdisección de captura por láser (LCM) de tejidos embrionarios de semillas secciones fijas 4 o extracción manual de los embriones individuales desde dentro de las semillas utilizando herramientas finas 5. Sin embargo, equipos de LCM no está comúnmente disponible y la extracción manual de embriones en las primeras etapas es mucho tiempo y que requiere excelentes habilidades de disección que no son fácilmente transferibles. Además de los análisis de todo el genoma, en el análisis de expresión génica in situ también son difíciles de realizar en los jóvenes, todo el montaje embriones de Arabidopsis. Hasta cierto punto, los embriones jóvenes pueden ser liberados en portaobjetos de microscopio por una suave presión sobre las semillas y se utilizan para ensayos de genes informadores o la detección de proteínas mediante inmunotinción (por ejemplo, véase 6,7). Esta técnica, sin embargo, no permite el aislamiento de embriones de alto rendimiento, lo que dificulta los análisis cuantitativos. Por lo tanto, hemos desarrollado un protocolo eficiente y rápidapara el aislamiento del embrión a partir de semillas de Arabidopsis que es fácil de configurar, fácil de transferir, y adecuado para una variedad de aplicaciones posteriores. El principio básico es machacar suavemente las semillas - disecado de silicuas jóvenes en un tubo Eppendorf con una mano de mortero de plástico en un tampón de aislamiento adecuado. El extracto de la semilla se coloca en gotas sobre un portaobjetos de múltiples pocillos y se analiza para detectar la presencia de embriones liberados en la etapa deseada usando un microscopio invertido. Los embriones se recogieron usando un vaso capilar se une a un microinyector o una pipeta de laboratorio estándar. Para aplicaciones moleculares, los embriones se lavan dos veces por la liberación repetida en gotas de nuevo tampón de aislamiento antes de transferirlos a la memoria intermedia de destino en un volumen mínimo. Para aplicaciones citológicas (reportero ensayos, inmunotinción, pescado), etapas de lavado se pueden omitir. El método ofrece varias ventajas: (i) que produce 25-40 embriones en ~ 45 min para aplicación citológicocaciones o en 3-4 horas para aplicaciones moleculares (incluyendo los pasos de lavado), (ii) que permite el aislamiento de las etapas embrionarias específicas, (iii) que es fácilmente transferible a otras personas y laboratorios debido a su configuración sencilla, (iv) requiere un equipo asequible para la configuración básica que es susceptible de mejoras, y (v) que se utilizó con éxito para diversas aplicaciones aguas abajo, tales como la secuenciación de ARN 8, el análisis de la metilación del ADN de genes específicos de 9, los ensayos de reportero (10 y Raissig et al., en prep.) y FISH (J. Jaenisch, U. Grossniklaus, C. Baroux inédita, ver Figura 5).

<table><tbody><tr><td colspan="4"><fuerte>REACTIVOS</fuerte</td></tr><tr><td>>Sigmacote</td><td>SIGMA</td><td>SL2-100 ml</td><td></td></tr><tr><td>RNAse OUT</td><td>Invitrogen (tecnologías de vida)</td><td>10777-019</td><td></td></tr><tr><td>Tampón de primera cadena</td><td>Invitrogen (tecnologías de vida)</td><td>18064-022</td><td>contenido en el paquete Superscript II</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Invitrogen (tecnologías de vida)</td><td>18064-022</td><td>contenido en el paquete Superscript II</td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina (BSA) 100x = 10 mg/ml </td><td>New England Biolabs Inc.</td><td></td><td>También trabajarán diferentes proveedores </td></tr><tr><td>Capilares de pared delgada 1.0 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>TW100F-4</td><td></td></tr><tr><td>DNA LoBind tubo 0.5 ml</td><td>Vaudaux-Eppendorf</td><td>0030108.035</td><td></td></tr><tr><td>CellTrics&#916; 30 &#956; m</td><td>PARTEC</td><td>04-0042-2316</td><td></td></tr><tr><td>portaobjetos de 5 pocillos de 10 mm</td><td>de diámetro Ciencias de la Microscopía Electrónica</td><td>63421-10</td><td></td></tr><tr><td>Solución de formaldehído</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1635</td><td></td></tr><tr><td>Portaobjetos Superfrost Plus</td><td>Thermo Fisher J1800AMNZ</td><td></td><td>Menzel-Gl&#228; ser</td></tr><tr><td>Tris</td><td>Amaresco</td><td>0497</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Applichem</td><td>A2937</td><td></td></tr><tr><td>Glycin</td><td>Fluka</td><td>50050</td><td></td></tr><tr><td>SDS</td><td>pellets Roth</td><td>CN30.3</td><td></td></tr><tr><td>Micro Mortle</td><td>VWR</td><td>431-0094</td><td></td></tr><tr><td>Jeringas de insulina microfina</td><td>BD</td><td>U-100</td><td></td></tr><tr><td>DEPC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5758</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Schaurlau</td> Pinza <td>de ET00102500</td><td></td></tr><tr><td>N5</td><td>Dumont</td><td>0108-5</td><td></td></tr><tr><td>Bioanalizador Pico Chip</td><td>Agilent Technologies</td><td>5067-1513</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">EQUIPMENT</strong</td></tr><tr><td>>Inverted microscopio</td><td>Nikon TMS (Japón),</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>Leitz</td><td></td><td>Leica</td></tr><tr><td>Micomanipulator Sonda LH1 de montaje posterior</td><td></td><td>39430101</td><td>Diferentes marcas también harán el trabajo</td></tr><tr><td>Extractor de filamento vertical</td><td>Instrumento Sutter</td><td>modelo P-20 Otros</td><td>modelos también son adecuados </td></tr><tr><td>Cell Tram vario</td><td>Vaudaux-Eppendorf</td><td>5176.000.033</td><td></td></tr><tr><td>Bioanalyzer</td><td>Agilent Technologies</td><td>2100</td><td></td></tr><tr><td>Fluorímetro Qubit</td><td>Invitrogen (tecnologías</td><td></td><td></td> de vida</tr></tbody></table>

aislamiento eficaz y rápida de los embriones en etapa temprana de<em&gt; arabidopsis thaliana</em&gt; semillas

Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

En las plantas con flores, el embrión se desarrolla dentro de un tejido nutritivo - el endospermo - rodeado por los tegumentos de semillas materna (o cubierta de la semilla). Como consecuencia de ello, el aislamiento de los embriones de la planta en las primeras etapas (1 celda a la etapa globular) es técnicamente difícil, debido a su relativa inaccesibilidad. La disección manual de eficiente en las primeras etapas está fuertemente afectada por el pequeño tamaño de jóvenes semillas de Arabidopsis y la adhesividad del embrión a los tejidos circundantes. Aquí, se describe un método que permite el aislamiento eficiente de pequeños embriones de Arabidopsis, un rendimiento de hasta 40 embriones en 1 hora a 4 horas, dependiendo de la aplicación aguas abajo. Los embriones se liberan en tampón de aislamiento por aplastamiento ligeramente 250-750 semillas con una mano de mortero de plástico en un tubo Eppendorf. Un vaso capilar se adjunta a una pipeta de laboratorio estándar (a través de un tubo de goma) o una microinyector mando hidráulico se utiliza para recoger los embriones de un lugar gotitasd en un portaobjetos de pocillos múltiples en un microscopio de luz invertida. Las habilidades técnicas requeridas son simples y fáciles de transferir, y la configuración básica no requiere de equipos costosos. Embriones recogidos son adecuados para una variedad de aplicaciones aguas abajo, tales como RT-PCR, secuenciación de ARN, análisis de metilación del ADN, hibridación fluorescente in situ (FISH), la inmunotinción, y ensayos de genes informadores.

Nuestro procedimiento de aislamiento del embrión (Figura 1) permite el aislamiento de hasta 40 embriones en 4 horas si se procede con los lavados, por ejemplo, para aplicaciones moleculares, o en menos de una hora si lavados se omiten, por ejemplo, para aplicaciones de citológicos. Figura 2 muestra alta y baja consejos microcapilares de calidad y la Figura 3 muestra la configuración de la máquina de aislamiento de embrión. Figura 4 mue...

Se presenta un método eficiente y simple para aislar embriones en las primeras etapas de desarrollo desde<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Semillas. Hasta 40 embriones se pueden aislar en 1 hora a 4 horas, dependiendo de la aplicación aguas abajo. El procedimiento es adecuado para transcriptoma, la metilación del ADN, la expresión del gen reportero, inmunotinción y fluorescencia<em&gt; In situ</em&gt; Análisis de hibridación.

Aislamiento eficaz y rápida de los embriones en etapa temprana de<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Semillas

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a ...

El objetivo general de este procedimiento es aislar embriones jóvenes de plantas. Esto se logra diseccionando primero las semillas. El segundo paso es triturar suavemente las semillas en un tampón de aislamiento.A continuación, los embriones se examinan y luego se recogen por microaspiración bajo un microscopio invertido. El paso final es recolectar todos los embriones en un volumen mínimo después del lavado y transferirlos al tampón de destino. En última instancia, los embriones se pueden utilizar para la extracción de ARN o ADN para analizar el transcriptoma o el epigenoma, o se pueden utilizar para análisis citológicos, como ensayos de indicadores de genes o hibridación fluorescente in situ.La principal ventaja de esta técnica es poder aislar embriones de plantas a granel y en etapas de desarrollo específicas. Por lo general, las personas nuevas en este método no tendrán problemas para aplicarlo de manera rápida y eficiente. Para comenzar, seleccione los capilares con mejor forma bajo un microscopio estereoscópico que previamente fueron siliconados, estirados y cortados.Como se describe en el protocolo de texto, la apertura debe ser lisa y de alrededor de 50 a 100 micras. A continuación, lave los portaobjetos de microscopio de vidrio multipocillo siliconado en frascos de coplin durante 10 minutos con 10%SDS después del lavado con detergente. Lave los portaobjetos dos veces durante dos minutos.En agua libre de nucleasa durante dos minutos en etanol al 70%, durante dos minutos en etanol al 100% y luego secar al aire. A continuación, esparce unos 0,5 microlitros de 10 miligramos por mililitro, albúmina sérica bovina o BSA con una pipeta por toda la superficie de cada pocillo y seca al aire. A continuación, prepare el microscopio de aislamiento embrionario.Utilice un microscopio invertido con un objetivo de aumento de 10 x y 20 x. Conecte el capilar de vidrio a un microinyector para recubrir el microcapilar. Tome unos seis microlitros de BSA y suéltelo.Recoja los lisijos en la etapa deseada de desarrollo, ya sea después de cruzamientos o suelos de autofertilización. Aquí se utilizan 2,5 días después de la polinización y contienen de dos a cuatro embriones celulares. Retire las semillas de 10 a 15 LIC bajo un microscopio estereoscópico con pinzas e insulina. Agujas.Sumerja las semillas en 20 microlitros de tampón de aislamiento en un tubo de fondo redondo de dos mililitros colocado en hielo. Triture suavemente las semillas con un mortero de plástico previamente limpiado como se describe en el protocolo de texto para liberar los embriones hasta que el extracto de la semilla esté turbio. La fuerza a aplicar debe ser determinada por cada usuario en el momento de la prueba.Enjuague el mortero con 300 microlitros de tampón aislante para lavar el mortero y diluir la muestra. Gire el extracto a 5.000 chi durante cinco segundos después de la centrifugación. Vuelva a suspender suavemente el extracto peletizado pipeteando hacia arriba y hacia abajo dos o tres veces.Filtre el extracto con una malla de nailon de 30 micras montada en adaptadores de tubo y balancee el tubo. Enjuague la malla con 200 microlitros adicionales de aislamiento, tampón y balanceo. Otra vez. Para preparar los portaobjetos para el aislamiento de embriones, coloque un portaobjetos multipocillo limpio recubierto de BSA y siliconado en la platina del microscopio invertido.Coloque el capilar sobre la corredera y ajuste la posición para tener la abertura en el campo de visión. Después de Resus, suspenda el extracto de semilla filtrado pipeteando suavemente hacia arriba y hacia abajo, pipetee dos gotas de 40 a 50 microlitros de extracto de semilla en uno o dos pocillos. El cribado de solo una o dos gotas a la vez, evita la evaporación de la muestra, coloque 50 microlitros de tampón de aislamiento fresco en un pocillo de un portaobjetos diferente preparado como antes.Para que sirva como primera gota de lavado. Mantenga este portaobjetos en una cámara húmeda cubierta para evitar la evaporación. Cribar las gotas de extracto de semilla para los embriones en la etapa deseada con el objetivo de aumento de 10x si es necesario.Confirme la etapa con el aumento de 20x. Por lo general, los embriones se hunden hasta el fondo del portaobjetos. El aspecto más importante de este procedimiento es recolectar embriones con un mínimo de desechos.Esto se puede lograr limpiando con una aguja de tungsteno, controlando cuidadosamente la gota de lavado en busca de posibles residuos de transporte y repitiendo si es necesario. Elimine manualmente los desechos alrededor del embrión con una aguja de tungsteno, una aguja de insulina o un equipo similar. Acerque el capilar de vidrio al embrión con el micromanipulador y extraiga el embrión con la menor cantidad de solución posible.Recoge varios embriones y suéltalos en el primer lavado. Soltar. Para aplicaciones moleculares y citológicas, los embriones pueden ir directamente al tampón de destino. Cada ronda de recolección debe mantenerse dentro de cinco a 10 minutos, y los embriones deben recolectarse en un volumen mínimo.Repita el cribado y la recolección hasta que se reúna la cantidad deseada de embriones en la primera gota de lavado. Si los residuos se arrastran a la gota de lavado, retírelos con una aguja antes de recoger todos los embriones a la vez de la gota. Libere los embriones en una segunda gota de lavado de 50 microlitros y repita la recolección.Por último, libera los embriones en el tampón de destino. La transferencia debe implicar solo un contacto y no una inmersión de la punta capilar que se muestra. Aquí hay varios embriones en la última gota después de los lavados.Los embriones aislados de la planta ahora se pueden utilizar para diversas aplicaciones posteriores para controlar el CD NA embrionario. Bibliotecas antes de la secuenciación. Se mostraron transcripciones específicas del embrión. Estos son los resultados de la amplificación por PCR en CD NA. Bibliotecas de dos a cuatro embriones celulares lavados una vez, y en el aislamiento de embriones de ADN genómico ha demostrado ser muy útil en ensayos de genes reporteros con baja expresión embrionaria y donde la cubierta de la semilla materna confunde la detección, aquí se muestra un embrión que expresa un gen reportero GUS bajo el control del promotor Madea.Finalmente, se aplicó la hibridación fluorescente en C dos para estudiar la arquitectura nuclear en embriones aislados embebidos en almohadillas de acrilamida en portaobjetos. Aquí se muestra un ejemplo usando sondas contra las repeticiones del centrómero y las regiones de organización nuclear inferiores. Una vez dominada, esta técnica permite el aislamiento de 30 embriones en menos de una hora para aplicaciones citológicas, y en menos de tres horas para aplicaciones moleculares, incluyendo todas las etapas de lavado.De hecho, esta técnica permitirá a la comunidad de investigación de plantas explorar los mecanismos genéticos y epigenéticos en la embriogénesis.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

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Aquí, describimos una mejora del método semi-in vitro (SIV) para observar la guía y recepción del tubo polínico en Arabidopsis thaliana, lo que aumenta la receptividad de los óvulos. El método SIV cum septum de alto rendimiento puede combinarse con líneas marcadoras de gametofitos y biosensores codificados genéticamente para monitorear el proceso dinámico de fertilización.

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Aquí se describe un método mejorado para medir los perfiles de hidratación del polen en Arabidopsis thaliana . El nuevo método ofrece una resolución más alta, no es invasivo y es altamente reproducible. El protocolo representa una nueva herramienta para una disección más fina de los procesos que regulan las primeras etapas de la polinización.

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Aislamiento eficaz y rápida de los embriones en etapa temprana de

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