Name: Gavage adultos de pez cebra (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-08-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 9 s
Description: Aprende la técnica de sonda gástrica oral en pez cebra adulto para investigar organismos patógenos transmitidos por vía oral-fecal. Este método permite administrar volúmenes precisos de soluciones de forma segura y eficiente en Danio rerio.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La Universidad Rockefeller Center Bioscience comparativo proporcionó apoyo para este proyecto. Agradecemos Monnas Janelle de asistencia técnica.

1. Preparación de la solución anestésica <ol><li> Preparar una solución de 150 mg / L de MS-222 en agua sistema, ya sea a partir de una solución madre o de la forma en polvo. </li><li> Verificar el pH con un medidor de pH. </li><li> Tampón con bicarbonato de sodio, según sea necesario hasta que el pH es de entre 7-7,5. </li><li> Prepare un tanque de agua del sistema libre de MS-222 para los peces para recuperar pulg El tiempo de recuperación es generalmente menos de 1 min. </li></ol> 2. Preparación del Aparato de alimentación forzada <ol><li> Cortar el tubo de implantación clara 22-G a un poco más que la longitud aproximada de la boca a la bombilla intestinal de los peces. Al principio, le sugerimos anestesiar un pez para cada nuevo grupo que se utiliza para obtener la mejor estimación de la longitud necesaria. </li><li> Empuje el tubo de corte implantación clara sobre la aguja 22-G ½ pulgadas hasta que es seguro y no hay riesgo de desprendimiento. Si una aguja ½ 22-C no está disponible, cortar una aguja más larga a la aplicaciónroximately que la longitud. </li><li> Cuando se completa, el tubo de implantación del catéter se debe extender sobre 1 cm de la punta de la aguja, o más cortas si los peces son más pequeños. </li><li> Coloque la base de la aguja 22-G a un luerlok jeringa de 1 cc. </li></ol> 3. Preparación para Gavage <ol><li> Corte una ranura en una esponja con una hoja de bisturí. </li><li> Sumerja la esponja en agua sistema libre de MS-222. </li><li> Colocar la esponja humedecida en una superficie plana. </li><li> Elaboración de la solución al 5 l adecuado para una sonda en el tubo del catéter 22-G y una jeringa de 1 cc. </li></ol> 4. Anestesia y Gavage <ol><li> Rápido el pescado durante al menos 24 horas antes del procedimiento. </li><li> Coloque el pescado en la solución de MS-222 hasta que pierde su reflejo de enderezamiento, y no responde a una aleta de pinzamiento del rabo, pero mantiene el movimiento opercular. Esto suele tardar unos 2-3 min. </li><li> Retire el pescado de la solución anestésica y colóquelo enla ranura en la esponja con la cabeza ligeramente sobresale de la esponja, pero las branquias cubiertas por la esponja. </li><li> Mover la esponja en una posición vertical. </li><li> Abra la boca del pez cebra mediante el tubo de catéter 22-G. </li><li> Introduzca suavemente el tubo hasta que la punta está más allá de las branquias (aproximadamente 1 cm o la longitud de la tubería). El tubo de implantación no debería necesitar ser forzado. Resistencia sugiere el tubo puede estar golpeando el arco branquial o del corazón. </li><li> Si hay resistencia, retirar con cuidado, vuelva a colocar y vuelva a intentarlo. </li><li> Inyectar el material lentamente. </li><li> Si bien la inyección, asegúrese de que la solución no sale a través de las branquias o la boca. </li><li> Retire el pescado de la esponja y el lugar en el depósito de recuperación. </li><li> La recuperación se produce normalmente en menos de 1 min y se indica por el pez nadando en posición vertical y mantener el equilibrio. </li><li> Supervisar los peces para la regurgitación como se muestra mediante la visualización de los peces expulsa el material de su boca, o ningún movimiento opercular. </li><li> El pescado puede ser devuelto a su tanque normal una vez que se han recuperado. </li></ol>

<ol><li>Royes, J. -A. B., Chapman, F. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRoyes%2C+J-AB+%22Preparing+Your+Own+Fish+Feeds%22">Preparing Your Own Fish Feeds</a>. , Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida Cooperative Extension Service, Insitute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida. (2009).</li>
<li>Gomez-Gil, B., Cabanillas-Ramos, J., Paez-Brambila, A., Roque, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standardization+of+the+bioencapsulation+of+enrofloxacin+and+oxytetracycline+in+Artemia+fransciscana+Kellogg%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Standardization of the bioencapsulation of enrofloxacin and oxytetracycline in Artemia fransciscana Kellogg.</a> Aquaculture. 196, 1-12 (1906).</li>
<li>Langdon, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microparticle+types+for+delivering+nutrients+to+marine+fish+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Microparticle types for delivering nutrients to marine fish larvae.</a> Aquaculture. 227, 259-275 (2003).</li>
<li>Langdon, C., Nordgreen, A., Hawkyard, M., Hamre, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+wax+spray+beads+for+delivery+of+low-molecular+weight%2C+water+soluble+nutrients+and+antibiotics+to+Artemia%5BTitle%5D)+AND+%22Aquaculture%22%5BJournal%5D)">Evaluation of wax spray beads for delivery of low-molecular weight, water soluble nutrients and antibiotics to Artemia.</a> Aquaculture. 284, 151-158 (2008).</li>
<li>Zang, L., Morikane, D., Shimada, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Protocol+for+the+Oral+Administration+of+Test+Chemicals+to+Adult+Zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A Novel Protocol for the Oral Administration of Test Chemicals to Adult Zebrafish.</a> Zebrafish. 8, 203-210 (2011).</li>
<li>Goldsmith, J. R., Jobin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Think+Small%3A+Zebrafish+as+a+Model+System+of+Human+pathology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Think Small: Zebrafish as a Model System of Human pathology.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. , (2012).</li>
<li>Tysnes, K. R., Jorgensen, A., Poppe, T., Midtlyng, P. J., Robertson, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+expermients+on+use+of+zebrafish+as+a+laboratory+model+for+Giardia+duodenalis+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Parasitologica%22%5BJournal%5D)">Preliminary expermients on use of zebrafish as a laboratory model for Giardia duodenalis infection.</a> Acta Parasitologica. 57, 1-6 (2012).</li>
<li>Marie, B., Huet, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+a+toxic+cyanobacterial+bloom+%28Planktothris+agardhii%29+on+fish%3A+Insights+from+histopathological+and+quantitative+proteomic+assessments+following+the+oral+exposure+of+medaka+fish+%28Oryzias+latipes%29%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Effects of a toxic cyanobacterial bloom (Planktothris agardhii) on fish: Insights from histopathological and quantitative proteomic assessments following the oral exposure of medaka fish (Oryzias latipes).</a> Aquatic Toxicology. 114-115, 39-48 (2012).</li>
<li>Canadian Council on Animal Care. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22CCAC+guidelines+on%3A+the+care+and+use+of+fish+in+research%2C+teaching+and+testing%22">CCAC guidelines on: the care and use of fish in research, teaching and testing</a>. , CCAC. Ottawa, Ontario, Canada. (2005).</li>
<li>Harper, C., Lawrence, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHarper%2C+C+%22The+Laboratory+Zebrafish%22">The Laboratory Zebrafish</a>. , CRC Press. Boca Raton, Florida, USA. (2011).</li>
<li>De Tolla, L. J., Srinivas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+Care+and+Use+of+Fish+in+Research%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the Care and Use of Fish in Research.</a> ILAR Journal. 37 (4), (1995).</li>
<li>Topic Popovic, N., Strunjak-Perovic, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tricaine+methane-sulfonate+%28MS-222%29+application+in+fish+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Ichthyology%22%5BJournal%5D)">Tricaine methane-sulfonate (MS-222) application in fish anaesthesia.</a> Journal of Applied Ichthyology. 28, 553-564 (2012).</li>
<li>Field, H. A., Kelley, K. A., Martell, L., Goldstein, A. M., Serluca, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+gastrointestinal+physiology+using+a+novel+intestinal+transit+assay+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterology+%26+Motility%22%5BJournal%5D)">Analysis of gastrointestinal physiology using a novel intestinal transit assay in zebrafish.</a> Neurogastroenterology & Motility. 21, 304-312 (2009).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Significado Esta técnica es una mejora y proporciona varias ventajas con respecto a las dos técnicas descritas anteriormente para gavage adultos de pez cebra. En primer lugar, el uso de una esponja para contener los peces permite a una persona para llevar a cabo el procedimiento, en lugar de una técnica descrita anteriormente requiere dos personas. 7 En segundo lugar, la tubería implantación del catéter es más flexible que los catéteres IV, que puede ayudar a minimizar el trauma secu...

Los métodos actuales para la administración por vía oral de compuestos pez cebra incluyen compuestos administración superior con recubrimiento en piensos, mezclados en las dietas de gelatina, 1 bioencapsulado en salmuera camarones 2, mezclados con lípidos en dietas encapsuladas 3, cera perlas rociado 4 ya través de las dietas a base de gluten. 5 Limitaciones de estos métodos de administración oral incluyen altas tasas de lixiviación y el consumo incompleto o impredecible compuesto por cada ejemplar. Estas variables son problemáticos debido a que en estudios de enfermedades infecciosas, sabiendo que la dosis infecciosa administrados a los peces puede ser crítico para el éxito del estudio. Además, el trabajo previo ha demostrado que ciertos compuestos administrados en baños de agua causan lesión tóxica al pez cebra branquias antes de que los efectos intestinales que pueden ser objeto de estudio se producen. 6 Alimentación forzada es un método estándar utilizado en otras especies de animales de laboratorio para administrar cantidades precisas de un producto con akconcentración nown de estudio en la investigación biomédica y farmacéutica. Sólo recientemente los métodos para gavage pez cebra ha descrito en la literatura. Una técnica se describe un método de dos persona que utiliza una vaina de catéter 24-G unida a una pipeta de 2-20 para entregar 5 l de solución. 7 El método descrito tenía una tasa de mortalidad del 8,7% y 39% en la primera y segunda ensayo, respectivamente, la mayor parte de la mortalidad se atribuyó a las hembras grávidas. La segunda técnica de alimentación forzada describe jeringas por sonda de punta roma se utilizan para administrar 5 l de solución a medakas (latipes latipes). 8 La información sobre la mortalidad no fue proporcionada y el proceso exacto de la realización de la sonda no se describió. De acuerdo con el Consejo Canadiense de Cuidado de Animales y el pez cebra de laboratorio, hasta el 1% del peso corporal de los peces puede ser administrado a través de una sonda. 9,10 Nuestro objetivo fue desarrollar un método reproducible, segura y eficaz de entregar los volúmenes precisos de comlibra por vía oral a adultos de pez cebra de ambos sexos y en todas las etapas de la reproducción. Este procedimiento sería aplicable para cualquier estudio en el que se requiere la administración oral precisa de un compuesto.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Equipo</td></tr><tr><td>A esponja</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1-cc jeringa luer lock</td><td>Becton Dickinson Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22-G Micro-Renathane Tubo de implantación (corte)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 aguja de 22 G (cortada, si es necesario)</td><td>Becton Dickinson Co</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medidor de pH</td><td>Sonda</td><td></td><td></td>Hanna</tr><tr><td>1 hoja</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr> de bisturí<td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td colspan="4">Reactivo/Material</td></tr><tr><td>MS-222 (Finquel)</td><td>Argent Laboratories</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

gavage adultos de pez cebra

Gavaging Adult Zebrafish

El pez cebra se ha convertido en un importante modelo in vivo en la investigación biomédica. Métodos eficaces deben desarrollarse y utilizarse para suministrar compuestos o agentes en soluciones para la investigación científica. Los métodos actuales para la administración de compuestos por vía oral a adultos de pez cebra son inexactos debido a la variabilidad en el consumo voluntario por los peces. Un procedimiento de alimentación forzada fue desarrollado para suministrar cantidades precisas de agentes infecciosos al pez cebra para el estudio en la investigación biomédica. Pez cebra adulto de más de 6 meses de edad fueron anestesiados con 150 mg / l de buffer MS-222 y alimentadas por sonda con 5 l de solución mediante tubos flexibles implantación del catéter conectado a una corte 22G punta de la aguja. El tubo flexible se redujo en la cavidad oral del pez cebra hasta que la punta de la tubería de extenderse más allá de las branquias (aproximadamente 1 cm). A continuación, la solución se inyecta lentamente en el tracto intestinal. Este método fue eficaz 88% del tiempo, con la recuperación de los peces sin incidentes. Esteprocedimiento también es eficaz como una persona puede alimentación por sonda 20-30 peces en una hora. Este método se puede utilizar para administrar con precisión agentes para estudios de enfermedades infecciosas, o estudios de otros compuestos en adultos de pez cebra.

Ambos sexos de los peces, incluyendo hembras grávidas fueron alimentadas por sonda con éxito (Figura 1). Un procedimiento exitoso tarda menos de un minuto con el líquido no visto que sale de las branquias o la boca. El tubo entra fácilmente, sin violencia, sin sangre visto después de la retirada del catéter. El procedimiento es rápido, requiere aproximadamente 10 min a la alimentación forzada de 3 a 4 peces, con un promedio de 30-45 seg por pez. El pez cebra no debe ser alim...

El creciente uso de pez cebra como modelo animal requiere el desarrollo de métodos eficaces para la entrega de cantidades conocidas de compuestos y soluciones. El procedimiento de alimentación forzada se describe a continuación permite la administración oral de volúmenes precisos de la solución de forma fiable, segura y eficiente para adultos de pez cebra.

Gavage adultos de pez cebra

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

El objetivo general de este video es demostrar una técnica para la administración oral en peces cebra adultos. Desarrollamos esta técnica con el fin de estudiar organismos patógenos que se transmiten a través de la vía fecal-oral. Puede utilizarse para administrar una cantidad precisa de solución.Para el estudio en peces cebra adultos. El proceso completo consta de cuatro pasos. El primero es preparar el aparato de gavaje.El segundo paso consiste en anestesiar el pez con 150 miligramos por litro de MS 222 tamponado. El tercer paso es administrar el pez por sonda con su solución. Y el último es la recuperación del pez y la vigilancia de efectos adversos.Para preparar el aparato de gavaje, corte el tubo de implantación de calibre 22 a la longitud adecuada para el pez, conéctelo a la aguja de calibre 22 y fíjelo al jeringa de 1 ml con cierre tipo luer. Cuando su solución esté lista, puede aspirarse dentro del aparato. Para la administración al pez cebra, se debe hacer un corte en la esponja con una hoja de bisturí o tijeras, de modo que cuando el pez se coloque dentro de la esponja, quede firmemente sujeto.La esponja debe remojarse previamente en agua del sistema para mantenerla húmed

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Presentamos un método novedoso para la microsondaje de peces cebra larvales que utiliza equipos estándar de microinyección de embriones y estereomicroscopía. Demostramos que el microsondaje es una técnica segura y eficiente, útil para administrar cantidades controladas de diversos materiales directamente en la luz intestinal de larvas de pez cebra.

Microgavage de larvas de pez cebra

El embrión de pez cebra es un excelente modelo para la investigación de la biología del desarrollo. Durante la embriogénesis, el desarrollo de pez cebra con una masa de yema, que presenta retos en tres dimensiones para la observación de muestras y análisis. Este protocolo se describe cómo crear dos dimensiones planas montar preparaciones de todo el montaje in situ (WISH), teñidas muestras de embriones de pez cebra.

Preparativos Piso en observación y análisis de embrión de pez cebra muestras teñidas por todo el montaje<em&gt; In situ</em&gt; La hibridación

El uso del pez cebra para la investigación cardiovascular se está expandiendo hacia la investigación en corazones adultos. Para estas aplicaciones, el aislamiento rápido y sencillo de los tejidos cardíacos es clave para evitar cambios post-mortem y obtener un número adecuado de muestras. Aquí, describimos un método rápido y reproducible para diseccionar corazones de pez cebra adultos.

Recuperación de adultos de pez cebra Corazones para aplicaciones de alto rendimiento

Aquí, se presenta un protocolo para el aislamiento de tejido gonadal de larvas de pez cebra, que facilitará las investigaciones de la diferenciación sexual de pez cebra y el mantenimiento.

La disección de las larvas de pez cebra de tejidos gonadales

El objetivo de este protocolo es medir el tiempo de tránsito de fluorescencia etiquetada alimentos a través del intestino del pez cebra larval en forma de alto rendimiento.

Medida de alto rendimiento de tiempo de tránsito intestinal utilizando larvas peces cebra

La regeneración del músculo esquelético es impulsada por las células madre musculares residentes en el tejido, que se ven afectadas en muchas enfermedades musculares, como la distrofia muscular, y esto resulta en la incapacidad del músculo para regenerarse. Aquí, describimos un protocolo que permite el examen de la regeneración muscular en modelos de pez cebra de enfermedad muscular.

Examinando la regeneración muscular en modelos de pez cebra de enfermedad muscular

Este protocolo describe el procedimiento para eliminar el lóbulo ventral del hígado en el pez cebra adulto para permitir el estudio de la regeneración hepática.

Hepatectomía parcial en pez cebra adulto

Este protocolo describe los pasos principales para obtener embriones de peces libres de gérmenes (GF) y mantenerlos desde las larvas hasta la etapa juvenil, incluido el muestreo y la detección de su estado estéril. El uso de modelos de GF con infección es importante para comprender el papel de los microbios en la salud del huésped.

Generación, mantenimiento e identificación de modelos de pez cebra libres de gérmenes desde las larvas hasta las etapas juveniles

El trasplante de médula del riñón entero en adultos de pez cebra

Aquí te mostramos cómo hacer retro-orbital de la inyección en adultos de pez cebra.

Retro-orbital de inyección en adultos de pez cebra

Aprende la técnica de sonda gástrica oral en pez cebra adulto para investigar organismos patógenos transmitidos por vía oral-fecal. Este método permite administrar volúmenes precisos de soluciones de forma segura y eficiente en Danio rerio.

Gavage adultos de pez cebra

Explorar más videos