Name: Fast Micro-iontoforesis de glutamato y GABA: una herramienta útil para investigar la integración sináptica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-07-31T17:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 8 s
Description: Aprende la micro-iontoforesis rápida de glutamato y GABA para investigar la integración sináptica en neuronas. Esta técnica permite estudiar con precisión cómo se combinan las señales postsinápticas.

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Damos las gracias a Hans Reiner pólder, Martin Fuhrmann y Walker Jackson para leer detenidamente el manuscrito. Los autores recibieron financiación que fue proporcionada por el Ministerio de Investigación MIWF del estado de Renania del Norte-Westfalia (SR), el BMBF-Projekträger DLR colaboración entre Estados Unidos y Alemania en neurociencia computacional (CRCNS, SR), Centros de Excelencia en Enfermedades Neurodegenerativas (COEN; SR), y la Universidad del programa de financiación habitual Bonn (BONFOR; SR).

1. Requisitos del sistema <ol><li> Sistema de microscopio: buena visualización de la dendrita es crucial. Si está disponible, utilice un sistema de microscopía de escaneo láser de dos fotones. En nuestros experimentos hemos utilizado un ámbito TRIM II, LaVision Biotec, Bielefeld, Alemania o un sistema Ultima IV, Tecnologías de la Prairie, Middleton, Wisconsin equipado con un Ti: Sapphire-pulsos láser ultrarrápidos (Camaleón Ultra II, coherente) y un objetivo de alto NA (60X, 0,9 NA, Olympus) para visualizar las dendritas que habíamos llenado con un colorante fluorescente a través de la pipeta parche. Aunque se cree que foto-daño a ser menos graves utilizando la exploración de 2 fotones, reducir la potencia del láser (por debajo de 8 mW en el tejido) y los tiempos de permanencia (por debajo de 1 microsegundos) o tanto como sea posible. </li><li> Una segunda posibilidad es la de activar una fuente de luz de fluorescencia de campo amplio (LED o una lámpara fluorescente) sincrónicamente con la adquisición de reducir el tiempo de exposición tanto como sea posible. Hemos utilizado un monocromador con una fuente de luz integrada (TILLPhotónicos, Gräfelfing, Alemania) en un Zeiss Axioskop 2 FS microscopio vertical, que estaba equipado con iluminación infrarroja Dodt-contraste (TILLPhotonics, Gräfelfing, Alemania). En nuestros experimentos tiempos de exposición variaron desde 10 mseg por lo general a máx. 30 mseg. </li><li> Utilice un amplificador de micro-iontoforesis rápido, por ejemplo, un sistema de micro-iontoforesis de dos canales MVCS-C-02 (NPI electrónica, Tamm, Alemania) con compensación de capacitancia rápido. Los microelectrodos iontoforesis de punta fina tienen resistencias de 25 a 100 mW (fundamentalmente en función del tamaño de la punta y de la forma de pipeta) y tiempos de subida rápidos sólo pueden alcanzarse si la indemnización capacidad del amplificador de iontoforesis se ajusta de manera óptima. Esta compensación rápida es necesaria la aplicación de impulsos de corriente con un inicio breve y rápida en el rango de sub-milisegundos a la pipeta iontoforético y de ese modo para expulsar el transmisor con alta resolución espacial en tamaños de punto por debajo de 1 m 13. Amplificadores iontoforesis son allo disponible en varias otras empresas, que no hemos probado en nuestro laboratorio. Estos dispositivos son a nuestro conocimiento no está equipado con circuitos de compensación de capacitancia. </li></ol> 2. Preparar Soluciones <ol><li> Preparar el líquido cefalorraquídeo artificial (ACSF) y la solución interna, ya que se requiere para el diseño experimental. La única adición a la solución interna, que se requiere, es un colorante fluorescente de color rojo o verde (por ejemplo, 50 a 200 mM Alexa Fluor 488 o 594 hidrazida, Invitrogen), dependiendo del equipo óptico. Aquí un ejemplo para ACSF sacarosa que puede ser utilizado para la disección, en mM: NaCl 60, ​​100 de sacarosa, 2,5 KCl, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 1 de CaCl 2, 5 MgCl2, 20 de glucosa, y para ACSF normales solución para los experimentos de patch-clamp en mM: NaCl 125, KCl 3, 1.25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 2,6 CaCl2, 1,3 MgCl 2, 15 glucosa. </li><li>Carbogenize (95% O 2, 5% CO 2) todas las soluciones extracelulares constantemente. </li><li> Preparar la solución interna, por ejemplo, en mM: 140 K-gluconato, 7 KCl, 5 HEPES-ácido, 0,5 MgCl 2, 5 fosfocreatina, 0,16 EGTA; con 50 - 200 micras Alexa 488. </li><li> Para glutamato micro-iontoforesis preparar una solución con 150 mM de ácido glutámico y ajustar el pH a 7,0 con NaOH. Añadir 50 -200 mM Alexa Fluor 488 o 594 hidrazida (Invitrogen) para la visualización. </li><li> Para iontoforesis de GABA preparar una solución 1 M de GABA y ajustar el pH a 5 con HCl 15. A este pH GABA está cargado, sólo entonces se puede aplicar el uso de la iontoforesis. Tenga en cuenta que el bajo pH en la solución expulsada al espacio extracelular podría afectar propia transmisión GABA 16,17. Proteja la solución de GABA de la luz y con frecuencia preparar solución de GABA fresca, ya que la solución anterior puede perder su eficacia. </li><li> Si es difícil de ver eventos GABAérgicas, equipogh Cl - solución interna fuerza motriz, por ejemplo, dejando fuera de KCl, pueden ayudar a visualizar los eventos GABAérgicas para ver si la iontoforesis GABA está trabajando, sin embargo para investigar la integración sináptica una fuerza de conducción fisiológica podría ser recomendada. Para la detección general de pequeños eventos GABAérgicas, un protocolo se muestra en la Figura 8C puede ayudar. </li></ol> 3. Tire y probar las pipetas iontoforesis <ol><li> En general, tirando de las pipetas adecuadas es quizás el paso más importante para lograr la iontoforesis neurotransmisor controlada. Cuando se utiliza la iontoforesis en cultivo celular, es posible tirar de electrodos muy finos similares a microelectrodos afilados 10. En los experimentos de patch-clamp en rodajas agudas, sin embargo, estas pipetas muy finas se doblan sobre la superficie de corte cuando se bajan en el tejido con un ángulo, por lo que es imposible de alcanzar dendritas más profundas. </li><li> Por lo tanto, tirar de una pipeta con una punta muy pequeña, por lo que no neurotransmitter puede salir, pero la punta tiene que ser lo suficientemente rígido como para penetrar en el tejido (Figura 2). Por ejemplo, usar 150 GB F 8P pipetas de clase (Science Products, Hofheim, Alemania) y un tirador horizontal (por ejemplo, un extractor DMZ-Universal, Zeitz-Instruments GmbH, Martinsried, Alemania, o un extractor de P-97, Sutter Instrument Company , Novato, CA) con varios pasos de tracción para lograr una pequeña abertura, sino también un corto Tapper con un ángulo pronunciado (Figura 2 y Tabla 2). </li><li> También es posible utilizar pipetas de vidrio de cuarzo para tirar de pipetas iontoforéticos 10. Se supone que tiene mejores propiedades mecánicas y ser más confiable, sin embargo se requieren extractores especiales láser. Pero también es posible lograr buenos resultados con pipetas de vidrio normales, que por lo general se utilizan para tirar de pipetas de parche. </li><li> Pon a prueba el rendimiento de pipeta y la resistencia en una cámara sin tejido, antes de utilizarlas por primeratiempo, ya que las fugas de glutamato podría dañar el tejido. </li><li> Configure el amplificador iontoforesis correctamente. A continuación, llenar la pipeta con el neurotransmisor y la solución que contiene colorante y colocarlo en el baño (ACSF). </li><li> Compensar la capacitancia (Figura 3). Por lo general, muy pipetas agudos tendrán una capacidad superior a los contundentes. </li><li> Comprobar la resistencia de la pipeta: El amplificador de micro-iontoforesis utilizado aquí tiene una característica construir-en para la medición de la resistencia a la pipeta. Evoca impulsos de prueba rectangulares breves, que pueden ser controlados con un osciloscopio estándar o una tarjeta A / D conectado a un ordenador con el software de adquisición. Dependiendo de la forma y el tamaño de la punta, la punta debe tener una resistencia entre 25 a 90 mW. </li><li> Centrarse en la punta con un objetivo de inmersión en agua de 60X o 40X y cambiar a imágenes fluorescentes y si es posible, agrandar Si hay una fuga de colorantes fluorescentes fuera de la punta de la pipeta, aplique una pequeña positivo (en el caso de gluTamate) o negativo (en el caso de GABA, Figura 4) actual conservan (&lt;0,02 μA). Si eso no ayuda para cancelar la fuga, cambiar la pipeta. </li><li> Aplicar una corriente de paso fuerte o usar el disparador manual y supervisar la punta en la imagen fluorescente para ver si la solución puede ser expulsado fuera de la pipeta. Como se mencionó anteriormente, la polaridad del impulso de corriente está en función de la carga de la molécula que se supone que ser expulsado. Para expulsar el glutamato es una corriente negativa y para GABA una corriente positiva (Figura 4). </li><li> Las burbujas de aire en la pipeta que bloquean la expulsión de tinte y el transmisor, se puede borrar mediante la aplicación de un alto eyección actuales varias veces. </li><li> Tomados en conjunto, si no hay fugas visibles y la eyección prueba fue exitosa, compensar la capacitancia e iniciar el experimento. </li><li> Precaución: Dado que la compensación de capacitancia se consigue mediante un circuito de realimentación, este circuito puede oscilar sobreimpulso o si es overcompensated. Utilizar con cuidado el ajuste del dial de compensación de capacitancia. </li><li> Dependiendo de la estabilidad extractor a veces es necesario para ajustar la configuración del extractor de tiempo en tiempo, ya que el filamento puede haber cambiado propiedades. Sin embargo, si una vez que una buena pipeta está diseñado, que puede ser utilizado para varios días. Por lo tanto, después de terminar el experimento iontoforético almacenar la pipeta en un recipiente cerrado sin dañar la punta. </li><li> Para el siguiente experimento llenar la pipeta con la solución de neurotransmisor, se aplican varios pulsos expulsan fuertes para limpiar la punta y luego comprobar si las propiedades (por ejemplo, resistencia) el cambio de manera significativa. Entonces compensar la capacitancia y utilizar la pipeta de nuevo. No use una sola pipeta con diferentes soluciones de neurotransmisores. </li></ol> 4. Preparar las rodajas de cerebro <ol><li> Si micro-iontoforesis se utiliza por primera vez sin duda preparar las rodajas después de establecer un programa extractor de funcionar de forma fiable. </li> &lt;procedimientos li&gt; Perform anestesia y la decapitación de acuerdo a las pautas de cuidado de animales de su institución o de la autoridad local. </li><li> Después de la eliminación del cerebro, la transferencia a hielo frío ACSF sacarosa (véase el Protocolo 2.1). </li><li> Cortar la región de interés en rodajas de grosor adecuado (por ejemplo, 300 micras). </li><li> Incubar las rebanadas en ACSF sacarosa a 35 ° C durante 30 min. Posteriormente, transferirlos a una cámara de retención sumergida que contiene ACSF normal a temperatura ambiente. </li><li> A lo largo de la preparación y la experimentación carbogenize la ACSF que rodea las rebanadas con 95% O 2, 5% de CO 2. </li></ol> 5. Establecer una grabación de células enteras <ol><li> Coloque la pipeta iontoforesis (s) ya cerca de la superficie de corte antes de parchear una celda, para evitar el posicionamiento de larga duración, después de establecer el modo de célula completa. </li><li> Tire una resistencia baja parche pipeta (3-5 mW), llenarlo con la dvosotros que contiene solución interna y aplicar presión positiva a la pipeta (30 - 60 mbar). </li><li> Ingrese el baño y el enfoque de la celda bajo la guía visual (dos imagen contraste gradiente fotón contraste o Dodt infrarrojos). </li><li> Vigilar la resistencia pipeta con un pulso de prueba (por ejemplo, -10 mV, 20 ms) en el modo de fijación de voltaje. Al tocar el tejido corregir el potencial de compensación. </li><li> Acércate a la célula y empuje suavemente la punta de la pipeta en ella hasta que un &quot;hoyuelo&quot; se puede ver claramente. Inmediatamente liberar la presión de la pipeta, se aplican 40 - 60 mbar de presión negativa y cambiar el potencial de membrana de -65 mV. </li><li> Cuando la corriente de mantenimiento alcanza valores por debajo de 100 pA, liberar la presión negativa. </li><li> Después de establecer un sello giga (resistencia&gt; 1 GΩ), la ruptura de la membrana con un corto, fuerte succión a la pipeta o breve exceso de compensación del circuito de compensación de capacitancia. </li><li> Dependiendo del modo (abrazadera de tensión o de corriente) que se requierepara el diseño experimental, compensar apropiadamente. </li><li> Iniciar para traer la pipeta iontoforético en su posición final. Si es necesaria una descripción más detallada de cómo llevar a cabo con éxito grabaciones de patch clamp, hay varias directrices excelentes disponibles 18,19. </li></ol> 6. Coloque la pipeta iontoforética y generar un potencial iontoforética Postsináptica <ol><li> En general, los acontecimientos iontoforéticos pueden ser evocados en lugares definidos dependiendo del experimento deseada, por ejemplo, en una dendrita espinosa para el glutamato micro-iontoforesis, en el eje dendríticas, soma o segmento inicial del axón para GABA micro-iontoforesis. </li><li> Acércate a la célula hasta aproximadamente 1 m distancia sin tocarlo. Después de alcanzar la posición de interés es crucial que no neurotransmisor se está filtrando y que la capacitancia de la pipeta esté bien compensada. </li><li> Si se aproxima la célula con un glutamato llena pipetee iontoforéticoe provoca la despolarización detectable del potencial de membrana, ajuste la corriente conservan si es posible, o cambiar la pipeta. </li><li> Aplicar impulsos de corriente negativos cortos, a partir de cero y aumentar la corriente de forma sistemática (por ejemplo, desde 0,1 hasta 0,4 mseg, 0,01 a 1 μA pulsos). Esto ayuda a saber en qué rango de la corriente iontoforética evoca las respuestas deseadas en el experimental específica puesta a punto. </li><li> Si no hay ninguna respuesta detectable, levante la pipeta varias cientos de micrómetros y aplicar una fuerte corriente de expulsión (&gt; 0,1 μA) para limpiar la punta. Ajuste la compensación de capacitancia, acercarse a la célula, y vuelva a intentarlo. </li><li> Si aún no hay respuesta, reducir la corriente de retener. Tenga mucho cuidado con los ajustes de la carátula ya que este procedimiento puede causar la liberación de neurotransmisores incontrolada. Por lo tanto, vigilar constantemente el control para detectar los cambios respectivos en el potencial de membrana. </li><li> Si es difícil de detectar eventos GABAérgicas, puede ser útil usar unn composición de la solución interna de rendimiento en un alto Cl - fuerza motriz. Para lograr esto, reducir la concentración de Cl - en la solución de la pipeta (véase la sección 2.6 del protocolo.). Esto dará lugar a acontecimientos GABAérgicas más grandes en el potencial de membrana en reposo debido a una fuerza de conducción más alta. </li><li> Alternativamente, inyecte medidas actuales largos resultan en la membrana potenciales posibilidades de -100 mV a -48 mV (Figura 8C). Con este protocolo el Cl - motor se incrementa a potenciales hiperpolarizados causan una respuesta GABA despolarización. </li><li> También es posible utilizar el protocolo de inyección de corriente de paso para determinar el potencial de inversión de los acontecimientos evocados, lo que ayuda a determinar la naturaleza GABAérgica de los eventos. La fuga de GABA es más difícil de detectar que las fugas de glutamato. En este caso, un control constante de la resistencia de entrada puede ayudar, cuando se acercó a la pipeta llena de GABA. Si la resistencia de entrada disminuye, la corriente puede retener be incrementa o una pipeta diferente se debe utilizar. </li><li> En los experimentos de control para iontoforesis glutamato, sugerimos una Ca 2 + experimento de imágenes, utilizando 200 mM OGB-1 y no EGTA en la solución de la pipeta para visualizar la entrada de calcio local que puedan ser causados ​​por fugas de glutamato. </li><li> En general, para lograr una respuesta estable es muy importante tener una pipeta mecánicamente estable para evitar la deriva con el tiempo. La deriva puede ser causado por cambios de temperatura, por lo tanto, se recomienda conectar el equipo por lo menos media hora antes de las medidas para evitar la deriva térmica. Asegúrese de utilizar buenos cierres de cartucho en el soporte de la pipeta y la punta está muy fijo. El titular de la misma puede ser, además, fijado con cinta de teflón, por otro lado, estar seguro de que no hay tensión en los cables de la headstage o manipulador, que también es una fuente potencial de la deriva. </li></ol>

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<li>Fino, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RuBi-Glutamate%3A+Two-Photon+and+Visible-Light+Photoactivation+of+Neurons+and+Dendritic+spines%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">RuBi-Glutamate: Two-Photon and Visible-Light Photoactivation of Neurons and Dendritic spines.</a> Front Neural Circuits. 3, 2(2009).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros en competencia.

Aquí le explicamos cómo aplicar micro-iontoforesis rápida de los neurotransmisores para investigar la integración sináptica en las dendritas. Esta técnica se ha utilizado con éxito para investigar la transmisión sináptica glutamatérgica y GABAérgica en diferentes regiones del cerebro in vitro e in vivo 9,20-22. Micro-iontoforesis se ha utilizado durante más de 60 años, pero en los primeros años, se utiliza sobre todo para bien aplicar localmente neurotransmisores y fármacos en escalas de tie...

Las neuronas en el sistema nervioso central reciben una variedad de entradas sinápticas en sus procesos dendríticos delgadas y ramificadas 1. Allí, la mayoría de las entradas excitadoras dendríticas están mediadas por las sinapsis glutamatérgicas. Estas sinapsis se pueden activar de una manera distribuida en el espacio, lo que resulta en la integración lineal postsináptica de los potenciales postsinápticos excitatorios (EPSP). Si las sinapsis se activan de forma simultánea y en proximidad espacial en la dendrita, estas entradas excitadoras pueden ser integrados supra-linealmente y generan picos dendríticas 2-5. Además, la integración de entradas excitadoras depende de la ubicación de la entrada en el árbol dendrítico. Las señales que llegan a la región distal del mechón son mucho más atenuado que las entradas proximal por filtrado de cable 6. En el hipocampo, las entradas distantes a las dendritas apicales penacho se generan por una región del cerebro diferente que los de proximal dendriTES 7. Una cuestión interesante es por lo tanto, la forma de entrada sináptica es procesada por diferentes compartimentos dendríticas y si la integración dendríticas regula la influencia de estas entradas en capas sobre el disparo neuronal de diferentes maneras. No sólo las propiedades funcionales, las características morfológicas de la dendrita, la ubicación y la agrupación de las entradas están afectando a la integración dendríticas de entradas excitadoras, también las entradas inhibidoras adicionales de terminales GABAérgicas crucial determinar la eficacia de las sinapsis glutamatérgicas 8,9. Estos diferentes aspectos de la integración sináptica pueden ser investigados utilizando idealmente neurotransmisor micro-iontoforesis, que permite la aplicación espacialmente definida de diferentes neurotransmisores a los dominios dendríticas. Estamos aquí demostrar la forma de establecer con éxito micro-iontoforesis de glutamato y GABA para investigar la integración de señales en las neuronas. Para esta aplicación, de punta finase utilizan pipetas de alta resistencia llenos de soluciones concentradas de neurotransmisores. Estas pipetas están posicionados cerca de la membrana externa de la célula, donde se encuentran los receptores de los neurotransmisores. Es necesaria una buena visualización de las ramas dendríticas. Esto se logra mejor mediante tintes fluorescentes, que se introducen a través de la pipeta parche. A continuación, un impulso de corriente muy corto (&lt;1 ms) (en el rango de 10 a 100 nA) se utiliza para expulsar las moléculas neurotransmisoras cargadas. Con estos pulsos cortos y compensación de capacitancia efectiva, potenciales o corrientes postsinápticas pueden ser evocados con alta precisión temporal y espacial, lo que significa que se conoce con precisión la ubicación de la entrada excitadora. El glutamato micro-iontoforesis puede activar sinapsis en un radio definido, que es menor que 6 m como se muestra aquí (Figura 1 9), pero también es posible llegar a resolución sinapsis única 10-12. Heine, M., y col </em&gt; mostró que la resolución espacial de las micro-iontoforesis rápido, incluso se puede ajustar para detectar tamaños por debajo de 0,5 micras, que es más pequeño que tamaños de los puntos alcanzados regularmente con uncaging de dos fotones de glutamato 13. Con micro-iontoforesis rápido que es fácilmente posible usar dos o más pipetas iontoforéticos y colocarlos en diferentes lugares, aunque distantes en el árbol dendrítico. De esta manera, la integración de eventos excitatorios, incluidos los de las diferentes vías, se puede investigar. También es posible utilizar un glutamato y una pipeta iontoforético lleno de GABA en el mismo tiempo. De esta manera el efecto de la inhibición GABAérgica en diferentes ubicaciones relativas a la entrada de excitación (en-camino, la inhibición de fuera de ruta) puede ser estudiada. Además, el impacto de la inhibición por interneuronas dirigidos dominios neuronales específicas, como las dendritas distales, soma o axones 14, puede ser investigada utilizando iontoforesis GABA. En las neuronas cultivadas, micro-iontoforesis rápido ofrece la oportunidad de investigate distribución de sinapsis individuales y los aspectos elementales de la comunicación sináptica en las neuronas de muchos más detalles 10,11. En este artículo se demuestra en detalle la forma de establecer la iontoforesis glutamato y GABA para el uso en rodajas de cerebro de agudos, lo que permite que investigan la integración sináptica de entradas excitadoras e inhibidoras en dependencia de la ubicación de entrada, los puntos fuertes de entrada, y el momento, solo o en interacción. Vamos a señalar las ventajas y limitaciones de esta técnica y cómo solucionar con éxito.

<table><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td><Microscopio > escaneo láser < fuerte/></td></tr> dos <tr><td>fotones (TRIM Scope II) y Ultima IV, Prairie Technologies, Middleton, Wisconsin)</td><td>LaVision Biotec, Bielefeld, Alemania</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio de barrido láser de dos fotones Ultima IV</td><td>Prairie Technologies, Middleton, Wisconsin, EE. UU</td><td></td><td>.</td></tr><tr><td>Ti:Láser de pulso ultrarrápido de zafiro</td><td>Chameleon Ultra II, Coherente</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Objetivo 60X, NA 0.9</td><td>Olympus</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio vertical Zeiss Axioskop 2 FS</td><td>TILLPhotonics, Gr&auml; estanterías, Alemania</td><td></td> <td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Monocromador</td><td>TILLPhotonics, Gr&auml; estanterías, Alemania</td><td></td> <td>&nbsp;</td></tr><tr><td>sistema de microiontoforesis MVCS-02</td><td>NPI Electronics, Tamm, Alemania</td><td></td> <td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Tirador Sutter P-97</td><td>Sutter Instrument Company, Novato, CA</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Filamentos de vidrio (150 GB F 8P)</td><td>Science Products, Hofheim, Alemania</td><td></td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td></td><td></td><td><fuerte>Reactivo</fuerte></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 hydrazide</td><td>Sondas moleculares</td> tecnologías <td>de vida A-10436</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594</td><td>Sondas moleculares tecnologías de vida</td><td>A-10438</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7653</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9333</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>NaH2PO4</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S8282</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S6297</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S7903</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C5080</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M2670</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Glucosa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G7528</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>K-Gluconato</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G4500</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>HEPES-ácido</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H4034</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Fosfocreatina</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P7936</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E3889</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Ácido glutámico</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8415</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>GABA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5835</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Merck</td><td>1.09137.1000</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>HCl</td><td>Merck</td><td>1.09108.1000</td><td>&nbsp;</td></tr></tbody></table>

fast micro-iontoforesis de glutamato y gaba: una herramienta útil para investigar la integración sináptica

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

Uno de los intereses fundamentales de la neurociencia es entender la integración de entradas excitadoras e inhibidoras a lo largo de la muy compleja estructura del árbol dendrítico, que finalmente conduce a la producción neuronal de potenciales de acción en el axón. La influencia de diversos parámetros espaciales y temporales de entrada sináptica específica en la salida neuronal está actualmente bajo investigación, por ejemplo, la atenuación dependiente de la distancia de las entradas dendríticas, la interacción dependiente de la ubicación de las entradas espacialmente segregadas, la influencia de la inhibición GABAergig en la integración excitatorio, lineal y modos de integración no lineales, y muchos más. Con micro-iontoforesis rápido de glutamato y GABA es posible investigar con precisión la integración espacial y temporal de la excitación glutamatérgica y la inhibición GABAérgica. Requisitos técnicos críticos son o bien una lámpara fluorescente activado, el diodo emisor de luz (LED), o una de dos fotones scanning microscopio para visualizar ramas dendríticas sin introducir significativa foto-daño del tejido. Además, es muy importante tener un amplificador de micro-iontoforesis que permite la compensación de capacitancia rápido de pipetas de alta resistencia. Otro punto crucial es que ningún transmisor se libera involuntariamente por la pipeta durante el experimento. Una vez establecida, esta técnica dará señales fiables y reproducibles con una alta especificidad y neurotransmisor ubicación. En comparación con el glutamato y GABA uncaging, iontoforesis rápido permite el uso de dos transmisores en el mismo tiempo pero en lugares muy distantes sin limitación para el campo de visión. También hay ventajas en comparación con la estimulación eléctrica focal de axones: con micro-iontoforesis se conoce definitivamente la ubicación del sitio de entrada y es seguro de que sólo se libera el neurotransmisor de interés. Sin embargo, tiene que tener en cuenta que sólo con micro-iontoforesis lapostsynapse se activa y aspectos presináptica de la liberación de neurotransmisores que no se resuelven. En este artículo se demuestra cómo crear micro-iontoforesis en experimentos de cortes de cerebro.

Un enfoque simple para determinar la extensión espacial de la iontoforesis es para retraer la pipeta iontoforético paso a paso de la dendrita, mientras se mantiene constante la glutamato expulsado. Hemos encontrado que la extensión espacial de una estimulación de micro-iontoforético tenía un diámetro de aproximadamente 12 micras (Figura 1 que muestra radio). ¿Qué tan profundo en el tejido de la iontoforesis se puede utilizar depende de la rigidez de la pipeta. Sin embargo, las pipetas iontoforéticos nec...

En este artículo presentamos micro-iontoforesis rápida de los neurotransmisores como técnica para investigar la integración de las señales postsináptica con alta precisión espacial y temporal.

Fast Micro-iontoforesis de glutamato y GABA: una herramienta útil para investigar la integración sináptica

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

El objetivo general de este procedimiento es comprender la integración de las entradas a lo largo de la estructura muy compleja del árbol dendrítico neuronal, lo que finalmente conduce a la salida neuronal de potenciales de acción en el axón. Esto se logra primero retirando las micropipetas adecuadas para iontoforesis. El segundo paso consiste en probar las micropipetas para iontoforesis y compensar correctamente su capacitancia.A continuación, establezca la configuración de célula completa. El paso final consiste en acercarse a la dendrita y evocar potenciales postsinápticos en la célula registrada. En última instancia, la iontoforesis microscópica rápida permite investigar la integración de múltiples entradas, que además pueden pertenecer a diferentes sistemas de neurotransmisores.Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de las neurociencias, como cómo se integran las entradas inhibitorias y excitatorias, y bajo qué condiciones. Esto puede conducir a la salida neuronal. Comience este procedimiento tirando pipetas con puntas muy pequeñas para la iontoforesis controlada de neurotransmisores.Con un micropipeteador horizontal o vertical, se pueden obtener punt

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Investigación

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Neurociencia

La preparación de cortes de cerebro de agudos de hipocampo aislado, así como los registros simultáneos electrofisiológicas de los astrocitos y las neuronas...

Dos registros electrofisiológicos de sinápticamente respuestas evocadas neuronal y astroglial en agudas rodajas de hipocampo

Este video demuestra la evaluación de la liberación y eliminación de glutamato en sinapsis corticoestriatales individuales en un corte de cerebro de ratón. La estimulación eléctrica facilita la liberación de glutamato en la sinapsis. El glutamato liberado altera la fluorescencia de la proteína sensora, que se desintegra con el tiempo, lo que indica la eficiencia de liberación y eliminación.

Análisis de la liberación y eliminación de glutamato en una sinapsis de una sola neurona en un corte de cerebro de ratón

En este video, una matriz de electrodos múltiples (MEA) recubierta con glutamato oxidasa se implanta en el tejido cerebral de un ratón anestesiado. La solución de glutamato se inyecta en el espacio extracelular donde el MEA detecta los niveles de glutamato, lo que permite el seguimiento en tiempo real de la absorción de glutamato por parte de los astrocitos.

Monitorización de glutamato en tiempo real in vivo mediante una matriz de microelectrodos recubierta de enzimas

Se describe un método analítico para estimar la vida útil de glutamato en las membranas de los astrocitos a partir de grabaciones electrofisiológicas de las corrientes de transportador de glutamato en astrocitos.

Derivado de la evolución temporal de la Liquidación glutamato con un análisis de deconvolución de Corrientes Transporter astrocíticos

Se describe la combinación de focal foto-activación inducida por UV de compuestos neuroactivos con células enteras patch-clamp y las imágenes de múltiples fotones de los transitorios de sodio intracelulares en dendritas y espinas de las neuronas del hipocampo en cortes de tejido agudas del cerebro de ratón.

Multi-fotón intracelular de sodio Imaging Combinado con Desembalado focal UV-mediada de glutamato en las neuronas CA1 Piramidal

Demostramos la fabricación, calibración y propiedades de dos tipos de microelectrodos selectivos de iones (de doble cañón y concéntricos) para la medición de concentraciones de iones en el tejido cerebral. A continuación, se utilizan en la preparación del corte del hipocampo del ratón para demostrar que la actividad excitatoria cambia las concentraciones extracelulares de potasio y sodio.

Los microelectrodos de dos cañones y concéntricos para la medición de extracelular Ion señales en el tejido cerebral

Este artículo ilustra cómo se puede cuantificar la expresión de receptores de neurotransmisores y analizar el patrón en sinapsis con elementos pre y postsinápticos identificados utilizando una combinación de transducción viral de herramientas optogenéticas y la técnica de inmunomarcaje de réplica de congelación-fractura.

Combinados Optogenética y congelación-fractura Réplica Immunolabeling para Analizar Arreglo-entrada específica de glutamato receptores en el ratón amígdala

Presentamos métodos para la construcción de electrodos que registren simultáneamente la actividad neuronal extracelular y liberen múltiples sustancias neuroactivas en las proximidades de los sitios de registro en ratones despiertos. Esta técnica permite el análisis detallado de las entradas sinápticas locales putativas a la neurona de interés.

Extracelular de grabación de la actividad neuronal junto con la aplicación de sustancias Microiontophoretic neuroactivos en ratones Awake

El reto de la investigación de la epilepsia es desarrollar tratamientos novedosos para los pacientes donde la terapia clásica es inadecuada. El uso de un nuevo protocolo — con la ayuda de un sistema de administración de fármacos implantables — somos capaces de controlar las convulsiones en ratones anestesiados por la entrega electroforética de GABA en el foco epiléptico.

La entrega electroforética de ácido γ-aminobutírico (GABA) en el enfoque epiléptico previene las convulsiones en ratones

Presentamos un protocolo para evaluar el equilibrio entre la liberación de glutamato y el aclaramiento en sinapsis glutamatérgicas corticostriatales en rodajas agudas de ratones adultos. Este protocolo utiliza el sensor fluorescente iGluu para la detección de glutamato, una cámara sCMOS para la adquisición de señal y un dispositivo para la iluminación láser focal.

Indicadores de sinapsis únicas de liberación y aceptación de glutamato en rebanadas cerebrales agudas de ratones normales y Huntington

El protocolo demuestra que mediante la realización de microtrasplante de membranas sinápticas en ovocitos de Xenopus laevis , es posible registrar respuestas consistentes y confiables de α-amino-3-hidroxi-5-metil-4-isoxazolpropiónico y los receptores de ácido γ-aminobutírico.

Microtrasplante de membranas sinápticas para reactivar los receptores sinápticos humanos para estudios funcionales

Aprende la micro-iontoforesis rápida de glutamato y GABA para investigar la integración sináptica en neuronas. Esta técnica permite estudiar con precisión cómo se combinan las señales postsinápticas.

Fast Micro-iontoforesis de glutamato y GABA: una herramienta útil para investigar la integración sináptica

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