Name: Identificación de poblaciones específicas de neuronas sensoriales para el estudio de los canales iónicos expresados (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 34 s
Description: Aprende a identificar neuronas sensoriales aferentes mediante marcaje retrógrado con DAI y electrofisiología de patch clamp. Este método permite estudiar los canales iónicos y sus propiedades funcionales en neuronas de ganglios de la raíz dorsal.

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Este trabajo fue financiado por los Institutos Nacionales de Salud Grant AR059397 (KSE).

Nota: Todo el trabajo con animales debe realizarse de acuerdo con las pautas institucionales y de cuidado de animales.
1. Preparación del animal y etiquetado
<ol>
	<li>Anestesiar ratas: Anestesiar a una rata (típicamente 150-400 g) usando una inyección intraperitoneal de una mezcla de ketamina (50 mg/kg de peso corporal), xilacina (5 mg/kg) y acepromazina (1 mg/kg). Verifique los reflejos pellizcando el pie, espere hasta que no haya respuesta. Dado que la respuesta a la anestesia varía de un animal a otro, es mejor determinar el efecto de los anestésicos mediante la prueba de los reflejos del dolor.</li>
	<li>Solución de DiI: Pesar el polvo de DiI y disolverlo en DMSO 100% estéril para obtener una solución al 1,5% (15 mg/ml). Guarde la solución a temperatura ambiente en un ambiente seco hasta su uso.</li>
	<li>Inyecciones de DiI: afeitar el pelo sobre el área de la pantorrilla en ambas patas de la rata anestesiada con una navaja de afeitar eléctrica.
	<ol>
		<li>Llene una jeringa estéril de 1 ml (aguja de 11/4 en 27 G) con 200 μl de solución de DiI al 1,5%. Inserte lentamente la aguja paralela al eje largo de cada músculo gastrocnemio e inyecte 100 μl de DiI en el músculo mientras retrocede lentamente la aguja fuera del músculo (~ 10 segundos) sin retirarse del músculo.</li>
		<li>Antes de retirar la aguja del músculo, tire hacia atrás del émbolo de la jeringa para asegurarse de que el tinte ya no fluya por la punta, espere 10 segundos y luego retire la aguja del músculo. Este paso evita la fuga de DiI de la aguja a la piel, lo que podría marcar aferencias cutáneas.</li>
		<li>Repita para la otra pierna.</li>
		<li>Espere de 4 a 5 días para que el DiI sea transportado desde el músculo hasta el DRG.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Disección y aislamiento neuronal
<ol>
	<li>Soluciones:
	<ol>
		<li>Prepare la Solución Salina Balanceada de Hank (HBSS) y la Solución Salina Balanceada de Earle's (EBSS) de acuerdo con las instrucciones del fabricante, filtre, esterilice y almacene a 4 °C.</li>
		<li>Medio de cultivo (MEM Plus): Mezclar 89 ml de medios esenciales mínimos (MEM), 10 ml de suero fetal bovino (FBS), 1 ml de solución de penicilina-estreptomicina, filtrar, esterilizar y almacenar a 4 °C.</li>
		<li>Solución de polilisina: disolver el polvo de hidrobromuro de poli-L-lisina (10 mg/100 ml) en una solución de borato de sodio 0,1 M, pH 8,4, esterilizar por filtro y almacenar las alícuotas a -20 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Recubrimiento de cubreobjetos
	<ol>
		<li>Limpie los cubreobjetos de vidrio (redondos de 12 mm) en etanol al 70% durante 3-4 horas y seque al aire en una campana de cultivo estéril.</li>
		<li>Coloque los cubreobjetos secos en la solución de polilisina O/N.</li>
		<li>Retirar de la solución de polilisina y lavar en agua destilada estéril 2 veces durante 5 minutos cada una para eliminar el exceso de polilisina.</li>
		<li>Separe los cubreobjetos, séquelos en campana de cultivo y guárdelos a 4 oC.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Preparación para la disección
	<ol>
		<li>Coloque en hielo un vaso de precipitados con 10 ml de HBSS, una placa de Petri de 35 mm y una placa de Petri de 100 mm.</li>
		<li>Enzimas de peso: 7 mg de colagenasa, 1 mg de ADNasa y 10 mg de tripsina.</li>
		<li>Precaliente un baño de agua agitada a 37 oC y coloque en el baño un tubo de centrífuga de 15 ml que contenga 10 ml de EBSS para calentar.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>disección:
	<ol>
		<li>Sacrificar rata de acuerdo con un protocolo aprobado por IACUC. Carbon se utilizó dióxido para sacrificar a la rata.</li>
		<li>Extirpar rápidamente la espalda cortando la piel de la espalda, eliminar el tejido conectivo y muscular a lo largo de la columna vertebral para una mejor exposición y extirpar la sección lumbar de la columna vertebral (extremo de la región torácica al hueso ilíaco; Figura 1).</li>
		<li>Coloque la columna vertebral aislada en la placa de Petri de 100 mm y, con una pipeta Pasteur estéril, aplique una solución de HBSS fría para mantener la preparación húmeda y fría.</li>
		<li>Corta los músculos de los lados de la columna vertebral. Realizar una laminectomía dorsal, utilizando rongeurs o tijeras, y extraer suavemente el hueso que encierra los huecos que contienen el DRG.</li>
		<li>Aplique repetidamente HBSS helado (~ 1 ml) durante este procedimiento.</li>
		<li>Aislar el GRD cortando los nervios periféricos y centrales (dejando 1-2 mm de nervio para facilitar el manejo de los ganglios)</li>
		<li>Coloque el DRG aislado en la placa de Petri de 35 mm que contiene tampón HBSS helado.</li>
		<li>Repita hasta que todos los DRG L-4 y L-5 hayan sido aislados. La DRG torácica puede aislarse y procesarse por separado como un control negativo para el etiquetado de DiI.</li>
		<li>Coloque el plato con DRG aislado bajo un microscopio de disección y retire el exceso de nervios y vasos sanguíneos con microtijeras y pinzas.</li>
		<li>Corte el DRG para una mejor exposición a las enzimas, pero no desenvaine el DRG.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Disociación de neuronas DRG:
	<ol>
		<li>Agregue las enzimas en el medio EBSS tibio (mantenido en el baño de agua). Agitar brevemente para disolver y esterilizar con filtro.</li>
		<li>Con una pipeta Pasteur estéril, coloque todo el DRG en la solución enzimática. Minimice el volumen de HBSS que se agrega con DRG, ya que el HBSS diluirá la mezcla de enzimas. Gasifique el matraz con 95% deO2 y 5% de CO2 durante 60 segundos antes de tapar herméticamente el matraz.</li>
		<li>Incubar el matraz en el baño de agua agitable ajustado a 37 °C durante 60 min a 240 rpm.</li>
		<li>Al final de la incubación, agite vigorosamente el matraz 50x para disociar el DRG5.</li>
		<li>En condiciones estériles, añadir 5 ml de MEM Plus al matraz para detener las enzimas.</li>
		<li>Transfiera el contenido del matraz a un tubo de centrífuga estéril de 15 ml y centrifugue a 16 x g durante 6 min.</li>
		<li>Retirar y desechar el sobrenadante, añadir 5 ml de MEM Plus a la muestra. Triturar suavemente con una pipeta para romper el pellet.</li>
		<li>Repita el paso de centrifugación, retire y deseche el sobrenadante y agregue 500 μl de MEM Plus. Triturar suavemente con una punta de pipeta de 1 ml en una pipeta para hacer una suspensión celular.</li>
		<li>Coloque un cubreobjetos de vidrio recubierto de polilisina en un plato estéril vacío de 35 mm. Agregue una gota (~50 μl) de la suspensión de celdas al centro del cubreobjetos.</li>
		<li>Repita hasta que se agote la solución celular.</li>
		<li>Coloque las placas de 35 mm en una incubadora a 37 °C y 5% de CO2 durante 1 hora para permitir que las neuronas se adhieran a los cubreobjetos.</li>
		<li>Agregue 2 ml adicionales de medio en cada plato y devuélvalo a la incubadora.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Grabación de la abrazadera de parche
<ol>
	<li>Soluciones para el registro: estas soluciones son para el registro de corrientes de NaV. Ejemplos de soluciones con diferente composición se pueden encontrar en estas referencias5-7.
	<ol>
		<li>Solución externa: (en mM) 45 NaCl, 100 N-metil-d-glucamina (NMG)•Cl, 4 MnCl2, 10 Na•HEPES y 10 glucosa, con pH = 7,4 y osmolaridad = 320 mOsm.</li>
		<li>Solución interna: (en mM) 104 NMG•Cl, 14 Creatina•PO4, 6 MgCl2, 10 NMG•HEPES, 5 Tris•ATP, 10 NMG2•EGTA y 0,3 Tris2•GTP con pH 7,4 y osmolaridad = 300 mOsm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Medición de corrientes iónicas:
	<ol>
		<li>Extraiga los electrodos de registro de los capilares de vidrio en un extractor de electrodos y pula con calor las puntas con una microforja. La resistencia de los electrodos suele ser de 2-3 MΩ</li>
		<li>Identifique las neuronas DRG marcadas con DiI utilizando un microscopio con epifluorescencia y un cubo TRITC. DiI tiene una longitud de onda de excitación de 550 nm y una longitud de onda de emisión de 570 nm.</li>
		<li>Llene el electrodo de vidrio con solución interna (solo limando ~ 1 cm de la punta del electrodo) y golpee suavemente para eliminar las burbujas atrapadas. Coloque en el soporte de electrodos y muévalo a la celda usando un micromanipulador.</li>
		<li>Una vez que el electrodo toque la celda, aplique una succión suave a través del tubo de succión, hasta que se forme un sello hermético (determinado por el aumento de la resistencia del electrodo).</li>
		<li>Fije el voltaje de la membrana al potencial de retención deseado (generalmente de -60 a -120 mV).</li>
		<li>Obtenga la configuración de abrazadera de parche de celda completa aplicando una succión más fuerte para eliminar el parche de membrana en la punta del electrodo. La transición a la configuración de celda completa se observa eléctricamente como un aumento en la corriente capacitiva8-10.</li>
		<li>Compense la resistencia en serie utilizando los circuitos de compensación del amplificador de abrazadera de parche (use al menos un 80% de compensación)8,10.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Inmunocitoquímica
<ol>
	<li>Fije las neuronas en los cubreobjetos con paraformaldehído al 4% durante 1 hora y luego permeabilice con Tween 20 al 2% en solución salina tamponada con fosfato (PBS) durante 10 min.</li>
	<li>Incubar las células fijas O/N en una solución de bloqueo (suero normal o albúmina sérica bovina) más el anticuerpo primario, que es un anticuerpo desarrollado para unirse a un antígeno específico de interés.</li>
	<li>Incubar un conjunto de control de neuronas O/N en una solución de bloqueo que carece de los anticuerpos primarios.</li>
	<li>Lave los cubreobjetos con tampón PBS 3 veces durante 5 minutos, seguido de 2 lavados de 5 minutos cada uno con 1% de Tween 20 para eliminar el anticuerpo primario no unido.</li>
	<li>Incubar los cubreobjetos de prueba y control con el anticuerpo secundario marcado con fluorescente adecuado, que se une al anticuerpo primario para permitir la visualización.</li>
	<li>Lave los cubreobjetos con PBS 3x durante 5 minutos para eliminar el exceso de anticuerpos secundarios.</li>
	<li>Monte los cubreobjetos en un portaobjetos de vidrio limpio utilizando medios de montaje.</li>
	<li>Aplique esmalte de uñas transparente en el borde del cubreobjetos para fijarlo en su lugar. Una vez secas, visualice las neuronas y capture imágenes utilizando el software que acompaña al microscopio de fluorescencia. 
	Nota: En este trabajo se utilizó un microscopio Nikon con el software NIS-elements BR 3.2. El tiempo de exposición se optimizó y se mantuvo igual para los portaobjetos de control y de prueba.</li>
	<li>Mida la intensidad de la fluorescencia y el tamaño de las células de las neuronas individuales utilizando un software de imágenes como ImageJ (rsbweb.nih.gov/ij/index.html).</li>
</ol>

<ol><li>Hu, P., McLachlan, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+reactions+of+cutaneous+and+muscle+afferent+neurons+to+peripheral+nerve+transection+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Selective reactions of cutaneous and muscle afferent neurons to peripheral nerve transection in rats.</a> J. Neurosci. 23, 10559-10567 (2003).</li>
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</ol>

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Los aferentes musculares que se originan en los músculos tríceps surales (por ejemplo, gastrocnemio) se han utilizado en múltiples estudios para investigar el reflejo presor del ejercicio (EPR)13. Dado el interés en estudiar las neuronas sensoriales que median el EPR, se seleccionaron los músculos gastrocnemios para la inyección de tinte. Se eligió DiI debido a su naturaleza lipofílica y porque no se pierde de la neurona por difusión a través de la membrana plasmática intacta3,14. Usando es...

Los ganglios de la raíz dorsal (DRG) están compuestos por somas de neuronas aferentes que inervan varias partes del cuerpo, y se pueden obtener conocimientos importantes del estudio de las neuronas sensoriales con diferentes objetivos de inervación1. Se utilizan varios métodos indirectos o invasivos para aislar e identificar las neuronas aferentes para, por ejemplo, inyectar el nervio con marcadores como fluorogold1, inyectar tinte en los músculos mediante el método quirúrgico2. De los diferentes colorantes que se han utilizado con éxito para etiquetar neuronas y tractos neuronales, los tintes fluorescentes como DiI son ampliamente utilizados en los trazados neuroanatómicos debido a su rápida absorción por las terminales neuronales, la retención a largo plazo en las neuronas y la falta de transferencia entre neuronas3. Las neuronas aferentes marcadas con DiI se pueden visualizar fácilmente utilizando un microscopio fluorescente para un estudio detallado. Sin embargo, una limitación es que marcadores como DiI pueden perderse de las células durante la permeabilización celular necesaria para la inmunocitoquímica con epítopos intracelulares4. Aquí describimos un método que utiliza DiI inyectado en el músculo esquelético para identificar las neuronas aferentes musculares en el DRG. También describimos un método de permeabilización celular que retiene DiI en la neurona al tiempo que permite el acceso de anticuerpos a los epítopos intracelulares. Demostramos el uso de la electrofisiología y la inmunocitoquímica para estudiar estas neuronas identificadas, así como describimos las distintas ventajas de cada técnica en el estudio de los canales iónicos que controlan la excitabilidad neuronal. Finalmente, describimos los problemas potenciales que pueden dificultar la interpretación de los datos electrofisiológicos. Hemos utilizado estos métodos para identificar las neuronas aferentes musculares y cutáneas y determinar los canales de sodio (NaV) dependientes de voltaje expresados en estas neuronas identificadas8. Sin embargo, estos métodos se pueden adaptar a una variedad de preparaciones para estudiar subconjuntos identificados de neuronas que inervan un tejido objetivo o núcleo cerebral en particular.

<table><tbody><tr><td>NaV 1.8</td><td>Abcam</td><td>Ab93616</td><td></td></tr><tr><td>NaV 1.1 / 1.6/ 1.7 y 1.9</td><td>Alamone Labs, Jerusalén, Israel</td><td>ASC- 001/ 009 /008 /017</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Anticuerpos secundarios contra fluor</td><td>Invitrogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suero</td><td></td><td></td><td></td>normal de cabra</tr><tr><td>Fluoro-Gel Ciencias</td><td>de la Microscopía Electrónica 17985</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

identificación de poblaciones específicas de neuronas sensoriales para el estudio de los canales iónicos expresados

Identification of Specific Sensory Neuron Populations for Study of Expressed Ion Channels

Las neuronas sensoriales transmiten señales desde varias partes del cuerpo al sistema nervioso central. El soma de estas neuronas se encuentra en los ganglios de la raíz dorsal que recubren la columna vertebral. La comprensión de los receptores y canales expresados por estas neuronas aferentes sensoriales podría conducir a nuevas terapias para la enfermedad. El paso inicial es identificar el subconjunto específico de neuronas sensoriales de interés. En este trabajo describimos un método para identificar las neuronas aferentes que inervan los músculos mediante marcaje retrógrado utilizando un colorante fluorescente DiI (perclorato de 1,1'-dioctadecil-3,3,3',3'-tetrametilindocarbocianina). Comprender la contribución de los canales iónicos a la excitación de las aferencias musculares podría ayudar a controlar mejor la excitabilidad excesiva inducida por ciertos estados patológicos, como la enfermedad vascular periférica o la insuficiencia cardíaca. Utilizamos dos enfoques para identificar los canales iónicos dependientes del voltaje expresados por estas neuronas, electrofisiología de pinza de parche e inmunocitoquímica. Si bien la electrofisiología más los bloqueadores farmacológicos pueden identificar tipos de canales iónicos funcionales, utilizamos la inmunocitoquímica para identificar canales para los que no había bloqueadores específicos disponibles y para comprender mejor el patrón de distribución de canales iónicos en la población celular. Estas técnicas se pueden aplicar a otras áreas del sistema nervioso para estudiar grupos neuronales específicos.

Mediante el método descrito aquí, identificamos neuronas aferentes musculares en los ganglios de la raíz dorsal y procedimos a determinar los canales de sodio activados por voltaje (NaV) expresados por estas neuronas. Las neuronas aferentes musculares marcadas con DiI (Figura 1C) representaron una pequeña fracción de la población total de neuronas en el ganglio de la raíz dorsal, con un promedio del 16 % de las neuronas (167/1047) marcadas. La cuantificación se realizó midiendo primero la fluorescencia m...

Las neuronas sensoriales aferentes envían información sensorial desde la periferia al sistema nervioso central. La identificación de neuronas aferentes específicas ayudará a comprender su fisiología. Describimos un método de marcaje retrógrado para identificar neuronas aferentes y estudiamos los canales iónicos dependientes de voltaje en estas neuronas utilizando electrofisiología e inmunocitoquímica de patch clamp.

Identificación de poblaciones específicas de neuronas sensoriales para el estudio de los canales iónicos expresados

Sensory neurons transmit signals from various parts of the body to the central nervous system. The soma for these neurons are located in the dorsal root ...

El objetivo general de este procedimiento es identificar neuronas aferentes mediante marcado retrógrado con colorante y estudiar los canales iónicos en estas neuronas utilizando electrofisiología de parche y inmunoquímica. Esto se logra primero inyectando DAI en el tejido diana para marcar las neuronas aferentes inervantes. El segundo paso consiste en aislar neuronas aferentes de los ganglios de la raíz dorsal.A continuación, se realiza un registro mediante parche con clampaje en las neuronas marcadas para grabar los canales iónicos regulados, siendo el paso final la identificación de los canales iónicos expresados en las neuronas marcadas mediante inmunoquímica. En definitiva, mediante una combinación de parche, clampaje e inmunoquímica, somos capaces de identificar el patrón de expresión así como las propiedades funcionales de los canales iónicos en neuronas aferentes. La principal ventaja de este método frente a otros métodos existentes es que se trata de un método no invasivo y el DAI que utilizamos, el DAI I, es conocido por su rápida absorción por los terminales neuronales.Falta de transferencia entre neuronas y retenciones a largo plazo dentro de las neuronas en las que inyectamos. El procedimiento será demostrado por mí y por Stephanie, técnica de investigación de nuestro laboratorio, para la inyección del colorante. Primero, afeite el vello de la zona de la pantorrilla en ambas patas de la rata anestesiada utilizando una maquinilla eléctrica.A continuación, llene una jeringa estéril de un CC con 200 microlitros de solución de Dai al 1,5%. Introduzca lentamente la aguja en paralelo al eje longitudinal de cada músculo gastrocnemio e inyecte 100 microlitros de Dai en el músculo antes de retirar la aguja del músculo. Tire del émbolo de la jeringa hacia atrás para asegurarse de que el colorante ya no fluye desde la punta.Espere 10 segundos y luego retire la aguja del músculo. Se necesitan de cuatro a cinco días para que la distribución del colorante se establezca antes de la disección. Coloque un vaso de precipitados con 10 mililitros de HBSS, una placa de Petri de 35 milímetros y una placa de Petri de 100 milímetros sobre hielo.A continuación, pese siete miligramos de colagenasa, un miligramo de ADN y 10 miligramos de tripsina; precaliente un baño de agua con agitación a 37 grados Celsius y caliente un tubo de centrífuga de 15 mililitros que contenga 10 mililitros de EBSS en el baño. Después de sacrificar la rata antes de la disección, corte rápidamente la piel en la parte posterior del animal. Luego, retire el tejido conectivo y muscular a lo largo de la columna vertebral para obtener una mejor exposición.Posteriormente, retire la sección lumbar de la columna vertebral. A continuación, coloque la columna vertebral aislada en la placa de Petri de 100 milímetros. Aplique solución de HBSS fría utilizando una pipeta Pasteur estéril para mantener la preparación húmeda y fría.Corte los músculos de los lados de la columna vertebral. Realice una laminectomía dorsal utilizando rongeurs o tijeras para retirar suavemente el hueso y cerrar los recesos que contienen los ganglios de la raíz dorsal. Repita este paso varias veces. Aplique HBSS frío con hielo durante este procedimiento.Bajo el microscopio, aísle el ganglio de la raíz dorsal cortando los nervios periféricos y centrales, dejando uno o dos milímetros de nervio para facilitar el manejo de los ganglios. A continuación, coloque el ganglio de la raíz dorsal aislado en la placa de Petri de 35 milímetros que contiene tampón HBSS frío con hielo. Repita los procedimientos hasta que se hayan aislado todos los ganglios de la raíz dorsal L cuatro y L cinco.Elimine los nervios y vasos sanguíneos en exceso utilizando tijeras y pinzas microquirúrgicas. Corte el ganglio dorsal para una mejor exposición a las enzimas, pero no desenfunde el ganglio dorsal para la disociación de neuronas del ganglio dorsal. Añada las enzimas al medio EBSS tibio, luego vortex para disolver y esterilice por filtración.A continuación, coloque todos los ganglios de la raíz dorsal en la solución enzimática con una pipeta Pasteur estéril. Después, burbujee el matraz con 95% oxígeno y 5% CO2 durante 60 segundos antes de taparlo firmemente. Luego, incube el matraz en un baño de agua agitado a 37 grados Celsius durante 60 minutos a 240 RPM.Al final de la incubación, agite vigorosamente el matraz 50 veces para disociar los ganglios de la raíz dorsal bajo condiciones estériles. Añada cinco mililitros de MEM más al matraz para detener las actividades enzimáticas.Transfiera el contenido del matraz a un tubo estéril de centrífuga de 15 mililitros y centrifugue a 16 × g durante seis minutos. Posteriormente, retire y deseche el sobrenadante. Añada cinco mililitros de MEM más al muestra y triture suavemente con una pipeta.Para deshacer el precipitado, repita el paso de centrifugación, retire y deseche el sobrenadante y agregue 500 microlitros de MEM más, luego triture suavemente con la punta de pipeta de un mililitro en una pipeta para obtener una suspensión celular. A continuación, coloque un cubreobjetos de vidrio recubierto con polilisina en un platillo estéril vacío de 35 milímetros. Luego agregue una gota de la suspensión celular al centro del cubreobjetos. Repita este procedimiento hasta que se agote la solución celular. Coloque las placas de 35 milímetros en un incubador a 37 grados Celsius y 5% CO₂ durante una hora para permitir que las neuronas se adhieran a los bordes de las laminillas. Añada dos mililitros adicionales de medio a cada placa y devuélvalas al incubador para realizar el registro mediante parche en configuración celda-pegada (patch clamp).Primero, identifique las neuronas DRG marcadas con colorante utilizando un microscopio con fluorescencia epiluminiscente. A continuación, llene el electrodo de vidrio con la solución interna. Toque suavemente para eliminar cualquier burbuja atrapada.Luego coloque el electrodo en el porta-electrodos. Baje el electrodo hacia la célula utilizando un micromanipulador. Una vez que el electrodo toque la célula, aplique succión suave a través del tubo de succión hasta que se forme un sello apretado.Luego, fije el voltaje de la membrana al potencial de retención deseado. Obtenga la configuración del registro de parche en célula íntegra aplicando una succión más fuerte. Para eliminar el fragmento de membrana en la punta del electrodo, una vez establecida la configuración del parche en célula íntegra, comience la grabación.En este procedimiento, fije las neuronas sobre los cubreobjetos con paraformaldehído al 4% durante una hora. Luego, permeabilice las neuronas con Tween 20 al 2% en PBS durante 10 minutos. A continuación, incube las células en solución bloqueante durante una hora.Las células de prueba se incuban en la solución de bloqueo más el anticuerpo primario durante toda la noche. El conjunto de control de neuronas se deja incubar durante toda la noche en la solución de bloqueo sin ningún anticuerpo primario. Al día siguiente, lave las laminillas con tampón PBS tres veces durante cinco minutos cada una, seguido de dos lavados de cinco minutos cada uno con tween 20 al 1% para eliminar el anticuerpo primario no unido.A continuación, incubar las laminillas de prueba y control con el anticuerpo secundario marcado con fluorescencia apropiado durante 30 minutos, el cual se une al anticuerpo primario para permitir su visualización. Después, lavar las laminillas con PBS tres veces durante cinco minutos cada vez para eliminar el anticuerpo secundario en exceso. A continuación, montar las laminillas sobre un portaobjetos limpio utilizando medio de montaje.Luego, aplique esmalte de uñas transparente en el borde del cubreobjetos para fijarlo en su lugar. Una vez seco, visualice las neuronas y capture imágenes utilizando el software que acompaña al microscopio de fluorescencia. Esta es una representación de la inyección de Dai en el músculo gastrocnemio y el transporte retrógrado desde el músculo hasta el ganglio de la raíz dorsal.Los ganglios de la raíz dorsal L cuatro y L cinco están etiquetados aquí. Las neuronas aferentes se muestran en la imagen de campo brillante y esta imagen fluorescente muestra una neurona aferente muscular marcada con un colorante. Este histograma muestra la intensidad fluorescente DII de las neuronas sensoriales.El pico grande proviene de neuronas no marcadas y se ajusta con una ecuación gaussiana para determinar la intensidad media y la desviación estándar. La línea vertical punteada representa el umbral para la marcación de DAI. El histograma comprende datos de 1047 neuronas, de las cuales 167 están marcadas con dai.Aquí se muestra una neurona aferente muscular representativa con un buen control del voltaje de membrana. Las corrientes de sodio a menos 20, menos 10 y cero milivoltios se muestran a la izquierda y la relación corriente-voltaje se muestra a la derecha. Al intentar este procedimiento, es importante recordar disecar rápidamente pero con suavidad los ganglios dorsales y mantener la preparación húmeda repetidamente en HBSS frío con hielo.Tras seguir este procedimiento, se pueden marcar e identificar otras neuronas eferentes para comprender su función en la fisiología.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Identificación de poblaciones neuronales sensoriales específicas para el estudio de los canales iónicos expresados

Hay obstáculos técnicos para la medición de flujo de corriente a través de los canales iónicos de forma simultánea, y luego discernir qué parte de la corriente transmembrana se debe a que cada tipo de canal. Para satisfacer esta necesidad, este método presenta una forma de generar la curva IV de los tipos de canal individual utilizando componentes de frecuencias específicas.

Recapitulación de una curva de canal iónico IV Uso de componentes de frecuencia

Las neuronas se caracterizan primera electrofisiológica. A continuación, el citoplasma de las neuronas registradas se aspira y se somete a la transcripción reversa-PCR y análisis para detectar la expresión de ARNm para enzimas síntesis de neurotransmisores, canales iónicos y receptores.

Perfiles de voltaje de expresión del ARNm de potasio en las neuronas Canal nigral con una sola celda de RT-PCR Técnicas

Descrito aquí es un procedimiento para la obtención de largos tramos de grabación actual de un canal de iones con la técnica de patch-clamp de células-adjunto. Este método permite observar, en tiempo real, el modelo de open-close conformaciones de canales que son la base de la señal biológica. Estos datos informan acerca de las propiedades de los canales en las membranas biológicas inalteradas.

Un canal celular conectado a Patch-clamp grabación

Aquí describimos nuestra estrategia para obtener registros estables y bien aislados de una sola unidad a partir de interneuronas inhibitorias identificadas en la corteza del ratón anestesiado. Las neuronas que expresan ChR2 se identifican por su respuesta a la luz azul. El método utiliza un equipo de registro extracelular estándar y sirve como una alternativa económica a las imágenes de calcio o a los parches guiados visualmente.

Una guía para En vivo Single-unidad de grabación de Optogenetically Identificado cortical inhibitorio interneuronas

El análisis de las propiedades fisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas aún enfrenta limitaciones técnicas. Aquí los registramos a través de una pinza de parche perforada en una preparación intacta del epitelio olfativo en ratones dirigidos a genes. Esta técnica permite la caracterización de las propiedades de la membrana y las respuestas a ligandos específicos de neuronas que expresan receptores olfativos definidos.

Perforado grabación de patch-clamp de ratón neuronas sensoriales olfativas en neuroepitelio Intacto: Análisis funcional de las neuronas que expresan un odorante del receptor Identificado

Las neuronas sensoriales específicas de órganos son difíciles de identificar. El trazado rápido de azul se utiliza para identificar las neuronas nodosas que inervan las vías respiratorias para la clasificación de células. Las neuronas nodosas clasificadas se utilizan para extraer ácido ribonucleico (ARN) de alta calidad para la secuenciación. Utilizando este protocolo, se determina la expresión génica de neuronas específicas de la vía aérea.

Un método para detectar y aislar las vías aéreas que inervan las neuronas sensoriales en ratones

Aquí, describimos un enfoque fisiológico que permite la identificación y el análisis en profundidad de una población definida de neuronas sensoriales en cortes agudos de tejido coronal del órgano vomeronasal de ratón utilizando registros de patch-clamp de células completas.

Análisis fisiológico en profundidad de poblaciones de células definidas en el infarto agudo del tejido Rebanadas del ratón órgano vomeronasal

Aquí presentamos cómo exponer el ganglio geniculado de un ratón de laboratorio vivo y anestesiado y cómo usar imágenes de calcio para medir las respuestas de conjuntos de estas neuronas a los estímulos del sabor, lo que permite múltiples ensayos con diferentes estimulantes. Esto permite comparaciones en profundidad de qué neuronas responden a qué saborantes.

Imágenes de calcio in vivo de las respuestas de las neuronas ganglionares geniculadas de ratón a los estímulos del gusto

Los indicadores de calcio codificados genéticamente (GECI, por sus siglas en inglés) permiten un análisis robusto a nivel poblacional de la señalización de las neuronas sensoriales. Aquí, hemos desarrollado un enfoque novedoso que permite la visualización in vivo de GECI de la actividad de las neuronas de los ganglios trigéminos de rata.

En vivo Imágenes de calcio de las neuronas sensoriales en el ganglio trigémino de la rata

El proteasoma de membrana neuronal (NMP) se identificó recientemente en un subconjunto de neuronas somatosensoriales como un regulador clave del tacto, el dolor y la percepción de la picazón. Este artículo presenta un flujo de trabajo sólido para analizar la expresión y función de NMP específica del tipo de célula mediante clasificación celular, perfiles de transcriptoma y análisis inmunofluorescentes basados en cultivos.

Análisis específico del subtipo celular del proteasoma de membrana neuronal en neuronas somatosensoriales

Aprende a identificar neuronas sensoriales aferentes mediante marcaje retrógrado con DAI y electrofisiología de patch clamp. Este método permite estudiar los canales iónicos y sus propiedades funcionales en neuronas de ganglios de la raíz dorsal.

Identificación de poblaciones específicas de neuronas sensoriales para el estudio de los canales iónicos expresados

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